تصف هذه المخطوطة استخدام سلالة مضيئة بيولوجيا من المثقبيات الأفريقية لتمكين تتبع العدوى في المرحلة المتأخرة وتوضح كيف يمكن استخدام التصوير الحي في الجسم الحي لتصور الالتهابات داخل الجهاز العصبي المركزي في الوقت الفعلي.
يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية
مقالة منهجية
تلألؤ بيولوجي التصوير لكشف العدوى المرحلة المتأخرة من داء المثقبيات الأفريقي
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
داء المثقبيات الأفريقي البشري (HAT) هو مرض متعدد المراحل يتجلى على مرحلتين ؛ مرحلة دم مبكرة ومرحلة متأخرة عندما يغزو الطفيلي الجهاز العصبي المركزي (CNS). كانت دراسة المرحلة المتأخرة في الجسم الحي محدودة حيث تتطلب المنهجيات التقليدية إزالة الدماغ لتحديد وجود الطفيليات.
تصوير التلألؤ البيولوجي هو شكل غير جراحي وشديد الحساسية من التصوير البصري الذي يتيح تصور مسببات الأمراض المنقولة باللوسيفيراز في الوقت الفعلي. باستخدام سلالة المثقبيات المنقولة التي لديها القدرة على إنتاج مرض في المرحلة المتأخرة في الفئران ، يمكننا دراسة حركية عدوى الجهاز العصبي المركزي في واحد طوال فترة العدوى ، بالإضافة إلى مراقبة حركة وانتشار العدوى الجهازية.
نصف هنا بروتوكولا قويا لدراسة عدوى الجهاز العصبي المركزي باستخدام نموذج التلألؤ البيولوجي لداء المثقبيات الأفريقي ، مما يوفر ملاحظات غير جراحية في الوقت الفعلي يمكن تحليلها بشكل أكبر باستخدام مناهج اختيارية في اتجاه مجرى النهر.
المقدمة
داء المثقبيات الأفريقي البشري (HAT) ، أو مرض النوم ، ناتج عن طفيليات أوليات تنتقل عن طريق النواقل من المثقبية البروسيةspp 1. تقدر أعداد الحالات الحالية بأقل من 7 آلاف كل عام مع تعرض ما يقرب من 70 مليون شخص لخطر الإصابة بعدوى الطفيليات داخل القارة الأفريقية. ويشمل المرض، الذي غالبا ما يكون مميتا إذا ترك دون علاج، مرحلة مبكرة من اللمحات الدموية حيث توجد الطفيليات في الدم، وتتطور إلى المرحلة المتأخرة عندما تغزو الطفيليات الجهاز العصبي المركزي (CNS) ولم تعد عرضة للعلاج بأدوية المثقبية في المراحلالمبكرة 2. العلاجات الدوائية الحالية لمرحلة HAT المتأخرة لها أنظمة علاجية معقدة وطويلة الأمد وآثار ضارة شديدة بالإضافة إلى مقاومة مبلغ عنها ، وبالتالي فإن البحث في العلاجات الدوائية الجديدة أمر حتمي3،4.
دراسة داء المثقبيات الأفريقي البشري في المرحلة المتأخرة (HAT) في نماذج الفئران التقليدية طويلة ومعقدة ، مع الحاجة إلى إزالة أنسجة المخ لمراقبة العبء الطفيلي5. السلالة المعدية الحيوانية T. b. brucei تستخدم كنموذج دراسة لداء المثقبيات مع ظهور المرحلة المتأخرة بعد 21 يوما من الإصابة (dpi). لمراقبة عدوى الطفيليات غير المضيئة من النوع البري في نموذج الفأر ، فإن أغشية الدم المحيطية أو تفاعل البوليميراز المتسلسل الكمي هي الطرق الوحيدة لتحديد عبء الطفيليات. بالنسبة لعبء الطفيليات في الدماغ ، يجب إعدام الفأر واستئصال الدماغ وإجراء qPCR على الأنسجة ، مما يجعل من المستحيل تتبع الطفيليات من خلال نقاط زمنية متعددة في المرحلة المتأخرة من العدوى. ينتج عن هذا عدم القدرة على متابعة العدوى في الوقت الفعلي داخل الجهاز العصبي المركزي (CNS).
يمكن أن يوفر التصوير الحيوي في الجسم الحي (BLI) اكتشافا شديد الحساسية وغير جراحي لانتشار الطفيليات وتطور المرض في نموذج الفأر الذي يمكن اتباعه في واحد طوال التجربة6. يعتمد BLI على انبعاث الضوء في الطيف المرئي الناتج عن تفاعل محفز لوسيفيراز. ثم يتم اكتشاف الفوتونات المنبعثةبواسطة كاميرا 7 لجهاز مقترن بالشحن (CCD). لهذا الغرض ، يتم تعديل العامل الممرض وراثيا للتعبير عن بروتين لوسيفيراز ويتم إدخال الركيزة ، لوسيفيرين ، في نقاط زمنية ذات أهمية عن طريق الحقن. الميزة الرئيسية لهذه الطريقة هي القدرة على إجراء دراسات طولية ، حيث يمكن تصوير نفس عدة مرات بأقل قدر من الآثار الضارة. يمكن تحديد إشارة التلألؤ البيولوجي المكتسبة كميا ، مما يشير إلى عبء العامل الممرض.
إن تحسين والتحقق من صحة T. b. brucei قد أتاح التحقيق في المرحلة المتأخرة من العدوى من خلال إجراءات غير جراحية ، واكتشاف الطفيليات في وقت أبكر من الفحص المجهري لغشاء الدم وتقليل الوقت والتكلفة وأعداد اللازمة لدراسة عدوى الجهاز العصبي المركزي وفحص الأدوية في المرحلة المتأخرة من داء المثقبيات8،9. في هذا البروتوكول نوضح إصابة الفئران بالمثقبيات المضيئة بيولوجيا وكيفية تصور الطفيليات في الجسم الحي لتقدير تطور المرض واختراق الجهاز العصبي المركزي.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
أخلاق
ونفذت كل عمل خارج بموجب موافقة من المملكة المتحدة وزارة الداخلية الحيوانات (الإجراءات العلمية) لسنة 1986 ومدرسة لندن للصحة والطب الاستوائي رعاية الحيوان ومجلس مراجعة الأخلاق. صلوا اليها التوجيهي المتبعة في هذا التقرير.
1. في فيفو مرور إضاءة الحيوية المثقبية البروسية البروسية
- إزالة الأسهم cryopreserved (وهو ما يسمى stabilate) ت. ب. البروسية سلالة GVR35-VSL-2 (متوفر من البروفيسور جون كيلي في مدرسة لندن للصحة والطب الاستوائي من خلال MTA) 9 من النيتروجين السائل وتسمح للتوازن في درجة حرارة الغرفة. تمييع stabilate إلى 2 × 10 4 المثقبيات / مل في العقيمة الفوسفات الجلوكوز المالحة (PBS-G) ودرجة الحموضة 8.0 (1 لتر برنامج تلفزيوني + 15 جرام جلوكوز) 10.
ملاحظة: T. ب. البروسية GVR35-VSL-2 هو غير معد للإنسان ويتطلب سابو المرخص التسهيلات لإجراء التجارب. - ينجإلخ 20-25 غ أنثى CD1 الفأر مع 0.2 مل مخففة المثقبيات عبر الطريق داخل الصفاق (IP) مع إبرة 25 G. هذا هو "الماوس المانحة". ضع الماوس المصاب الى المحددة الممرض الحرة (SPF) -cage والأعلاف الإرضاع بحسب الرغبة.
ملاحظة: الفئران CD1 هي سلالة الأباعد وT. ب. تتميز جيدا العدوى البروسية GVR35 في هذه السلالة. ومع ذلك، فإن هذا البروتوكول ينطبق أيضا على السلالات الفطرية أو المعدلة وراثيا، ولكن من المهم أن نلاحظ أن لون الفراء قد تؤثر على حساسية التصوير 6،9. - رصد الطفيل الطرفية عن طريق اخذ عينات الدم. ضع الماوس إلى رادع البلاستيك واتخاذ 5 ميكرولتر من الدم من الذيل بواسطة بزل الوريد مع 21 G إبرة أو فصد ومزيج 10/01 مع 0.85٪ كلوريد الأمونيوم العقيمة إلى ليز خلايا الدم الحمراء والسماح أسهل العد.
- عد الدم المخفض في نويباور عدادة الكريات.
- تحميل الدم المخفف في كلا المجلسين. عدد غرام المركزي بأكملهمعرف غرفة واحدة لإعطاء المثقبيات ن. تركيز المثقبيات في الدم = ن × 10 4 المثقبيات / مل، وضبط أي عامل التخفيف وحساب متوسط الغرفتين.
ملاحظة: بعد ما يقرب من 5-7 أيام بعد الإصابة، يجب أن ترتفع الطفيل الطرفية بما فيه الكفاية لإجراء العدوى بتركيز 2 × 10 4 المثقبيات / مل.
- تحميل الدم المخفف في كلا المجلسين. عدد غرام المركزي بأكملهمعرف غرفة واحدة لإعطاء المثقبيات ن. تركيز المثقبيات في الدم = ن × 10 4 المثقبيات / مل، وضبط أي عامل التخفيف وحساب متوسط الغرفتين.
- عندما تكون مستويات المثقبيات مرتفعة بما فيه الكفاية لعدد من الفئران المطلوبة، والانتقال إلى الخطوة 1.6. مستوى الطفيل من 6 × 10 4 المثقبيات / مل في الماوس مانح واحد يكفي لإصابة 10 الفئران.
ملاحظة: للحصول على أحجام مجموعة ذات دلالة إحصائية، ن = 6 لكل مجموعة العلاج من الفئران هناك حاجة إلى 8. لنماذج أخرى من العدوى، وسوف تحتاج ليتم تطبيقها لتحديد أحجام المجموعة المناسبة حسابات السلطة. - مكان الفئران في مربع الحرارة (في 28-30 درجة مئوية لمدة ما يقرب من 5-10 دقيقة) للسماح للأوردة الذيل لتمدد.للحث على تخدير المحطة وإدارة 20 ملغ / كغ في الوريد بنتوباربيتال مع إبرة 25 G. هو تخدير تأكيد الماوس عن طريق بلطف الضغط على قطاع الطرق لضمان عدم وجود رد فعل الانسحاب.
- يعالج بالهيبارين 21 G الإبرة aliquoting 5 مل الهيبارين في 5000 USP وحدة / مل في أنبوب بيجو وامتصاص مرتين في والخروج من إبرة تعلق على حقنة 1 مل.
- خذ heparinized 21 G إبرة وحقنة 1 مل، وإجراء ثقب في القلب على الماوس مرور تخدير عن طريق إدخال إبرة مركزيا تحت القفص الصدري (سوف حبة من الدم يتجمع في قاعدة الإبرة) وسحب بلطف مرة أخرى على المكبس حتى لا تنهار الغرفة من القلب. جمع ما لا يقل عن 0.7 مل من الدم.
- تمييع الدم الملوث لإنتاج اللقاح من 2 × 10 4 المثقبيات / مل في برنامج تلفزيوني-G 8.0 درجة الحموضة كخطوة 1.1 أعلاه.
ملاحظة: عند هذه النقطة، والدم المتبقية يمكن cryopreserved لإنتاج stabilate عن طريق خلط مع 8٪ الجلسرين، و 20٪ الحرارة المعطل كاليفورنيا الجنينمصل LF (مرحبا FCS) و 72٪ دم المصاب. تجميد ببطء في -80 درجة مئوية باستخدام بطء تجميد تجميد حاوية لتحقيق معدل تبريد -1 ° C / دقيقة، قبل ان ينتقل الى النيتروجين السائل.
2. إصابة فئران التجارب
- وضع CD1 الفئران الإناث (~ 21-25 ز) في مربع التدفئة إلى الحارة بلطف لتمدد الأوردة. وضع الفئران تحسنت الى ضبط النفس البلاستيك وحقن 0.2 مل اللقاح المخفف عن طريق الوريد مع إبرة G 25 إلى الوريد الذيل، أي ما يعادل 4000 المثقبيات في الماوس. وضع الضغط في موقع الحقن بعد ذلك لوقف النزيف.
ملاحظة: العدوى داخل الصفاق هو طريق صحيح للعدوى، واستخدمت في الدراسات السابقة 10، ولكن وجدنا هذا أقل استنساخه من طريق الوريد. - بطريقة عشوائية الفئران المصابة وقفص في مجموعات من 3 في أقفاص تنفيس SPF. كعنصر تحكم، وضخ CD1 إناث الفئران مع نوع البرية الطفيلي غير إضاءة الحيوية، T. ب. البروسية GVR35 (ن =3).
- مراقبة العدوى عن طريق الدم السينمائي المجهر
- بقعة 5 الدم ميكرولتر من بزل الوريد أو فصد على شريحة زجاجية وإجراء المسحة الدم (باستخدام شريحة زجاجية الثانية دفع بلطف قطرة من الدم عبر الشريحة لإنتاج طبقة رقيقة). تسمح الشرائح للهواء الجاف.
- إصلاح مسحة الدم مع الميثانول بنسبة 100٪ وصمة عار مع بالغيمزا لمدة 10 دقيقة قبل الشطف مع DH 2 O والسماح للهواء الجاف. تحت الهدف 100X حساب عدد من المثقبيات في 10 مجالات (فوف) الرأي.
ملاحظة: يتم تصوير الدم خارج جنبا إلى جنب مع كل الحيوانات التصوير موسع في وقت مبكر من يوم واحد بعد الإصابة. عند معالجة عدد من الحيوانات، ويفضل هذا الأسلوب من الكميات المثقبيات على العد عدادة الكريات كما يمكن تخزين العينات في درجة حرارة الغرفة، وعدها في وقت لاحق.
3. ضوء بارد التصوير لتتبع العدوى
ملاحظة: لمراقبة العدوى، أنيم كلهآل التصوير غير الغازية يمكن استخدامها.
- إعداد محلول المخزون من D-وسيفيرين، ووسيفيراز الركيزة يراعة، في Dulbecco والفوسفات مخزنة المالحة (DPBS) في 30 ملغ / مل. فلتر تعقيم وتجميد في aliquots في -20 درجة مئوية.
ملاحظة: D-وسيفيرين غير الحساسة للضوء، وبالتالي حمايته من الضوء من خلال التفاف قسامات في احباط. لا تجميد ذوبان الجليد بشكل متكرر وسيفيرين لأنها يمكن أن تؤثر على النشاط 11. - تدفئة قسامة من D-وسيفيرين إلى درجة حرارة الغرفة. إزالة كل فأر من القفص (بما في ذلك السيطرة على الفئران المصابة مع nonbioluminescent نوع السلالة البرية الطفيلي) وحقن 150 ملغ / كغ من حرارة D-وسيفيرين (المخفف في DPBS) البريتونى مع إبرة 25 G. وضع الفئران الى غرفة آيزوفلوران لحوالي 5 دقائق للحث على التخدير مع 2٪ آيزوفلوران / O مزيج 2 في 2.5 لتر / دقيقة.
ملاحظة: الفئران تصبح قادرة على الحركة عندما تكون تحت التخدير. لتصوير المستخدمة هنا، 3 الفئران يمكن معالجتها في وقت واحد. إذا الفئران هي anesthetأوتوماتيكية لمدة أطول من 30 دقيقة، ويمكن تطبيقها في طب العيون مرهم المسيل للدموع اصطناعية لمنع أعين الفئران من الجفاف. - لتصوير الموصوفة هنا، افتح البرنامج وتهيئة الجهاز باستخدام البرنامج حسب تعليمات الشركة الصانعة. الحصول على صور مرة واحدة الكاميرا ولوحة ساخنة وصلت درجة الحرارة.
ملاحظة: هذا الصك لا تحول عادة خارج، مما يتيح للجهاز لأداء المعايرة الخلفية بين عشية وضحاها. في حال أنه يحتاج إلى إعادة تشغيل، فإنه يجب إجراء فحص معايرة لأول مرة. - وضع الفئران تخدير في تصوير (انظر 3.5). استخدام فواصل سوداء كبيرة بين الفئران لتقليل النزف من خلال من أي إشارة للإضاءة الحيوية مشرق. الفئران صورة باستخدام مجموعة من التعرض مرات. 1، 3، 10، 30، 60 و 180 ثانية، مع binning المتوسطة (1)، و / إيقاف وعامل تصفية مفتوحة، ومجال الرؤية E (12.5 X 12.5 سم 2).
ملاحظة: السيطرة على الفئران المصابة مع النوع البري طفيليات GVR35 nonbioluminescent توفر backgrالقيمة تلألؤ بيولوجي س اوند. من تجربة حركية وسيفيرين (الشكل 6) مع هذا النموذج، وجدنا أن القمم إشارة تلألؤ بيولوجي في 10 دقيقة بعد إدارة والتصوير يستغرق حوالي 5 دقائق لمدة 3 الفئران. خذ هذا الجدول الزمني في الاعتبار عند التخدير والتصوير الفئران. - لضمان تصوير دقيق للفئران، وتناوب على الحصول على بطني، ظهري وجهة النظر الجانبي. المحافظة على تناسق في ترتيب التوجه للتصوير بين الحيوانات متتابعة.
- بعد التصوير، والسماح الفئران للتعافي من التخدير تحت المراقبة قبل ان يعود الى SPF-القفص.
- مواصلة التصوير الفئران كل 7 أيام حتى يوم 21 بعد الإصابة. يجب أن تكون هناك زيادة مطردة في إشارة تلألؤ بيولوجي على الحيوانات بأكمله.
- في D21، صورة وفيلم دم الفئران كما هو موضح أعلاه، وجرعة الفئران مع 40 ملغ / كغ diminazene aceturate البريتونى. وهذا الدواء مسح الطفيل الطرفية ولكن لن تعبر الدم المخن الحاجز، وبالتالي يمكن تصور أفضل للإصابة الجهاز العصبي المركزي.
ملاحظة: Diminazene aceturate دواء راسخة يستخدم لعلاج المرحلة المبكرة من داء المثقبيات الحيوانية. - تواصل التصوير والمراقبة في D28 و D35.
4. تأكيد الجهاز العصبي المركزي العدوى
- في D35، الفئران الصورة على النحو المفصل أعلاه (خطوات 3،1-3،4).
- بعد التصوير، والسماح الفئران للتعافي من التخدير ويستنزف الفئران كما هو موضح في الخطوة 1،6-1،8، وجمع الدم لمزيد من التحليل.
- بعد ثقب في القلب، يروي الفئران مع 20 مل PBS (اختياري: إضافة 3 ملغ / مل من وسيفيرين إلى حل التروية) عن طريق القلب لمسح الدم من الأجهزة ولإعادة تسمية وسيفيرين التي قد مسح من منطقة في الدماغ خلال فترة زمنية من الخطوة 4.1.
- إزالة بلطف الدماغ، وذلك باستخدام مقص منحنية، وقطع من القاعدة حول محيط الجمجمة، ورفع قبالة الجزء العلوي من الجمجمة، للسماح للدماغمن المقرر أن يرفع برفق مع ملقط المنحنية.
- وضع الدماغ رفعه على جزء من البلاستيك الأسود وماصة 50 ميكرولتر من 15 ملغ / مل وسيفيرين على الجهاز قبل التصوير، لضمان تمت إضافة وسيفيرين كافية إلى الدماغ رفعه. الصورة باستخدام الإعدادات على النحو الوارد أعلاه. هذا وسوف تظهر توطين العدوى إلى نصفي الدماغ.
ملاحظة: الكمي المصب من الطفيل على الدماغ رفعه يمكن أن تقوم بها QPCR كما هو موضح سابقا 8. ويمكن أن تشمل التطبيقات المصب بديلة أخرى الأنسجة أو المناعية للتعرف على الطفيليات في أنسجة المخ بعد التثبيت.
5. الكميات من تلألؤ بيولوجي التصوير
ملاحظة: تلألؤ بيولوجي يمكن قياسها كميا باستخدام المنطقة ذات الاهتمام (ROI) مع برنامج التصوير وتصحيح للتلألؤ بيولوجي الخلفية.
- باستخدام أداة العائد على الاستثمار، وخلق العائد على الاستثمار مستطيلة للحيوان كامل الكميات لالثانية وضعه فوق الصورة الماوس لتغطية طرف الأنف إلى قاعدة الذيل من الفأرة. استخدام نفس مربع حجم كل حيوان وكل نقطة زمنية. عند النظر إلى العائد على الاستثمار للدماغ، واستخدام العائد على الاستثمار دائرية في نفس الطريق، وذلك لتحديد المواقع على الماوس منطقة الرأس في الصورة.
- إذا رغبت في ذلك، وضبط الصور لتظهر على نفس الطيف لتمثيل مرئي للعدوى.
ملاحظة: البرامج المستخدمة هنا يولد خريطة ملونة لكل صورة تعديله تلقائيا عن التهم الحد الأدنى والحد الأقصى الفوتون. لتمكين المقارنة البصرية بين سلسلة من الصور، لا بد من وضع جدول اللون لنفس القيم لجميع الصور.- باستخدام صورة مع أعلى تلألؤ بيولوجي وعلامة التبويب "صورة ضبط" على لوحة الأداة، حدد مقياس لوغاريتمي والحد الأدنى مقياس اللون المناسب والحد الأقصى (يتم تحديدها تجريبيا). تطبيق هذا المقياس على جميع الصور في كافة مراحل التجربة.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
يوضح هذا البروتوكول كيفية متابعة تطور المرض بعد الإصابة من الفئران مع T. ب. البروسية، نموذجا لداء المثقبيات الأفريقي البشري. ويبين الشكل (1) والجدول الزمني للبروتوكول تجريبي، مما يدل على جدول زمني للعلاج والتصوير الخطوات الشكل 2 يوضح حقل نموذجي نظر في بقعة من الدم ملطخة بالغيمزا الثابتة المستخدمة ل quantitate الطفيل الطرفية، مع المثقبيات وخلايا الدم الحمراء الحاضر. تطور العدوى في الحيوانات يمكن اتباعها عن ...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
تطوير T. إضاءة الحيوية ب. البروسية GVR35 سلالة يسمح التصور من عدوى المثقبيات من أوائل وأواخر المرحلة. وكانت النماذج عدوى سابقة لم تكتشف مرحلة متأخرة، عندما الطفيليات في الدماغ، في الوقت الحقيقي من المجهري فيلم الدم، وتتطلب عملية الاعدام وإزالة العقول من الفئران المصابة لتحديد عبء طفيلي 12. تلألؤ بيولوجي يقلل من التباين بين الماوس كما يمكن تتبع ماوس واحدة طوال مجمل العدوى وتقييم نوعي سريع العدوى يمكن ملاحظتها في أي مرحلة. طريقة حساسة للغاية من التصوير ت...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.
شكر وتقدير
نشكر جون كيلي ومارتن تايلور (مدرسة لندن للصحة والطب الاستوائي) لتوفير T. ب. البروسية GVR35-VSL-2 والدكتور أندريا Zelmer (LSHTM) لتقديم المشورة بشأن تصوير في الجسم الحي. وأيد هذا العمل من قبل برنامج بيل وميليندا غيتس المؤسسة العالمية الصحة (عدد المنح OPPGH5337).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| PBS | Sigma ، المملكة المتحدة | أقراص P4417 | درجة الحموضة 7.4 |
| جلوكوز | سيجما ، المملكة المتحدة | G8270 | 99.5٪ (جزيئي) درجة |
| كلوريد الأمونيوم | سيجما ، المملكة المتحدة | A9434 | 99.5٪ (جزيئي) درجة |
| الهيبارين (ملح الليثيوم) سيجما | ، المملكة المتحدة | H0878 | |
| Hi-FCS | Gibco ، Life Technologies ، المملكة المتحدة | 10500-064 | 500 مل |
| DPBS | سيجما ، المملكة المتحدة | D4031 | معقم مفلتر |
| السيد فروستي | نالجين ، المملكة المتحدة | ||
| Giemsa | Sigma ، المملكة المتحدة | G5637 | |
| D-Luciferin | Perkin Elmer ، المملكة المتحدة | ||
| Sigma ، المملكة | المتحدة 115144-35-9 | ||
| Diminazene Acturate | Sigma ، المملكة المتحدة | D7770 | درجة تحليلية |
| IVIS Lumina II | Perkin Elmer ، المملكة المتحدة | أخرى للتصوير الحيوي المتاحة على سبيل المثال < / em> من Bruker ، Kodak | |
| Living Image v. 4.2 | Perkin Elmer ، برنامج مملوك للمملكة المتحدة | لأدوات Perkin Elmer IVIS ؛ قد تحتوي الأدوات الأخرى على | |
| حقنة فيشر العلمية سعة 1 | ، المملكة المتحدة | 10142104 | |
| 20 مل حقنة | فيشر العلمية ، المملكة المتحدة | 10743785 | |
| 25 جم إبر | Greiner Bio-one | N2516 | |
| 21 G Needles | Greiner Bio-one | N2138 | |
| شريحة مجهر مزدوج بلوري | VWR ، المملكة المتحدة | 631-0117 | |
| 1.5 مل أنبوب الطرد المركزي | الدقيق StarLab ، المملكة المتحدة | I1415-1000 | |
| 7 مل أنبوب بيجو | StarLab ، المملكة المتحدة | E1412-0710 | |
| مقيد الفأر | سيجما ، | المملكة المتحدة Z756903 | تم تصنيع التقييد الخاص بنا في المنزل ، وهذا نموذج مشابه |
المراجع
- Brun, R., Blum, J., Chappuis, F., Burri, C. Human African trypanosomiasis. Lancet. 375 (9709), 148-159 (2010).
- Rodgers, J. Trypanosomiasis and the brain. Parasitology. 137 (14), 1995-2006 (2010).
- Barrett, M. P., Boykin, D. W., Brun, R., Tidwell, R. R. Human African trypanosomiasis: pharmacological re-engagement with a neglected disease. Br. J. Pharmacol. 152 (8), 1155-1171 (2007).
- Barrett, M. P., Vincent, I. M., Burchmore, R. J. S., Kazibwe, A. J. N., Matovu, E. Drug resistance in human African trypanosomiasis. Future Microbiol. 6 (9), 1037-1047 (2011).
- Jennings, F. W., Whitelaw, D. D., Urquhart, G. M. The relationship between duration of infection with Trypanosoma brucei in mice and the efficacy of chemotherapy. Parasitology. 75 (2), 143-153 (1977).
- Andreu, N., Zelmer, A., Wiles, S. Noninvasive biophotonic imaging for studies of infectious disease. FEMS Microbiol. Rev. 35 (2), 360-394 (2011).
- Sadikot, R. T., Blackwell, T. S. Bioluminescence imaging. Proc. Am. Thorac. Soc. 2 (6), 537-540 (2005).
- Burrell-Saward, H., Rodgers, J., Bradley, B., Croft, S. L., Ward, T. H. A sensitive and reproducible in vivo imaging mouse model for evaluation of drugs against late-stage human African trypanosomiasis. J. Antimicrob. Chemother. 70 (2), 510-517 (2015).
- McLatchie, A. P., et al. Highly sensitive in vivo imaging of Trypanosoma brucei expressing 'red-shifted' luciferase. PLoS Negl. Trop. Dis. 7 (11), e2571(2013).
- Jennings, F. W., et al. Human African trypanosomiasis: potential therapeutic benefits of an alternative suramin and melarsoprol regimen. Parasitol. Int. 51 (4), 381-388 (2002).
- Wiles, S., Robertson, B. D., Frankel, G., Kerton, A. Bioluminescent monitoring of in vivo colonization and clearance dynamics by light-emitting bacteria. Methods Mol. Biol. 574, 137-153 (2009).
- Rodgers, J., Bradley, B., Kennedy, P. G. E. Combination chemotherapy with a substance P receptor antagonist (aprepitant) and melarsoprol in a mouse model of human African trypanosomiasis. Parasitol. Int. 56 (4), 321-324 (2007).
- Kamerkar, S., Davis, P. H. Toxoplasma on the brain: understanding host-pathogen interactions in chronic CNS infection. J. Parasitol. Res. 2012, 589295(2012).
- Franke-Fayard, B., et al. Murine malaria parasite sequestration: CD36 is the major receptor, but cerebral pathology is unlinked to sequestration. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102 (32), 11468-11473 (2005).
- Hitziger, N., Dellacasa, I., Albiger, B., Barragan, A. Dissemination of Toxoplasma gondii to immunoprivileged organs and role of Toll/interleukin-1 receptor signalling for host resistance assessed by in vivo bioluminescence imaging. Cell. Microbiol. 7 (6), 837-848 (2005).
- Lewis, M. D., et al. Bioluminescence imaging of chronic Trypanosoma cruzi infections reveals tissue-specific parasite dynamics and heart disease in the absence of locally persistent infection. Cell. Microbiol. 16 (9), 1285-1300 (2014).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
