يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

الإجراءات في يحفز الزرق

12.9K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/53831

⸱

مارس 12, 2016

 ,  , 
1Department of Biological Sciences, Western Michigan University, 2Department of Biomedical Sciences, Grand Valley State University

في هذه المقالة

ملخص

تتميز < p class = 'jove_content'> الجلوكوما بتلف الخلايا العقدية الشبكية. يمكن أن يوفر إحداث الجلوكوما في النماذج الحيوانية نظرة ثاقبة لدراسة هذا المرض. هنا ، نحدد الإجراء الذي يؤدي إلى فقدان RGCs في نموذج الفئران في الجسم الحي ويوضح تحضير شبكية العين كاملة التركيب للتحليل.

الملخص

الجلوكوما هو مرض يصيب الجهاز العصبي المركزي التأثير على الخلايا الشبكية العقدة (RGCs). محاور RGC التي تشكل العصب البصري تحمل المدخلات البصرية إلى الدماغ لالإدراك البصري. الأضرار التي لحقت RGCs والمحاور التي تؤدي إلى فقدان البصر و / أو العمى. على الرغم من أن السبب المحدد الزرق غير معروف، عامل الخطر الرئيسي لهذا المرض هو ضغط العين المرتفع. إجراءات إحداث الزرق في النماذج الحيوانية هي أداة قيمة للباحثين دراسة آلية الموت RGC. هذه المعلومات يمكن أن يؤدي إلى تطوير علاجات اعصاب الفعالة التي يمكن أن تساعد في الوقاية من فقدان البصر. يصف بروتوكول في هذه الورقة وسيلة لإحداث الزرق - مثل الأوضاع في نموذج الفئران في الجسم الحي حيث يتم حقن 50 ميكرولتر من 2 M المالحة مفرط التوتر في الضفيرة الوريدية فوق الصلبة. ابيضاض الأوعية يدل على نجاح الحقن. يؤدي هذا الإجراء فقدان RGCs لمحاكاة الزرق. شهر واحد بعدحقن، يتم التضحية الحيوانات وتتم إزالة العينين. بعد ذلك، يتم إزالة القرنية، العدسة، وزجاجي لجعل فنجان العين. غير المقشر ثم شبكية العين من الجزء الخلفي من العين ويعلق على أطباق sylgard باستخدام الإبر الصبار. عند هذه النقطة، الخلايا العصبية في شبكية العين يمكن أن تكون ملطخة لتحليلها. وتظهر النتائج من هذا المعمل أن ما يقرب من 25٪ من RGCs فقدت خلال شهر واحد من إجراء بالمقارنة مع الضوابط الداخلية. يسمح هذا الإجراء للتحليل الكمي من شبكية العين موت الخلايا العقدية في الجسم الحي في الفئران نموذج الزرق.

المقدمة

الزرق هو مجموعة من الأمراض التي تؤثر على العين الخلايا العصبية في شبكية العين، وتحديدا، فإن خلايا الشبكية العقدة 1-2. المحاور من هذه الخلايا تلتقي ليصبح العصب البصري تحمل المعلومات البصرية إلى الدماغ حيث ينظر الرؤية. وبالتالي الأضرار التي لحقت RGCs والمحاور التي تسبب العيوب البصرية.

الخصائص الأساسية المرتبطة بالاضطرابات الجلوكوما هي RGC الضمور والموت، وزيادة ضغط العين (IOP)، والحجامة القرص البصري وضمور. هذه الميزات تؤدي إلى فقدان البصر أو كامل، والعمى لا رجعة فيه. حاليا، وقد تسبب العمى الزرق في 70 مليون شخص في جميع أنحاء العالم 3. على هذا النحو، هو ثالث أكبر سبب في العالم للعمى 4.

الآلية الدقيقة للوفاة RGC في الزرق لا تزال مجهولة. تم إجراء الكثير من البحوث إلى فك لغز. ومن المعروف، مع ذلك، أن عامل الخطر الرئيسي للزرق هو زيادة طن ضغط العين بسبب الدورة الدموية وعدم انتظام الخلط المائي (ه) في الغرفة الأمامية للعين. يعمل ه كبديل شفاف وعديم اللون للدم في الغرفة الأمامية اوعائية من العين. انها تغذي الخلايا المحيطة، ويزيل النفايات يفرز من عمليات التمثيل الغذائي والنقل الناقلات العصبية، ويسمح بتداول المخدرات وخلايا التهابية داخل العين أثناء الحالات المرضية 1.

صيانة تداول الخلط المائي ينطوي على الجسم الهدبي والشبكة التربيقية. ويتم إنتاج الخلط المائي من الجسم الهدبي. ومن ثم يصب في الغرفة الأمامية للحفاظ على الصحة العامة للأنسجة العين. ويفرز 80٪ من تدفق الخلط المائي بنشاط من خلال ظهارة الهدبية غير صباغية عندما يتم تصفية السوائل من خلال ثلاث طبقات من الأنسجة الاسفنجية في العضلة الهدبية - 75. مخارج السوائل من خلال شبكه التربيقية ومن خلال قناة شليم التي استباقالمنشأ في نظام الدم 5. وتبقى 20 - 25٪ من تدفق تتجاوز الشبكة التربيقية ويفرز بشكل سلبي الترشيح الفائق ونشرها من خلال مسار-uveo صلبوي. يبدو أن هذا الطريق إلى أن تكون مستقلة نسبيا من ضغط العين 1.

عندما إنتاج الخلط المائي وتدفق هم من التوازن، ويبني الضغط داخل العين. وكما ذكر، فإن هذه الزيادة في ضغط العين هو عامل الخطر الرئيسي في تطوير الزرق. يتسبب هذا الضغط الأضرار التي لحقت طبقات معقدة من الخلايا العصبية في الشبكية في الجزء الخلفي من العين. الأضرار التي لحقت محاور الخلايا الشبكية العقدة من العصب البصري يتسبب في الدماغ للم تعد تتلقى المعلومات البصرية دقيقة. ونتيجة لذلك، فقد تصور الرؤية ويمكن أن يحدث العمى الكامل.

حتى الآن، لا يوجد علاج لزرق. توجد طرق العلاج المختلفة التي تهدف في المقام الأول إلى تقليل الضغط داخل العين. وتشمل هذه الموضعيةدروس الأدوية مثل حاصرات مستقبلات هرمون التوتر beta1، أو نظائرها البروستاغلاندين الموضعية. حاصرات بيتا تقلل من ضغط العين عن طريق تقليل إنتاج الخلط المائي 7. تعمل البروستاجلاندين للحد من IOP عن طريق زيادة تدفق الخلط المائي 8-14. تستخدم ألفا مستقبلات هرمون التوتر ومثبطات الأنهيدراز الكربونيك أيضا أساليب الثانوية من العلاج. ألفا مستقبلات هرمون التوتر زيادة تدفق من خلال مسار uveoscleral 15-17. مثبطات الأنهيدراز الكربونيك تقلل من إنتاج ه عن طريق تثبيط الأنزيمي 18. بكثير كما يجري استخدام إجراءات أكثر الغازية لعلاج الجلوكوما. ويستخدم الليزر رأب التربيق لزيادة تدفق الخلط المائي 19. العلاج الجراحي آخر، دعا trabeculectomy، ويخلق الموقع الصرف بديل لتصفية ه عندما يتم حظر مسار تربيقية التقليدي 20-21.

من المعروف أن هذه خيارات العلاج لممثل المؤسسةectively تقليل الضغط داخل المقلة. ومع ذلك، ما يصل إلى 40٪ من المرضى الزرق تظهر مستويات IOP العادية مما يدل على الحاجة إلى أساليب علاجية أكثر اكتمالا. 22،23 بالإضافة إلى ذلك، في شبكية العين موت الخلايا العقدية ينظر في الزرق لا رجعة فيه بمجرد أن يبدأ والعلاجات الحالية لا تتوقف تطور المرض 24-28. وقد أبرزت هذه الحاجة لعلاجات اعصاب الفعالة التي تستهدف بقاء الخلايا العصبية نفسها. تطوير نماذج الزرق أمر حاسم لهذا التطور.

في هذه الدراسة تظاهرنا وسيلة لإحداث آثار مثل الزرق في الفئران طويل ايفانز البالغين باستخدام إجراء تعديل المبينة في الأصل من قبل موريسون (29). في هذا الإجراء، والحقن من 2 M المالحة مفرط التوتر في الضفيرة الوريدية فوق الصلبة تحرض ظروف شبيهة الزرق التي تندب أنسجة للحد من تدفق مائي النكتة في الشبكة التربيقية مما يؤدي إلى زيادة في ضغط العين وخسارة كبيرة من RGCs ثithin شهر واحد من إجراء 30-31. إجراءات إحداث الزرق، مثل تلك المذكورة هنا، قد يكون المفتاح لفتح التطورات الجديدة في علاج الجلوكوما.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وكانت جميع الإجراءات باستخدام المواد الحيوانية وفقا لمعايير معهد رعاية الحيوان واللجنة الاستخدام (IACUC) في جامعة ميشيغان الغربية.

1. الحيوانات

  1. استخدام الذكور والإناث الفئران 3 أشهر من العمر في هذه الدراسة.
  2. حافظ على الحيوانات في 12 ساعة دورة الضوء / الظلام مع حرية الوصول إلى الغذاء والماء.

2. إعداد كوكتيل KAX للتخدير الحيوان

  1. حل 50 ملغ من زيلازين (20 ملغ / مل) في 5 مل الكيتامين (100 ملغ / مل) مع 1 مل آسيبرومازين (10 ملغ / مل) و 3 مل من الماء المقطر. تخلط جيدا.
  2. تعقيم مع فلتر حقنة وتخزين هذا الحل في زجاجة المصل 10 مل.

3. KAX حقن

  1. وزن الحيوان (ز) والعودة إلى القفص لتصبح جاهزة للحقن.
  2. ضخ 0.1 مل KAX / 100 غرام من وزن الجسم الحيوان البريتونى، وذلك باستخدام حقنة 1 مل الانسولين مع إبرة 28 G.
  3. السماحللحيوان ليصبح فاقدا للوعي. تحقق ردود الفعل من قبل معسر القدمين والذيل.
  4. إبقاء جميع الحيوانات بأمان في المختبر لمدة الجراحة.
  5. بعد الجراحة، محل الحيوانات في أقفاصها والحفاظ على راحة في RT حتى استعاد وعيه. العودة فقط الحيوانات إلى منشأة الحيوان عندما توقظ الحيوانات واستئناف السلوك العادي.

4. التحضير للجراحة والجمعية إبرة مجهرية

  1. جعل العقيمة 2 M كلوريد الصوديوم الحل.
  2. استخدام مجتذب مسرى مكروي (الشكل 1C) لسحب واحد 0.86 مم القطر الداخلي معيار مصقول الثقيلة ورقيقة أنبوب البورسليكات الجدران إلى قسمين microneedles زجاج مدبب ناعما (1D الشكل، الشكل 1E).
  3. ردم إبرة مجهرية واحدة من الخطوة السابقة مع 2 M المالحة باستخدام إبرة حقنة الردم وحقنة 1 مل (الشكل 1B). الاستفادة من فقاعات الهواء من طرف القطب.
  4. ملء الثانية حقنة 1 مل مع 2 Mكلوريد الصوديوم. توصيل إبرة G 18 ثم إرفاق طول (حوالي 10 بوصة) من البولي ايثلين أنابيب (الشكل 1A). استخدام المكبس حقنة لملء أنابيب البولي ايثيلين مع المياه المالحة من خلال إبرة.
  5. عندما تمتلئ كل من إبرة مجهرية وأنابيب مع المياه المالحة، وربط بعناية الاثنين. القضاء على أي الهواء في اتصال بينهما (الشكل 2).
  6. شطبة ناعما غيض من إبرة مجهرية عن طريق كشط أنها خفيفة جدا ضد حبة منشفة ورقية بالطبع.
  7. تحقق مقاومة إبرة مجهرية عن طريق دفع بلطف الغواص على حقنة حتى تيار غرامة السائل يمكن أن ينظر إليه على منشفة ورقية. يجب أن يكون تيار السائل لا تزيد اتساعا عن 0.5 مم.

5. إعداد الحيوان

  1. تطبيق 1-2 قطرات مخدر موضعي لالقرنية (بروباراكايين هيدروكلوريد العيون الحل، جامعة جنوب المحيط الهادئ، 0.5٪). انتظر حتى لا يحدث أي رد فعل العين.
  2. تقليم شعيرات مع مقص.
  3. Saturate قضيب من القطن طرف مع حل betadine ومنطقة مسحة حول العين التجريبية.
  4. باستخدام المجهر، ونعلق مرقئ لكبح الجفن السفلي لانتفاخ العين، وفضح الوريد فوق الصلبة وتقييد حركة العين. (الشكل 3، رأس السهم)

6. يحفز الزرق المالحة حقن

  1. عندما يتم إعداد التجمع إبرة مجهرية والحيوان، ويبدأ الحقن.
  2. عندما يتم تأكيد هذا الحيوان أن لا تستجيب لقرصة قدم / الذيل، ويخترق بعناية الوريد فوق الصلبة مع إبرة مجهرية التي تأتي في زاوية منخفضة بين 10 و 20 درجة إلى الوريد (الشكل 3، السهم الأبيض). وثقب ناجحة في الوريد هو واضح عندما يدخل الدم غيض من إبرة مجهرية (الشكل 3، السهم الأسود).
  3. ببطء ويدويا ضخ ما يقرب من 50 المالحة ميكرولتر في الوريد. وهذا ينبغي أن يستغرق حوالي 10 ثانية. الأوردة سوف بلانش الأبيض والملح يدور ترولاف الأوعية الدموية (الشكل 4، رأس السهم). بعض المناطق من الحفاظ على مظهر الدم الحمراء (الشكل 4، السهم).
    1. إجراء الحقنة الثانية في الوريد، المقابل للموقع لأول مرة، لضمان الضرر الشبكية شامل لالشبكية طبقة الخلايا العقدية كاملة.
      ملاحظة: في غضون دقائق، وينبغي للمرء أن يرى مظهر غائم واضح من خلال قزحية العين كما يدور الملح من خلال نظام الأوعية الدموية.
  4. ترك العين المعاكس دون علاج لاستخدامها كعامل الرقابة الداخلية.

7. استعادة الحيوان

  1. إزالة مرقئ.
  2. استخدام قضيب من القطن لتطبيق مرهم مضاد حيوي الثلاثي (باسيتراسين الزنك وكبريتات النيوميسين، polymysin ب كبريتات) إلى الموقع فرضت من قبل مرقئ ومواقع الحقن. لا يحدث تلف الأنسجة حول العين باستخدام مرقئ.
  3. > وضع تخدير الحيوانات في أقفاصها على تعميم بطانية المياه الدافئة إلى السابقانخفاض حرارة الجسم الأنف والحنجرة. إبقاء الحيوانات تحت الملاحظة حتى استعاد وعيه والسلوك العادي. نقل الحيوانات مستيقظا إلى مستعمرة الحيوانية. تبقى الحيوانات في المستعمرة حتى وقت التضحية.

8. التضحية الحيوانية وإزالة الشبكية

  1. شهر واحد بعد إجراء للحث على الزرق، يصرح باستخدامها الحيوانات CO 2 الخنق وثقب الصدري الثانوي.
    1. وضع الحيوان في غرفة ووضع غطاء على بأمان.
    2. فتح CO 2 ومنظم الغاز صمامات للسماح حجم 20٪ / دقيقة CO 2 تهجير الأكسجين في الغرفة.
    3. السماح أربعة إلى 5 دقائق للحيوان أن تنتهي.
    4. إيقاف كل من الصمامات.
    5. إزالة الحيوان من الغرفة وإجراء البزل الصدري الثانوي مع مشرط معقم.
  2. بعد القتل الرحيم، واستخدام مشرط لقطع النسيج الضام في تجويف المداري المحيطة بالعين، باينانوغرام الحرص على عدم قطع في مقلة العين نفسها.
  3. بعناية استخدام مقص الحافة المنحنية لقطع العصب البصري وأي نوع من الأنسجة المتبقية لاستخراج مقلة العين سليمة. وضع مقلة العين المستخرجة في 60 ملم × 15 ملم طبق بتري المتاح معقمة تحتوي على برنامج تلفزيوني جديد.
  4. تقديم فنجان العين من مقلة العين. للقيام بذلك، وجعل شق صغير مع مشرط الخلفي فقط من الحدود بين القزحية والصلبة. اتبع هذا الشق حول محيط العين مع مقص الربيع صغيرة لإزالة نصف الكرة القرنية من مقلة العين. نصف الكرة متصلا العصب البصري لا يزال قائما.
  5. العثور على وردي / شبكية العين البيج رقيقة جدا داخل فنجان العين من الحيوان الموت الرحيم. عقد طبقة الصباغية في شبكية العين مع ملقط أضعفت لتحقيق الاستقرار في فنجان العين. استخدام زوج آخر من ملقط مغلقة لندف بلطف جدا الشبكية سليمة كلها الخروج من الجزء الخلفي من العين. تجنب معسر، سحب، أو الجر شبكية العين مباشرة.
  6. استخدام مقص الربيع صغيرة لقطعالمنطقة التي لا تزال تعلق العصب البصري لشبكية العين.
  7. يجب التأكد من قطع أي الظهارة الصبغية المتبقية أو الأنسجة الصلبة من شبكية العين.
  8. باستخدام ماصة نقل، ونقل بلطف جدا الشبكية معزولة إلى sylgard نظيفة المغلفة 35 ملم × 10 ملم طبق بتري تحتوي على برنامج تلفزيوني جديد.

9. إعداد كامل جبل الشبكية

  1. مرة واحدة في صحن sylgard، واستخدام الملقط والإبرة الصبار واحد دبوس الشبكية في مكانها. الحفاظ على طبقة الخلايا العقدية للشبكية مواجهة والعصب البصري إلى أسفل. شكل نصف كروي شبكية العين هو ملحوظ حتى بعد التثبيت. فإن انحناء شبكية العين حليقة نحو السقف عندما طبقة الخلايا العقدية للشبكية هي في الاتجاه المطلوب.
  2. استخدام مقص صغير لقطع شبكية العين إلى أربعة أجزاء، مما يجعل شكل أربع أوراق البرسيم يشع من رأس العصب البصري.
  3. دبوس الأرباع من شبكية العين مع الإبر الصبار إضافية لجعل شبكية العين شقة الإمكان withoالتحرير التوتر (الشكل 5).
  4. إصلاح شبكية العين معلقة في طبق sylgard مع 3 مل من 4٪ لامتصاص العرق O / N في RT.

10. تلوين الأجسام المضادة من شبكية العين

ملاحظة: شبكية العين وصمة عار ثابتة مع الأجسام المضادة الأولية والثانوية للعرض الخلايا العصبية في شبكية العين (الشكل 6).

  1. شطف الثابتة وشبكية العين، شنت مسطحة ثلاث مرات لمدة 2 دقيقة لكل منهما في برنامج تلفزيوني.
  2. Permeabilize شبكية العين مع 1٪ تريتون X-100 مع 1٪ مصل بقري جنيني في برنامج تلفزيوني لمدة 60 دقيقة.
  3. شطف شبكية العين ثلاث مرات، 2 دقيقة لكل منهما، في برنامج تلفزيوني.
  4. شطف مرتين مع 0.1٪ تريتون X-100 في برنامج تلفزيوني، 5 دقائق لكل يغسل.
  5. شطف مرتين مع برنامج تلفزيوني، 5 دقائق لكل يغسل.
  6. احتضان مع 1٪ تريتون X-100 و 1٪ مصل بقري جنيني في برنامج تلفزيوني على RT لمدة 45 دقيقة.
  7. شطف مرتين مع 0.1٪ تريتون X-100 في برنامج تلفزيوني، 5 دقائق لكل يغسل.
  8. شطف مرتين مع برنامج تلفزيوني، 5 دقائق لكل يغسل.
  9. احتضان كل شبكية العين في 3 مل 1٪ مصل بقري جنيني في برنامج تلفزيونيمع الماوس المنقى مكافحة الفئران CD90 / الماوس CD90.1 (1: 300 تمييع) O / N في RT.
  10. شطف شبكية العين مرة واحدة مع 0.1٪ تريتون X-100 في برنامج تلفزيوني لمدة 5 دقائق.
  11. شطف مرتين مع برنامج تلفزيوني، 5 دقائق لكل يغسل.
  12. احتضان كل شبكية العين في 3 مل برنامج تلفزيوني (أي FBS) مع الثانوية اليكسا فلور 594 الماعز المضادة للماوس مفتش (1: 300) O / N في RT.
  13. غسل شبكية العين مع برنامج تلفزيوني تحرري.
  14. باستخدام مجهر تشريح، وإزالة بعناية الإبر الصبار من شبكية العين.
  15. نقل بلطف شبكية العين على الشرائح المجهر مع ماصة نقل. تأكد من الحفاظ على التوجه مع الشبكية طبقة الخلايا العقدية التي تواجه إلى السقف. شكل نصف كروي شبكية العين هو ملحوظ حتى بعد التثبيت. فإن انحناء شبكية العين حليقة نحو السقف عندما طبقة الخلايا العقدية للشبكية هي في الاتجاه المطلوب.
  16. استيعاب أي برنامج تلفزيوني الزائد مع KimWipe أو غيرها من المواد الماصة. يجب الحرص على عدم استيعاب شبكية العين.
  17. إضافة 5 قطرات من الجلسرين ونصف و½ برنامج تلفزيوني من وزنها كما صباحاوسائل الإعلام ounting.
  18. تغطية شبكية العين مع ساترة، وتجنب فقاعات الهواء.
  19. ساترة آمنة باستخدام طلاء الأظافر واضحة، والغراء، أو غيرها من المواد اللاصقة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يوضح هذا القسم مكونات الأجهزة والإجراءات المستخدمة للحث على ظروف شبيهة الزرق في الجسم الحي في الفئران نموذج الزرق. نقدم لك مجموعة من الأدوات الفردية والمعدات المستخدمة لإجراء الحقن بالمحلول الملحي مفرط التوتر الذي يسبب زيادة في ضغط العين. نقدم لك مجموعة من الحقن في الضفيرة الوريدية فوق الصلبة مع تأثيره ابيضاض مميزة وظهور غائم من الغرفة الأمامية أن ينتج. نحن أيضا وصف عملية إزالة شبكية العين وتصاعد للشقة لتحليل RGCs المفقودة. وأخيرا، نقدم لك...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يصف هذا البروتوكول وسيلة لإحداث ظروف شبيهة الزرق في الجسم الحي في نموذج الفئران. يستخدم هذا الإجراء حقن محلول ملحي مفرط التوتر للحث على تندب في الشبكة التربيقية 29، 32. تطوير ندبا تسبب انسداد تدفق الخلط المائي مما يزيد الضغط في الغرفة الأمامية. مع انخفاض تدفق وضغط تتراكم، عدسة علق من الأربطة المطاطية يدفع مرة أخرى في غرفة زجاجي. ثم يطبق النكتة الزجاجي الضغط على شبكية العين إتلاف الخلايا العصبية للشبكية الهشة. وتشير نتائجنا باستخدام هذا الإجراء أن أعداد الخلايا ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين مصالح متضاربة أو متضاربة للإفصاح عنها.

شكر وتقدير

C. Linn مدعوم بمنحة من المعاهد الوطنية للصحة (NIH NEI EY022795).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
زيلازين هيدروكلوريد ، 99٪سيجما كحد أدنى ،في علوم الحياة X1251-1G
، USP ، 100 مجم / مل & nbsp ؛Putney، IncNDC 26637-411-01زجاجة 10 مل
Acepromazine Maleate ، 10 مجم / ملPhoenix Pharmaceutical، IncNDC 57319-447-04 ، 670008L-03-0408زجاجة 50 مل
زجاجة مصل ، 10 ملVWR16171319زجاج البورسليكات
1 مل حقنة الأنسولين   ؛VWRBD32941028 G إبرة 
كلوريد الصوديومسيجما S76532 M الحل 
مجتذب القطب الكهربائي الدقيق Narishige GroupPP-830
أنابيب البورسليكات القياسية المصقولة الثقيلة والرقيقة الجدران  أدوات سوترB150-86-10HPبدون خيوط ، 0.86 مم
إبرة حقنة ميكروفيل لملء الماصات الدقيقةالعالمية للأدوات الدقيقة ، IncMF28G
18 مقياس إبرة Luer-Lockإبرة فيشر 1130421 العلمية
البولي إيثيلين المرنةفيشر Scientific220469410.034 بوصة ، حوالي 10 بوصات & nbsp ؛
بصري بروباراكايين هيدروكلوريد ، USP ، 0.5٪Akorn، IncNDC 17478-263-12زجاجة معقمة 15 مل   ؛
العلوم الدقيقة المقص المنحني14061-11
المجهرLeica StereoZoom 4
Hemostat Clamp أدوات العلومالدقيقة 1310912منحنية
مرهم المضادات الحيوية الثلاثية  NC0664481علمي
مشرط مقبضأدوات العلوم الدقيقة 10004-13
شفرة مشرط #11أدوات العلوم الدقيقة 10011-00
60 مم × 15 مم طبق بتري يمكن التخلصمنه VWR351007
فوسفات مخزن محلول ملحي 10x مركزسيجما ، علوم الحياة   ؛P7059-1L1x تخفيف  
مقص الربيعأدوات العلوم الدقيقة 15009-08
ملقط (2) ، Dumont # 5Fine ScienceTools 11251-30
3 مل ماصات نقل ، بولي إيثيلين ، غير معقمةBD Biosciences357524 أو 52947-9481 و 2 مل تخرج
35 مم × 10 مم طبق بتري سهل الإمساك   ؛BD Biosciences351008
Sylgard 184VWR102092-312
Cactus Needles
ParaformaldehydeEMD Millipore PX0055-3 أو 818715.0100مصنوع في حل 4٪   ؛
Triton X-100Sigma T9284-100 ملمصنوع في محلول 1٪ و 0.1٪   ؛
مصل الأبقار الجنينية Atlanta BiologicalS11150500 مل
ماوس منقى مضاد للفئران CD90 / ماوس CD90.1BD PharmingenCat 5548921:300 تخفيف   ؛
Alexa Fluor 594 الماعز المضاد للفأر لايف تكنولوجيز A110051:300 تخفيف 
المجهرCorning 2948-75x25
الجلسرين سيجما G5516-100 ml 50٪ جلسرين إلى 50٪ PBS ، حسب الوزن   ؛
Coverglass كورنينج 2975-225سمك 1 22 × 50 مم  
مجهر متحد البؤرنيكون C2 اكليبس تي
حقن هيدروكلوريد الكيتامين أنابيب قطر محلول أدوات حافة فيشر شرائح

المراجع

  1. Goel, M., Picciani, R. G., Lee, R. K., Bhattacharya, S. K. Aqueous Humor Dynamics: A Review. Open Ophthalmol. J. 4, 52-59 (2010).
  2. Thylefors, B., Negrel, A. D. The global impact of glaucoma. Bull. World Health Organ. 72 (3), 323-326 (1994).
  3. Thylefors, B., Negrel, A. D., Pararajasegaram, R., Dadzie, K. Y. Global data on blindness. Bull. World Health Organ. 73 (1), 115-121 (1995).
  4. Roodhooft, J. M. Leading causes of blindness worldwide. Bull Soc. Belge. Ophtalmol. 283, 19-25 (2002).
  5. Sacca, S., Pulliero, A., Izzotti, A. The Dysfunction of the Trabecular Meshwork During Glaucoma Course. J. Cell. Physiol. 230 (3), 510-525 (2014).
  6. McKinnon, S. J., Goldberg, L. D., Peeple, P., Walt, J. G., Bramley, T. J. Current Management of Glaucoma and the Need for Complete Therapy. Am. J. Manag. Care. 14 (1 Suppl), S20-S27 (2008).
  7. Lee, D. A., Higginbotham, E. J. Glaucoma and its treatment: a review. Am. J. Health Syst. Pharm. 62, 691-699 (2005).
  8. Brandt, J. D., Vandenburgh, A. M., Chen, K., Whitcup, S. M. Bimatoprost Study Group. Comparison of once- or twice-daily bimatoprost with twice-daily timolol in patients with elevated IOP: a 3-month clinical trial. Ophthalmology. 108, 1023-1031 (2001).
  9. Camras, C. B. Comparison of latanoprost and timolol in patients with ocular hypertension and glaucoma: a six-month masked, multicenter trial in the United States. The United States Latanoprost Study Group. Ophthalmology. 103, 138-147 (1996).
  10. Netland, P. A., et al. Travoprost compared with latanoprost and timolol in patients with open-angle glaucoma or ocular hypertension. Am. J. Ophthalmol. 132, 472-484 (2001).
  11. Sherwood, M., Brandt, J. Bimatoprost Study Groups 1 and 2. Six-month comparison of bimatoprost once-daily and twice-daily with timolol twice-daily in patients with elevated intraocular pressure. Surv. Ophthalmol. 45 (Suppl 4), S361-S368 (2001).
  12. Watson, P., Stjernschantz, J. A six-month, randomized, double-masked study comparing latanoprost with timolol in open-angle glaucoma and ocular hypertension. The Latanoprost Study Group. Ophthalmology. 103, 126-137 (1996).
  13. Hedman, K., Alm, A., Gross, R. L. Pooled-data analysis of three randomized double-masked, six-month studies comparing intraocular pressure-reducing effects of latanoprost and timolol in patients with ocular hypertension. J. Glaucoma. 12 (6), 463-465 (2003).
  14. Schumer, R. A., Podos, S. M. The nerve of glaucoma! Arch. Ophthalmol. 112, 37-44 (1994).
  15. Tsai, J. C., Chang, H. W. Comparison of the effects of brimonidine 0.2% and timolol 0.5% on retinal nerve fiber layer thickness in ocular hypertensive patients: a prospective, unmasked study. J. Ocul. Pharmacol. Ther. 21 (6), 475-482 (2005).
  16. Wilhelm, B., Ludtke, H., Wilhelm, H. The BRAION Study Group. Efficacy and tolerability of 0.2% brimonidine tartrate for the treatment of acute non-arteritic anterior ischemic optic neuropathy (NAION): a 3-month, double-masked, randomised, placebo-controlled trial. Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 244, 551-558 (2006).
  17. Fazzone, H. E., Kupersmith, M. J., Leibmann, J. Does topical brimonidine tartrate help NAION? Br. J. Ophthalmol. 87, 1193-1194 (2003).
  18. Harris, A., Arend, O., Kagemann, L., Garrett, M., Chung, H. S., Martin, B. Dorzolamide, visual function and ocular hemodynamics in normal-tension glaucoma. J. Ocul. Pharmacol. Ther. 15, 189-197 (1999).
  19. Leahy, K. E., White, A. J. Selective laser trabeculoplasty: current perspectives. Clin. Ophthalmol. 11 (9), 833-841 (2015).
  20. Nesaratnam, N., Sarkies, N., Martin, K. R., Shahid, H. Pre-operative intraocular pressure does not influence outcome of trabeculectomy surgery: a retrospective cohort study. BMC Ophthalmol. 15 (1), 17(2015).
  21. Cairns, J. E. Trabeculectomy. Preliminary report of a new method. Am. J. Ophthalmol. 66 (4), 673-679 (1968).
  22. Cheng, J. W., Cai, J. P., Wei, R. L. Meta-analysis of medical intervention for normal tension glaucoma. Ophthalomology. 116 (7), 1243-1249 (2009).
  23. Dielmans, I., Vingerling, J. R., Wolfs, R. C. W., Hofman, A., Grobbee, D. E., deJong, P. T. V. M. The prevalence of primary open-angle glaucoma in a population based study in The Netherlands: the Rotterdam Study. Ophthalmology. 101, 1851-1855 (1994).
  24. Lichter, P. R., et al. Interim clinical outcomes in the Collaborative Initial Glaucoma Treatment Study comparing initial treatment randomized to medications or surgery. Ophthalmology. 108 (11), 1943-1953 (2001).
  25. Heijl, A., et al. Reduction of intraocular pressure and glaucoma progression: results from the Early Manifest Glaucoma Trial. Arch. Ophthalmol. 120 (10), 1268-1279 (2002).
  26. Kass, M. A., et al. The Ocular Hypertension Treatment Study: a randomized trial determines that topical ocular hypotensive medication delays or prevents the onset of primary open-angle glaucoma. Arch. Ophthalmol. 120 (6), 701-713 (2002).
  27. Beidoe, G., Mousa, S. A. Current primary open-angle glaucoma treatments and future directions. Clin. Ophthalmol. 6, 1699-1707 (2012).
  28. Jeong, J. H., Park, K. H., Jeoung, J. W., Kim, D. M. Preperimetric normal tension glaucoma study: long-term clinical course and effect of therapeutic lowering of intraocular pressure. Acta. Ophthalmol. 92 (3), e185-e193 (2014).
  29. Morrison, J. C., Moore, C. G., Deppmeier, L. M., Gold, B. G., Meshul, C. K., Johnson, E. C. A Rat Model of Chronic Pressure-Induced Optic Nerve Damage. Exp. Eye Res. 64 (1), 85-96 (1997).
  30. Morrison, J. C., Johnson, E., Cepurna, W. O. Rat Models for Glaucoma Research. Prog. Brain Res. 173, 285-301 (2008).
  31. Iwamoto, K., Birkholz, P., Schipper, A., Mata, D., Linn, D. M., Linn, C. L. A Nicotinic Acetylcholine Receptor Agonist Prevents Loss of Retinal Ganglion Cells in a Glaucoma Model. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 55 (2), 1078-1087 (2014).
  32. Morrison, J. C., Fraunfelder, F. W., Milne, S. T., Moore, C. G. Limbal Microvasculature of the Rat Eye. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 36 (3), 751-756 (1995).
  33. McKinnon, S. J., Schlamp, C. L., Nickells, R. W. Mouse Models of Retinal Ganglion Cell Death and Glaucoma. Exp. Eye Res. 88 (4), 816-824 (2009).
  34. Maass, A., et al. Assessment of Rat and Mouse RGC Apoptosis Imaging in Vivo with Different Scanning Laser Ophthalmoscopes. Curr. Eye Res. 32 (10), 851-861 (2007).
  35. Li, Y., Schlamp, C. L., Nickells, R. W. Experimental induction of retinal ganglion cell death in adult mice. Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. 40 (5), 1004-1008 (1999).
  36. Gross, R. L., et al. A mouse model of elevated intraocular pressure: retina and optic nerve findings. Trans. Am. Ophthalmol. Soc. 101, 163-171 (2003).
  37. Cenni, M. C., Bonfanti, L., Martinou, J. C., Ratto, G. M., Strettoi, E., Maffei, L. Long-term survival of retinal ganglion cells following optic nerve section in adult bcl-2 transgenic mice. Eur. J. Neurosci. 8 (8), 1735-1745 (1996).
  38. Templeton, J. P., Geisert, E. E. A practical approach to optic nerve crush in the mouse. Mol. Vis. 18, 2147-2152 (2012).
  39. Schlamp, C. L., Johnson, E. C., Li, Y., Morrison, J. C., Nickells, R. W. Changes in Thy1 gene expression associated with damaged retinal ganglion cells. Mol. Vis. 7, 192-201 (2001).
  40. Libby, R. T., et al. Susceptibility to neurodegeneration in a glaucoma is modified by Bax gene dosage. PLoS Genet. 1, 17-26 (2005).
  41. Yang, Z., et al. Changes in gene expression in experimental glaucoma and optic nerve transection: the equilibrium between protective and detrimental mechanisms. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 48 (12), 5539-5548 (2007).
  42. Huang, W., Fileta, J., Guo, Y., Grosskreutz, C. L. Downregulation of Thy1 in retinal ganglion cells in experimental glaucoma. Curr. Eye Res. 31 (3), 265-271 (2006).
  43. Smedowski, A., Pietrucha-Dutczak, M., Kaarniranta, K., Lewin-Kowalik, J. A rat experimental model of glaucoma incorporating rapid-onset elevation of intraocular pressure. Sci. Rep. 4, 1-11 (2014).
  44. Cone, F. E., Gelman, S. E., Son, J. L., Pease, M. E., Quigley, H. A. Differential susceptibility to experimental glaucoma among 3 mouse strains using bead and viscoelastic injection. Exp. Eye Res. 91 (3), 415-424 (2010).
  45. Pease, M. E., Cone, F. E., Gelman, S., Son, J. L., Quigley, H. A. Calibration of the TonoLab tonometer in mice with spontaneous or experimental glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 52 (2), 858-864 (2011).
  46. Cone, F. E., et al. The effects of anesthesia, mouse strain and age on intraocular pressure and an improved murine model of experimental glaucoma. Exp. Eye Res. 99, 27-35 (2012).
  47. Frankfort, B. J., et al. Elevated intraocular pressure causes inner retinal dysfunction before cell loss in a mouse model of experimental glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 54 (1), 762-770 (2013).
  48. Sappington, R. M., Carlson, B. J., Crish, S. D., Calkins, D. J. The microbead occlusion model: a paradigm for induced ocular hypertension in rats and mice. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 51 (1), 207-216 (2010).
  49. Kalesnykas, G., et al. Retinal ganglion cell morphology after optic nerve crush and experimental glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 53 (7), 3847-3857 (2012).
  50. Cone-Kimball, E., et al. Scleral structural alterations associated with chronic experimental intraocular pressure elevation in mice. Mol. Vis. 19, 2023-2039 (2013).
  51. Samsel, P. A., Kisiswa, L., Erichsen, J. T., Cross, S. D., Morgan, J. E. A novel method for the induction of experimental glaucoma using magnetic microspheres. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 52 (3), 1671-1675 (2011).
  52. WoldeMussie, E., Ruiz, G., Wijono, M., Wheeler, L. A. Neuroprotection of retinal ganglion cells by brimonidine in rats with laser-induced chronic ocular hypertension. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 42 (12), 2849-2855 (2001).
  53. Garcia-Valenzuela, E., Shareef, S., Walsh, J., Sharma, S. C. Programmed cell death of retinal ganglion cells during experimental glaucoma. Exp. Eye Res. 61 (1), 33-44 (1995).
  54. Aihara, M., Lindsey, J. D., Weinreb, R. N. Experimental mouse ocular hypertension: establishment of the model. Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. 44 (10), 4314-4320 (2003).
  55. Ji, J., et al. Effects of elevated intraocular pressure on mouse retinal ganglion cells. Vision Res. 45 (2), 169-179 (2005).
  56. Flammer, J., et al. The eye and the heart. Eur. Heart J. 34 (17), 1270-1278 (2013).
  57. Gugleta, K., et al. Association between risk factors and glaucomatous damage in untreated primary open-angle glaucoma. J. Glaucoma. 22 (6), 501-505 (2013).
  58. Mozaffarieh, M., Flammer, J. New insights in the pathogenesis and treatment of normal tension glaucoma. Curr. Opin. Pharmacol. 13 (1), 43-49 (2013).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

نموذج الجلوكوماخلايا العقدة الشبكيةالحقن في الوريد فوق الصلبةمحلول ملحي عالي التوترتحليل فقدان خلايا العقدة الشبكيةتحضير الإبر الدقيقةعزل كوب العينتثبيت الشبكيةصبغ الكيمياء النسيجية المناعية
الإجراءات في يحفز الزرق
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.