يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

جيل من كبد الفأر أنسنة طريق كبد الإنسان خلايا الجذعية

10.6K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/54167

⸱

أغسطس 29, 2016

 ,  , 
1Department of Regenerative Medicine, Graduate School of Medicine, Yokohama City University, 2Department of Advanced Gastroenterological Surgical Science and Technology, Faculty of Medicine, University of Tsukuba, 3Regenerative Medicine Research Center, Jiangsu University Hospital

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

هنا ، نقدم نموذجا جديدا لكبد الفأر المتوافق مع البشر تم إنشاؤه في الفئران بالضربة القاضية للخلية بوساطة مستقبلات السموم Alb-toxin (TRECK) / SCID بعد زرع الخلايا الجذعية الكبدية البشرية غير الناضجة والقابلة للتوسيع.

الملخص

تم تطوير نموذج حيواني جديد يتضمن الفئران الوهمية ذات الكبد المتوافق مع البشر التي تم إنشاؤها عن طريق زرع خلايا الكبد البشرية. يمكن أن تكون هذه الفئران ، التي أعيد فيها ملء الكبد بخلايا الكبد البشرية الوظيفية ، بمثابة أداة مفيدة للتحقيق في بيولوجيا الخلايا الكبدية البشرية ، واستقلاب الأدوية ، والتطبيقات قبل السريرية الأخرى. أحد العوامل الرئيسية المطلوبة لنجاح عملية زرع خلايا الكبد البشرية في الفئران هو القضاء على خلايا الكبد الذاتية لمنع التنافس مع الخلايا البشرية وتوفير مساحة مناسبة وبيئة مكروية لتعزيز توسع خلايا المتبرع البشري وتمايزها. حتى الآن ، تم إنشاء نموذجين رئيسيين من الفئران لإصابة الكبد باستخدام الفئران المنشطة للفيوماريل أسيتو أسيتات (Fah) ومنشط اليوروبلامينوجين (uPA). ومع ذلك ، يتم استخدام فئران Fah بشكل أساسي مع خلايا الكبد الناضجة وتطبيق نموذج uPA محدود بسبب انخفاض التكاثر. للتغلب على هذه القيود ، تم استخدام الفئران بالضربة القاضية للخلية بوساطة مستقبلات السم Alb-toxin (TRECK) / SCID للتمايز في الجسم الحي لخلايا الكبد البشرية غير الناضجة وتوليد الكبد المتوافق مع البشر. نجحت الخلايا الجذعية الكبدية البشرية (HpSCs) في إعادة توطين كبد الفئران Alb-TRECK / SCID التي أصيبت بفشل كبدي خاطف قاتل بعد علاج سموم الخناق (DT). سيكون لهذا النموذج من الكبد المتوافق مع البشر في الفئران Alb-TRECK / SCID تطبيقات وظيفية في الدراسات التي تنطوي على استقلاب الأدوية والتفاعلات الدوائية والأدوية وسيعزز الدراسات الأخرى في الجسم الحي وفي المختبر.

المقدمة

تستخدم الفئران

بشكل شائع للاختبارات الصيدلانية نظرا لأن الأبحاث الطبية الحيوية في البشر مقيدة1 ؛ ومع ذلك ، فإن هذه النماذج ليست مفيدة دائما لأنها قد تحاكي بشكل غير دقيق التأثيرات التي لوحظت في البشر. يتم استقلاب معظم الأدوية في الاستخدام الطبي الحالي في المقام الأول في الكبد. ومع ذلك ، يمكن استقلاب نفس الدواء إلى مستقلبات مختلفة في كبد الفئران والإنسان بسبب الاختلافات بين الأنواع. وبالتالي ، غالبا ما يكون من الصعب تحديد ما إذا كان الدواء المحتمل يشكل أي مخاطر للتطبيقات السريريةأثناء التطوير 2،3.

لمعالجة هذه المشكلة ، تم تطوير كبد الفئران "المتوافق" مع البشر عن طريق زراعة خلايا الكبد البشرية داخل الفئران4-6 ؛ تظهر هذه النماذج استجابات دوائية مشابهة لتلك التي لوحظت في الكبد البشري. تشمل نماذج الفئران الأساسية المستخدمة حاليا لتوليد الكبد المتوافق مع البشر الفئران 4،7 ، والفئران المنشطة لليوروبلازمينوجين (uPA +/+) ، والفئران 6 ، والفئران التي تم الإبلاغ عنها مؤخرا عن ثيميدين كيناز (TK-NOG).

ومع ذلك ، فقد أظهرت التقارير السابقة أن الخلايا البشرية غير الناضجة المزروعة أو الخلايا الجذعية أقل قدرة على المنافسة من خلايا الكبد البشرية البالغة في كبد الفئران Alb-uPA tg (+/−) Rag2 (− / −)8-10. علاوة على ذلك ، توفر الفئران Fah− / - ميزة نمو فقط لخلايا الكبد المتمايزة وليس لخلايا سلف الكبد غير الناضجة11. ولم تنجح عملية زرع الخلايا الجذعية الكبدية البشرية في الفئران المصابة بالمتاجر التقليدية في المختبر. وبالتالي ، لا يوجد حاليا نموذج فأر مفيد للنقش الفعال لخلايا الكبد البشرية غير الناضجة.

وهكذا ، قمنا بتطوير نموذج ماوس Alb-TRECK / SCID الجديد الذي يمكن إعادة توطينه بكفاءة بخلايا الكبد البشرية غير الناضجة. يعبر نموذج الفأر المعدل وراثيا هذا عن مستقبلات عامل النمو الشبيه ب EGF (HB-EGF) المرتبط بالهيبارين البشري تحت سيطرة محفز الألبومين الخاص بخلايا الكبد. بعد إعطاء سم الخناق (DT) ، تصاب هذه الفئران بالتهاب الكبد الخاطف بسبب الاستئصال المشروط لخلايا الكبد ، مما يتيح إقامة الخلايا المانحةوتكاثرها 12. على الرغم من أن خلايا كبد الفئران قد تم زرعها بنجاح في فئران Alb-TRECK / SCID في الدراسات السابقة13،14 ، إلا أنه لم يتم الإبلاغ عن توليد كبد متوافق مع البشر باستخدام فئران Alb-TRECK / SCID.

في هذه الدراسة ، تم إنشاء كبد متوافق مع البشر في فئران Alb-TRECK / SCID عن طريق زرع HpSCs. يوفر هذا الكبد المتوافق مع البشر بيئة في الجسم الحي لتمايز الخلايا الجذعية العالمي والقدرة على التنبؤ بأنماط التمثيل الغذائي للأدوية البشرية والتفاعلات بين الأدوية والأدوية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم تنفيذ جميع الإجراءات التجريبية الحيوان وفقا للمبادئ التوجيهية للحماية الحيوان من جامعة مدينة يوكوهاما.

1. توليد نموذج الحاد الكبد إصابة ماوس

  1. إضافة 1 مل من phenolized حل كلوريد الصوديوم 0.85٪ (0.6 غرام الفينول في 100 مل من 0.85٪ من محلول كلوريد الصوديوم) إلى 1 ملغ ذيفان الخناق (DT) لجعل 1 ملغ / مل DT حل الأسهم. ملاحظة: DT بتركيز 1 ملغ / مل ويمكن تخزين ما يقرب من 2 سنوات في 3 ° C إلى 8 درجات مئوية.
  2. متسلسل تمييع الحل 1 ملغ / مل الأسهم DT إلى 0.3 ميكروغرام / مل DT في phenolized 0.85٪ محلول كلوريد الصوديوم وإعداد قسامة من 0.3 ميكروغرام / مل من محلول DT كحل العمل. ملاحظة: هذا الحل العمل يجب الطازجة.
  3. لإجراء التجارب باستخدام جرعة دون المميتة (~ 50٪ الفتك)، إدارة الفئران من العمر 8 أسابيع 1.5 ميكروغرام / كغ جرعة من DT.
    1. إجراء حقن داخل الصفاق من DT من خلال عقد الماوس في الاستلقاء على ظهري وإدراج needlه تحت منحنى الركبتين، إلى اليمين أو اليسار من خط الوسط. تجنب خط الوسط لمنع تغلغل المثانة. زاوية الإبرة في ما يقرب من 45 درجة الى الجسم.
    2. باستخدام حقنة الأنسولين، حقن الفئران مع 100 ميكرولتر من الطازجة 0.3 ميكروغرام / مل DT في 20 غرام من وزن الفأر. على سبيل المثال، يجب أن يحتوي على 18 غرام الماوس يتلقى 90 ميكرولتر من / مل من محلول DT 0.3 ميكروغرام.
  4. في 48 ساعة حقن آخر DT، وجمع الدم من الوريد الذيل عن طريق وضع الماوس في رادع وارتفاع درجة حرارة ذيل الماوس في 37 ° C حمام الماء لحوالي 10 دقيقة لتمدد الأوعية الدموية. ثم، وجعل 1 ملم نيك في سم الذيل 2 من طرف بشفرة مشرط حاد وجمع الدم مع أنبوب microcapillary.
    1. أجهزة الطرد المركزي أنبوب microcapillary التي تحتوي على الدم في 1500 x ج لمدة 5 دقائق وجمع الدم عن طريق فصل طاف والخلايا بيليه.
  5. ماصة 50 ميكرولتر من 1:20 مصل الفأر المخفف على GOT / AST-PIII الشرائح. قياس الامتصاصية للناتج التفاعل (صبغة زرقاء) في 650 نانومتر باستخدام متعددة الأغراض التلقائي محلل الجاف الكيمياء وفقا لبروتوكول الشركة المصنعة.
    ملاحظة: قراءة من الألانين اسبارتاتي (AST) / يتم عرض الجلوتاميك ناقلة oxaloacetic (GOT) النشاط تلقائيا. 2 آخر أيام DT حقن، ما يقرب من 60٪ من الفئران أظهرت القيم AST بين 12،000 - 16،000 وحدة دولية / لتر واعتبرت أنه يعاني من تلف الكبد الحاد. تم نقل هذه الفئران إلى قفص جديد وتستخدم كمتلقين زرع الخلايا.

2. إعداد الخلايا الجذعية كبدي الإنسان

  1. عزل الخلايا الجذعية الكبدية الإنسان من خلايا الجنين الإنسان الأساسية الكبد مع فارز الخلية باستخدام المضادات خلية CDCP1، CD90، CD66 والحصول على جزء من السكان CDCP1 + CD90 + CD66-، ثم البذور السكان خلية معزولة على أطباق ثقافة الكولاجين الرابع المغلفة، كما ذكرت سابقا 15. استخدام الخلايا الجنينية الأولية الإنسان الكبد من الخلايا الجنينيةالعمر بين الأسابيع 14 و 18.
  2. جمع الخلايا الجذعية الكبدية البشرية المستزرعة إلى 80٪ - 90٪ التقاء على أطباق ثقافة 100 ملم، ونضح مستنبت، وغسل الخلايا مع 10 مل PBS، ثم قم بإزالة برنامج تلفزيوني. يعرض للتريبسين الخلايا مع 2 مل 0.05٪ حل التربسين / EDTA لمدة 5 دقائق عند 37 درجة مئوية. ملاحظة: خلايا في أكثر من 90٪ التقاء ليست مناسبة لزرع الخلايا منذ تمايز الخلايا قد تؤثر على القدرة التكاثري في الفئران.
  3. رصد حالة تشتت الخلايا تحت المجهر. عندما تظهر الخلايا لتكون عائمة أو تتدفق بحرية، ووقف عملية الهضم الأنزيمي بإضافة 8 مل من DMEM / F12 تحتوي على 10٪ FBS.
  4. تعليق الخلايا ببطء باستخدام ماصة المصلية 10 مل ونقل الخلايا إلى أنبوب مخروطي 15 مل. الطرد المركزي الخلايا لمدة 5 دقائق في 100 x ج و 4 درجات مئوية.
  5. بعناية resuspend الكرية خلية في 10 مل DMEM / F12 تحتوي على 10٪ FBS وتحديد أعداد الخلايا باستخدام غرفة المجهر الفرز.
  6. تقسيم الخلايا إلى 1.0 × 10 6 خلايا في 50 ميكرولتر من قسامات برنامج تلفزيوني عن كل فأر الفردية وتخزينها على الجليد حتى الزرع.

3. داخل الطحال زرع الخلايا الجذعية كبدي الإنسان

  1. ضع قفص نظيف على 37 درجة مئوية وسادة التدفئة الكهربائية.
  2. تخدير الماوس باستخدام الأيزوفلورين استنشاق (1-1،5٪ (المجلد / المجلد) في 2 لتر من الأكسجين لكل دقيقة) عن طريق وضعها تحت فوهة. بدلا من ذلك، استخدام أنابيب تحتوي على الشاش غارقة مع isoflurane.
    1. تأكد من أن الفأر هو تخدير عن طريق معسر طفيفة قاطع الطريق الخلفي. إذا تم استخلاصها النطر الركبة، ضع الماوس مرة أخرى في الغرفة. استخدام البيطري مرهم على العينين لمنع جفاف بينما تحت التخدير.
  3. حلق موقع الجراحة باستخدام كليبرز الكهربائية وتطبيق 70٪ (المجلد / المجلد) الايثانول وبوفيدون اليود لتعقيم. ثم جعل شق الجلد 1 سم في الجهة اليسرى أسفل الحدود الساحلية من أضلاعه، تليها شق علىجدار البطن، وكذلك الصفاق.
  4. بعناية فضح الطحال. استخدام حقنة حقن مكروي 100 ميكرولتر مع 32-G 1/2 بوصة إبرة لحقن مباشر 1.0 × 10 6 خلايا الجذعية الكبدية الإنسان في 50 ميكرولتر PBS في الطحال من كل فأر. إمالة الإبرة بزاوية 5 درجات للحقن.
    1. تأكد من أن عمق حقن أقل من نصف سمك الطحال. الإبرة لا بد أن يدخل الطحال في نهاية واحدة (الرأس) وإيداع الخلايا في الطرف الآخر (الذيل).
  5. لمنع تسرب الخلايا بعد الحقن، وتطبيق الضغط بلطف باستخدام الإصبع لمدة 2 دقيقة ثم قم بإزالة الإبرة.
  6. وضع الطحال مرة أخرى في جسم الفأر وإغلاق تجويف مع خياطة تشغيل طبيعية للعضلات والجلد.
  7. نقل الفئران إلى 37 درجة مئوية القفص قبل تحسنت مباشرة بعد الزرع. لضمان الماوس غير قادرة على التنفس بشكل مريح، ضع الماوس على جانبها في القفص، ليفرغ الاتصال بين الفراش القفص وموقع الجراحة.
  8. مراقبة الفئران حتى ترتدي التخدير خارج لضمان بقاء الغرز مغلقة والفئران تعود إلى ما قبل الجراحة الظروف.
  9. ضمان الفئران وتقدم مع مياه الشرب العادية والغذاء. بعد 1 ساعة، والعودة القفص إلى غرفة الماوس المركز الحيوانية ومراقبة الفئران يوميا.

4. الكشف عن زرع كبد الإنسان الجذعية خلايا الكبد المستمدة الخلايا في الكبد ماوس

ملاحظة: للحصول على الإجراءات التالية، الموت ببطء كل ​​الحيوانات باستخدام جرعة زائدة من الكيتامين وزيلازين تليها خلع عنق الرحم.

  1. في 4-6 أسابيع الرد على زرع، الموت ببطء الفئران وفتح تجويف البطن عن طريق خفض في وقت واحد ترهل والعريضة باستخدام مقص جراحي.
  2. تشريح النسيج الضام فوق الغشاء البريتوني، وذلك باستخدام مقص بمثابة رش، وقطع الصفاق على طول الخط ألبا لفتح البريتونيتجويف.
  3. رفع القص مع ملقط، ثقب الحجاب الحاجز، وقطع طريق جانبي القص حتى من خلال حزام عنق الرحم.
  4. قطع الوريد الأجوف على الجانب الصدري من الكبد وسحب المريء من خلال الكبد في الاتجاه الأمامي. إزالة الحجاب الحاجز من أجل إزالة الكبد.
    ملاحظة: كن حذرا للحفاظ على أشارت نصائح من مقص أعلى من أجل منع أي ضرر لأجهزة الصدري تحتها. الغدة الصعترية لديه ميل إلى التشبث في بعض الأحيان إلى الجانب الظهري من القص وهذا يجب تجنب بعناية.
  5. استخدام الحجاب الحاجز كمقبض، بدء سحب الكبد من تجويف البطن. سيتم الوريد الأجوف الداخلية تحتجز الكبد في المكان. قطع الوريد الأجوف الداخلية. يجب الحرص على عدم تحرير قبل الأوان الكظرية اليمنى.
    ملاحظة: الفئران لديها الكبد أربعة فصوص يتألف من الفص المتوسط، الفص الأيسر، الفص الأيمن، والفص المذنب. وعلقت المرارة في التشعب صغيرة منالفص المتوسط.
  6. فصل الفصوص عن بعضها البعض في التقاطعات وتضمينها في الأمثل مجمع درجة حرارة القطع (أكتوبر) وفقا لبروتوكول الشركة المصنعة. تجميد أكتوبر تحتوي على أنسجة الكبد في شبكات معدنية على ناظم البرد.
  7. قطع عينة أقسام 5 ميكرون سميكة باستخدام ناظم البرد في -18 درجة مئوية، وجبل لهم على شرائح المجهر RT. تخزين المخزون في -80 درجة مئوية. إعداد الشرائح لمدة الهيماتوكسيلين ويوزين (H & E)، وتلطيخ المناعي وفقا للإجراءات ذكرت سابقا 16.

5. الكشف عن الزلال إفراز الإنسان وحساب معدل همي

  1. لقياس إعادة الكبد الإنسان، نفذ الإنسان الزلال ELISA باستخدام المصل والزلال عدة ELISA الإنسان وفقا لتعليمات الشركة الصانعة.
  2. حساب معدل خيالية الكبد أنسنة بواسطة الوقت الحقيقي تحليل PCR من مستويات التعبير في الكبد كامل أنسنة. تحديد السابق النسبينسبة مستوى الضغط ومن الأكتين الإنسان محددة لالبشري الفأر عبر الأكتين (نسبة 1) ونسبة من الأكتين الفأر محددة لالبشري الفأر عبر الأكتين (نسبة 2). يتم حساب معدل خيالية كما نسبة 1 / (نسبة 1 + نسبة 2).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

الرداء-TRECK / خلايا الكبد الفئران SCID تعبر عن وDT مستقبلات HB-EGF الجينات البشرية تحت سيطرة المروج الزلال ويحمل آثار السامة للخلايا التالية إدارة DT 12. لتقييم آثار العلاج DT على اصابة الكبد، تم حقن جرعات DT 1.5 ميكروغرام / كغ في عمره 8 أسابيع الرداء-TRECK / الفئران SCID والتغيرات المرضية في آخر ساعة إدارة DT الكبد 48 تم تقييمها تشريحيا. مقارنة مع السيطرة على الفئران (لا تعامل مع DT)، أظهرت أن الفئران التي عولجت DT-بنية الكبدية غير منظ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

وقد أظهرت الدراسات الحديثة أن الكبد الماوس يمكن إسكانها مع خلايا الكبد البشرية، بما في ذلك خلايا الكبد الكبار والتكاثري الخلايا الجذعية الكبدية 17. وقد استخدمت هذه كبد إسكانها كنماذج تجريبية قبل السريرية لاختبار استقلاب الدواء واكتشاف المخدرات والتنمية 18. بالإضافة إلى ذلك، فقد قدمت البيئة في الجسم الحي للخلية النضج والتمايز 19. وكان الهدف الرئيسي من هذه الدراسة لتوليد وأمراض الكبد نموذج الفأر الرواية التي سمح البشري انتشار غير ناضج الكبدي...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين مصالح مالية متنافسة للإفصاح عنها.

شكر وتقدير

نود أن نشكر مشروع علم الوراثة للثدييات ، معهد طوكيو متروبوليتان للعلوم الطبية ، على توفير الفئران. كما نشكر S. Aoyama و Y. Adachi من معهد أبحاث السموم (ADME) (الامتصاص والتوزيع والتمثيل الغذائي والإفراز) ، وشركة Sekisui الطبية المحدودة ، اليابان ، و K. Kozakai و Y. Yamada للمساعدة في تحليل LC-MS / MS. تم دعم هذا العمل جزئيا من خلال المنح المعونة من وزارة التعليم والثقافة والرياضة والعلوم والتكنولوجيا (MEXT) ، اليابان إلى YWZ (18591421 و 20591531 و 23591872). من خلال مشروع جيانغسو المبتكر وريادي المبادرة لإدخال المواهب رفيعة المستوى ومشروع تخطيط العلوم والتكنولوجيا في جيانغسو (BE2015669)؛ ومن خلال المنح المقدمة إلى H.T. للترويج الاستراتيجي للبحث والتطوير المبتكر (S-innovation، 62890004) من الوكالة اليابانية للعلوم والتكنولوجيا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الألبومين البشريسيجماA6684فأر
بشري CK19داكوM088801فأر
النوى البشريةميليبورMAB1281فأر
بشري CK8 / 18بروجينGP11خنزير غينيا
CDCP1Biolegend324006ماوس
CD90BD559869ماوس
CD66BD551479Mouse
GOT / AST-PIIIFujifilm14A2X10004000009
DMEM / F-12Gibco11320-033
FBSBiowestS1520
0.05٪ Trypsin-EDTA Gibco25300-054
دفتيريا توكسينسيجماD0564-1MG
ألبومين بشري ELISA Kitمختبرات البيثيلE88-129
حقنة (1 مل)TerumoSS-01T
32G 1/2 "إبرةTSKPRE-32013
O.C.T.Compound (118 مل)ساكورا فينيتيك اليابان4583
فارز الخلايا عالي السرعة MoFloBeckman CoulterB25982
DRI-CHEM 7000Fujifilm14B2X10002000046

المراجع

  1. Muruganandan, S., Sinal, C. Mice as clinically relevant models for the study of cytochrome P450-dependent metabolism. Clin. Pharmacol. Ther. 83, 818-828 (2008).
  2. Nishimura, T., et al. Using chimeric mice with humanized livers to predict human drug metabolism and a drug-drug interaction. J. Pharmacol. Exp. Ther. 344, 388-396 (2013).
  3. Suemizu, H., et al. Establishment of a humanized model of liver using NOD/Shi-scid IL2Rgnull mice. Biochem. Biophys. Res. Commun. 377, 248-252 (2008).
  4. Tateno, C., et al. Near completely humanized liver in mice shows human-type metabolic responses to drugs. Am. J. Pathol. 165, 901-912 (2004).
  5. Hasegawa, M., et al. The reconstituted 'humanized liver'in TK-NOG mice is mature and functional. Biochem. Biophys. Res. Commun. 405, 405-410 (2011).
  6. Azuma, H., et al. Robust expansion of human hepatocytes in Fah−/−/Rag2−/−/Il2rg−/− mice. Nat. Biotechnol. 25, 903-910 (2007).
  7. Rhim, J. A., Sandgren, E. P., Degen, J. L., Palmiter, R. D., Brinster, R. L. Replacement of diseased mouse liver by hepatic cell transplantation. Science. 263, 1149-1152 (1994).
  8. Haridass, D., et al. Repopulation efficiencies of adult hepatocytes, fetal liver progenitor cells, and embryonic stem cell-derived hepatic cells in albumin-promoter-enhancer urokinase-type plasminogen activator mice. Am. J. Pathol. 175, 1483-1492 (2009).
  9. Sharma, A. D., et al. Murine embryonic stem cell-derived hepatic progenitor cells engraft in recipient livers with limited capacity of liver tissue formation. Cell. Transplant. 17, 313-323 (2008).
  10. Peltz, G. Can 'humanized' mice improve drug development in the 21st century. Trends Pharmacol. Sci. 34, 255-260 (2013).
  11. Zhu, S., et al. Mouse liver repopulation with hepatocytes generated from human fibroblasts. Nature. 508, 93-97 (2014).
  12. Saito, M., et al. Diphtheria toxin receptor-mediated conditional and targeted cell ablation in transgenic mice. Nat. Biotechnol. 19, 746-750 (2001).
  13. Ishii, T., et al. Transplantation of embryonic stem cell-derived endodermal cells into mice with induced lethal liver damage. Stem Cells. 25, 3252-3260 (2007).
  14. Machimoto, T., et al. Improvement of the survival rate by fetal liver cell transplantation in a mice lethal liver failure model. Transplantation. 84, 1233-1239 (2007).
  15. Taniguchi, H., Zheng, Y. -W. Human hepatic stem cell, method for preparation of the same, method for induction of differentiation of the same, and method for utilization of the same. Japan Patent. , 5822287 (2015).
  16. Zhang, R. -R., et al. Human hepatic stem cells transplanted into a fulminant hepatic failure Alb-TRECK/SCID mouse model exhibit liver reconstitution and drug metabolism capabilities. Stem Cell Res. Ther. 6, 1-12 (2015).
  17. Strom, S. C., Davila, J., Grompe, M. Chimeric Mice with Humanized Liver: Tools for the Study of Drug Metabolism, Excretion, and Toxicity. Hepatocytes. , Methods in Molecular Biology; 640. Springer. 491-509 (2010).
  18. Zhang, D., Luo, G., Ding, X., Lu, C. Preclinical experimental models of drug metabolism and disposition in drug discovery and development. Acta Pharm. Sin. B. 2, 549-561 (2012).
  19. Nowak, G., et al. Identification of expandable human hepatic progenitors which differentiate into mature hepatic cells in vivo. Gut. 54, 972-979 (2005).
  20. Naglich, J. G., Metherall, J. E., Russell, D. W., Eidels, L. Expression cloning of a diphtheria toxin receptor: identity with a heparin-binding EGF-like growth factor precursor. Cell. 69, 1051-1061 (1992).
  21. Mitamura, T., Higashiyama, S., Taniguchi, N., Klagsbrun, M., Mekada, E. Diphtheria toxin binds to the epidermal growth factor (EGF)-like domain of human heparin-binding EGF-like growth factor/diphtheria toxin receptor and inhibits specifically its mitogenic activity. J. Biol. Chem. 270, 1015-1019 (1995).
  22. Liu, Y., Yang, R., He, Z., Gao, W. -Q. Generation of functional organs from stem cells. Cell Regener. 2, 1(2013).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

Alb TRECK SCID Peuplement
جيل من كبد الفأر أنسنة طريق كبد الإنسان خلايا الجذعية
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.