يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

غير زجرية-EEG القياسات اللاسلكية: فوق الجافية والعميق داخل المخ EEG التجسيمي الكهربائي التنسيب

19.4K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/54216

⸱

يونيو 25, 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neuropsychopharmacology, Federal Institute for Drugs and Medical Devices (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM), 2Molecular and Cellular Cognition Lab, German Center for Neurodegenerative Diseases (Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen, DZNE)

في هذه المقالة

ملخص

غير زجرية-EEG القياسات اللاسلكية هو نهج منهجي جدا تسجيل في الجسم الحي electroencephalograms على المدى الطويل من القوارض التحرك بحرية. يصف هذا البروتوكول مفصل فوق الجافية التجسيمي وعميقة داخل المخ وضع قطب كهربائي في مناطق الدماغ المختلفة من أجل الحصول على تسجيلات يمكن الاعتماد عليها من الجهاز العصبي المركزي النظمية والمراحل السلوكية الجهاز العصبي المركزي ذات الصلة.

الملخص

زرع EEG القياسات اللاسلكية غير ذات أهمية مركزية في توصيف العصبية من نماذج الماوس المعدلة وراثيا من الأمراض العصبية والنفسية والعصبية وكذلك الصرع. هذه التقنية قوية لا توفر ليس فقط معلومات قيمة حول الآليات الفيزيولوجية المرضية الكامنة، أي، في etiopathogenesis من أمراض الجهاز العصبي المركزي ذات الصلة، ويسهل أيضا تطوير متعدية جديدة، أي، أساليب علاجية. في حين أن التقنيات المتنافسة التي تجعل استخدام نظم مسجل المستخدمة في السترات أو الأنظمة المربوطة يعانون من تقييد unphysiological على الطابع شبه الزجرية، تسجيلات EEG radiotelemetric التغلب على هذه العيوب. من الناحية الفنية، زرع EEG القياسات اللاسلكية يسمح لقياس دقيقة وحساسة للغاية لل، رسم المخ داخل المخ فوق الجافية وعميقة تحت مختلف الظروف الفسيولوجية والمرضية في جسم المريض. أولا، نقدم بروتوكول مفصلة من الأمام على التوالي، ناجحة،تقنية سريعة وفعالة للحصول على تسجيلات فوق الجافية (السطحية) EEG مما أدى إلى electrocorticograms ذات جودة عالية. ثانيا، نحن لشرح كيفية زرع عميقة، الأقطاب الكهربائية EEG داخل المخ، على سبيل المثال، في قرن آمون (electrohippocampogram). لكلا النهجين، يتم استخدام التجسيمي نظام القطب زرع 3D المحوسب. يتم زرع جهاز إرسال موجات اللاسلكية نفسها في الحقيبة تحت الجلد في كل من الفئران والجرذان. لديه اهتمام خاص أيضا أن تدفع إلى المسبق للوالعلاج peri- وبعد العملية الجراحية للحيوانات التجارب. ويرد إعداد قبل الجراحة من الفئران والجرذان، والتخدير المناسبة وكذلك العلاج وألم ما بعد الجراحة إدارة بالتفصيل.

المقدمة

القياسات اللاسلكية هو الأسلوب المنهجي الأكثر قيمة لقياس مجموعة متنوعة من المعايير السلوكية والفيزيولوجية في واعية، والحيوانات غير المقيد من مختلف الأحجام، وخاصة في سياق EEG، تخطيط القلب، EMG، وضغط الدم، درجة حرارة الجسم الأساسية أو قياسات النشاط 1-7. من الناحية النظرية، أي الأنواع يمكن تحليلها باستخدام زرع EEG القياسات اللاسلكية من القوارض المخبرية مثل الفئران والجرذان للقطط والكلاب والخنازير والقرود 3،8. حتى الأسماك والزواحف والبرمائيات تخضع للتحقيق radiotelemetric 9. على مدى العقدين الماضيين، وقد ثبت زرع القياسات اللاسلكية EEG لتكون ذات قيمة في توصيف مختلف النماذج الحيوانية المعدلة وراثيا من الأمراض التي تصيب الإنسان، مثل الصرع، اضطرابات النوم، والاعصاب والاضطرابات العصبية والنفسية 7،10-12. في الماضي، كانت الأساليب المنهجية العديد من جمع البيانات الفسيولوجية بما في ذلك biopotentials من الفئران والجرذان تنازليribed. ترتديه في أنظمة سترة مسجل، وأساليب ضبط النفس المادية، radiotransmitters غير مزروع وأنظمة المربوطة قد تلقى الاهتمام الرئيسي في 13،14 الماضي. في الوقت الحاضر، تتوفر تجاريا النظم المختلفة لزرع radiotelemetric. ومع ذلك، كما كشفت عن وجود شاشة الأدب 29 المنشورات التي تصف تطوير نظم radiotelemetric عصامي 15-40. في حين من المرجح أن تكون أقل كلفة وأكثر سهولة تكيف أنظمة محلية الصنع، تجاريا النظم المتاحة هي على التوالي إلى الأمام، وسهلة نسبيا لتثبيت ويمكن أن يكون الإعداد بسرعة.

زرع EEG القياسات اللاسلكية لديها عدد من المزايا مقارنة مع التقنيات المنافسة مثل أساليب ضبط النفس المادية، وتلبس في أنظمة سترة أو النهج المربوطة. وهذه الأخيرة هي تقييد بحكم التعريف، أي، الحيوان غير قادر على نقل أو هو ضعف السلوك العادي. بل قد يكون من الضروري تخدير الحيوان لاكتساب إعادةبيانات من شأنها. ونظم المربوطة الحديثة ولكن من المرجح أن يكون أقل الزجرية، ولكن هذا يحتاج إلى المثبتة علميا. القياسات اللاسلكية من ناحية أخرى تسمح الحيوانات ليحمل ذخيرة كاملة من السلوك دون قيود الزمانية المكانية، وبالتالي، يعتقد أن تكون متفوقة على كبح النهج وتكون أكثر التنبؤية للنتائج التي يمكن الحصول عليها في البشر 1،3. ومن المعروف عن الكثير من الوقت على أن النهج الزجرية يمكن أن يغير بشكل كبير المعلمات الفسيولوجية الأساسية، على سبيل المثال، تناول الطعام، درجة حرارة الجسم الأساسية، وضغط الدم ومعدل ضربات القلب والنشاط البدني على سبيل المثال 3. وتمثل نظم المربوطة نهج واحد لا يزال يستخدم على نطاق واسع الزجرية الكلاسيكية 13،14. الأقطاب الكهربائية التي هي أقطاب إما فوق الجافية أو عميقة ترتبط عموما إلى مأخذ مصغرة والتي ترتكز على الجمجمة. يتعرض المقبس نفسه لمرفق من القنوات الخاصة التي تسمح بحرية الحركة نسبيا من الحيوان. Although في الوقت الحاضر أصبحت نظم المربوطة شبكي للغاية ومرنة للغاية، واحدة من العيوب الرئيسية فيها هي، أنه لا يزال شبه الزجرية. الى جانب ذلك، قد يكون هناك خطر العدوى في موقع القطب زرع كما تميل هذه الحيوانات لمعالجة أي أجهزة خارجية تنشأ من الجسم (الرأس). على الرغم من أن تكنولوجيا القياسات اللاسلكية لاسلكية في مختلف الأنواع قد تم وصفها في أواخر 60s، وبالتالي كانت موجودة منذ عقود، فقد أصبح في الآونة الأخيرة فقط بأسعار معقولة وموثوق بها وسهلة الاستخدام نسبيا 10،41،42، لا سيما في القوارض المخبرية الصغيرة مثل هذه كما الفئران والجرذان. صغيرة، مصغرة الإرسال EEG تزرع في الجسم هي الآن متاحة تجاريا، ويمكن زرعها في الفئران أكبر من 20 غرام (~ 10 أسبوعا). وهكذا، أصبح توصيف الكهربية من نماذج الماوس المعدلة وراثيا على وجه الخصوص حقل السائد للتطبيق زرع القياسات اللاسلكية EEG في هذه الأيام. حجم الحيوان لم يعد restric التجريبي المطلقنشوئها في حين أن العمر من بطارية أجهزة الإرسال "هو في الواقع. على الرغم المحدود مدى الحياة، ونظم الارسال تزرع في الجسم قادرة على التقليل من معظم العيوب المتصلة بالإجهاد المحتملة المرتبطة التسجيل عن طريق أنظمة تقييد. يمكن القوارض تقديم عتاد كامل سلوكهم الفسيولوجية بما في ذلك راحة، والنشاط الحركي (التنقيب) والنوم (REM، الموجة البطيئة النوم) 43،44. الأهم من ذلك، يمكن أن القياسات اللاسلكية زرع تقلل بشدة استخدام الحيواني 3. حاليا، هناك مناقشات مكثفة حول كيفية الحد من عدد من حيوانات التجارب في مجال العلوم والحد من معاناتهم. ومن الواضح أن التجارب على الحيوانات والنماذج الحيوانية من الأمراض للإنسان والحيوان ضرورية لفهمنا للالفيزيولوجيا المرضية أسفل الخط والتقدم اللاحق في العلاج. وعلاوة على ذلك، التجارب على الحيوانات حاسمة في مجال البحوث وتطوير الأدوية. لم تسهم إلى حد كبير في الدراسات قبل السريرية / السمية في الترخيص المخدراتوبالتالي الالتزام رعاية الإنسان والحيوان على حد سواء. ومن الجدير بالذكر، أنه لا توجد بدائل حاليا متاحة لاجراء التجارب على الحيوانات لفهم الآليات الفيزيولوجية المرضية المعقدة التي سيكون من المستحيل على خلاف ذلك ليتم استخلاصها حتى الان. وفي الوقت نفسه، فإن 3R، أي، استبدال، والحد من واستراتيجية التحسين في الاتحاد الأوروبي والولايات المتحدة تشجع بقوة البحث في طرق التكميلية والبديلة. القياسات اللاسلكية مثالا هاما من استراتيجية ناجحة 3R كما يمكن أن تقلل من عدد من حيوانات التجارب ومعاناتهم بالمقارنة مع غيرها من التقنيات.

هنا نقدم نهج مفصل ومتجاورة خطوة بخطوة لإجراء زرع الحقيبة تحت الجلد من جهاز إرسال موجات اللاسلكية في كل من الفئران والجرذان. ويتبع هذا التسلسل الأول وصفا لفوق الجافية التجسيمي وعميقة داخل المخ EEG المواقع القطب. ويولى اهتمام خاص لظروف السكن، والتخدير، peri- وآلام ما بعد الجراحةإدارة ومعالجة المحتملة المضادة للعدوى. وينصب التركيز على النهج التجسيمي 3D محوسب لاستهداف موثوق الهياكل داخل المخ فوق الجافية وعميقة. نحن أيضا التعليق على المزالق التجريبية متكررة في التخطيط الدماغي الكهربائي زرع واستراتيجيات للحد من الصدمات وتعظيم الاستفادة من إدارة الألم أثناء التعافي بعد العملية الجراحية. وأخيرا، تم عرض أمثلة على السطح والتسجيلات التخطيط الدماغي العميق.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

بيان الأخلاق: تم إجراء جميع التجارب على الحيوانات وفقا للمبادئ التوجيهية للمجلس المحلي والمؤسسي على رعاية الحيوان (جامعة بون، BfArM، LANUV، ألمانيا). وبالإضافة إلى ذلك، تم إجراء جميع التجارب على الحيوانات وفقا للتشريعات متفوقة، على سبيل المثال، في مجتمعات الأوروبية توجيه المجلس من 24 نوفمبر التشريعات الإقليمي أو الوطني 1986 (86/609 / EEC) أو الفردي. يتم بذل جهد خاص لتقليل عدد الحيوانات المستخدمة ومعاناتهم.

1. حيوانات التجارب

  1. اختيار الحيوانات والأنواع التجريبية
    1. إجراء دراسات radiotelemetric في القوارض، أي، الفئران والجرذان التي تلبي متطلبات التماثل، التماثل والقدرة على التنبؤ تتعلق الأمراض التي تصيب البشر محددة 7،9،45،46.
      ملاحظة: الماوس متنوعة والفئران سلالات المتاحة يمكن أن تختلف بشدة في الفسيولوجية الأساسية وcharacterist المرضيةICS 47-49.
    2. النظر أو تقييم الخصائص الفسيولوجية والمرضية في جسم المريض من سلالات الماوس / الفئران قبل إجراء التجارب الكهربية لاحقة، على سبيل المثال، ردا على جرعات التخدير المعمول بها، والهندسة المعمارية النوم والاستيلاء قابلية 50،51.
    3. ملاحظة خصائص محددة بين الجنسين في تصميم الدراسة. دورة داقية يمكن أن تؤثر بقوة النظمية المركزية، الاعتماد على الساعة البيولوجية والنوم ومصادرة نشاطها 52-54. وبالتالي، لتحليل نوع الجنس.
      ملاحظة: إذا كانت السعة المالية والتجريبية محدودة، وينصح تقييد لذكور الفئران.
  2. حظائر الحيوانات والتعامل معها
    1. الفئران والجرذان منزل في تصفية أعلى أقفاص أو حتى أفضل في أقفاص التهوية بشكل فردي.
    2. نقل الفئران من منشأة الحيوان إلى خزانات التهوية وضعها في غرفة المختبر خاصة مخصصة حصرا للحيوانات مزروع والتسجيل في وقت لاحق (الشكل1).
    3. لالتأقلم بعد النقل البري والحيوانات لمدة أسبوع في خزانة التهوية في ظل ظروف قياسية، أي 21 ± 2 درجة مئوية درجة الحرارة المحيطة، 50 - الرطوبة النسبية 60٪، و12 ساعة دورة الضوء / الظلام التقليدية.
    4. قبل زرع الجراحية والفئران منزل في مجموعات من 3-4 واضح في أقفاص البولي النوع الثاني (26.7 سم × 20.7 سم × 14.0 سم، ومنطقة 410 سم 2) مع libitum الإعلانية الحصول على مياه الشرب والغذاء الكريات القياسية. استخدام واضح أقفاص البولي النوع الثالث (42.5 سم × 26.6 سم × 18.5 سم، ومنطقة 800 سم 2) بالنسبة للفئران.
    5. لا فصل / عزل الحيوانات في هذه المرحلة كما العزلة يمكن أن يسبب الإجهاد التي تؤثر على النتائج التجريبية في وقت لاحق. ومع ذلك، في أعقاب الأجهزة الجراحية، حيوانات المنزل بشكل منفصل كما تميل الحيوانات إلى تلاعب غرز الجرح / الغرز أو مقاطع معدنية (أنظر أدناه).
    6. تجنب الأوضاع السكنية المفتوحة حيث يتم الحكم عليهم غير مناسبة لمجموعة متنوعة من الصورةالأسئلة cientific، على سبيل المثال، دراسات النوم.
    7. استخدام الماوس ومعدات معينة الفئران بحيث لا الفئران ولا الفئران يمكن الشعور وجود بعضها البعض لأن هذا يشكل ضغوطا إضافية على الحيوانات.

2. نظام القياسات اللاسلكية EEG

ملاحظة: يقوم بروتوكول الموصوفة على أنظمة القياس عن بعد المتاحة تجاريا المستخدمة للمياه السطحية وتسجيلات EEG الدماغي العميق (الشكل 2).

  1. استخدام الترددات الراديوية القياس عن بعد زرع مناسبة للزرع في الفئران أو الجرذان، على سبيل المثال، جهاز إرسال واحد قناة الإرسال أو ثنائي القناة.
    ملاحظة: كل من أجهزة الإرسال قادرة على قياس biopotentials المختلفة، أي الكهربائي (EEG)، والكهربائي (ECG)، كهربية (EMG)، ولكن أيضا النشاط البدني ودرجة الحرارة. لديهم دفعتها مغناطيسيا آلية على الخروج. يتم توفير جهاز الإرسال والاستشعار يؤدي العقيمة. إذا كان المرسل هوليتم إعادة استخدامها اتبع تعليمات الصانعين لresterilization.
  2. لتحليل غاما عالية التردد (تصل إلى 500 هرتز) على سبيل المثال، اختيار الإرسال مع ارتفاع معدل الاسمي أخذ العينات (و، وتصل إلى 5000 هرتز)، وعرض النطاق الترددي الارسال (B، تصل إلى 500 هرتز). على وجه الخصوص، والنظر في الحد أخذ العينات نيكويست-شانون، أي، يمكن تحليل البيانات EEG تصل إلى الحد الأقصى المطلق للو / 2، ولكن ليس خارجها. لتحليل الترددات موثوق بها، وعرض نطاق التردد (ب) من F / 10 - يوصى و / 5.
    ملاحظة: السؤال العلمي لمعالجتها يجب أن تستوفي المواصفات الفنية للجهاز الإرسال.

3. التخدير وإدارة الألم

  1. استخدام الأيزوفلورين الخدر الاستنشاق.
    1. وضع الحيوان في "غرفة تحريض" مليئة 4-5٪ الأيزوفلورين و0،8-1٪ أكسجين أو كربوجين (5٪ CO 2 و 95٪ O 2) لتر / دقيقة. الحفاظ على العمق المطلوب من التخدير مع قناع السيليكون توفر تدفق 1.5- 3.0٪ الأيزوفلورين و 0.8 - 1٪ أكسجين أو كربوجين لتر / دقيقة (الشكل 3A).
      ملاحظة: إن تركيز الأيزوفلورين المناسب يختلف وفقا لوزن الجسم (حجم التوزيع)، والعمر والجنس والخلفية الوراثية للحيوان. إذا معدات التخدير الغاز غير متوفرة، أي "غرفة تحريض"، كربوجين أو الاوكسجين، مقياس الجريان، المرذاذ الأيزوفلورين، نظام مسح، انظر القسم 3.2. وسحبت من قبل نظام شفط (مسح النظام، الشكل 3A) ليتم تثبيتها لتجنب التعرض الأيزوفلورين من مجرب (لا يظهر الأنبوب في الوثيقة فيديو للمظاهرة).
  2. عندما aneesthetics استنشاق ليست خيارا، وإجراء التخدير بواسطة التخدير عن طريق الحقن. إعداد مجموعة من هيدروكلوريد esketamine (القوارض جرعة 100 ملغ / كلغ) وهيدروكلوريد زيلازين (القوارض جرعة 10 ملغ / كلغ) في 0.9٪ كلوريد الصوديوم وحقن الحيوان مقرها البريتونى على وزن الجسم.
  3. مراقبة الحيوانات متأنذ لعمق التخدير باستخدام قرصة الذيل، قرصة القدم ومن خلال رصد معدل التنفس (الفئران 150-220 الأنفاس / دقيقة، الفئران 70-115 الأنفاس / دقيقة). تحقق من الممكن يلهث.
    ملاحظة: يمكن مختلفة الماوس والفئران خطوط تظهر حساسيات مختلفة للتخدير. ويصدق الشيء نفسه لنماذج الماوس المعدلة وراثيا.
    ملاحظة: التنبيب الرغامي ليس لا بد منه في القوارض. في الواقع، التنبيب يزيد من خطر الأضرار التي لحقت القصبة الهوائية.

4. الأجهزة الجراحية - الجوانب العامة

  1. تطبيق الدفء الإضافي أثناء وبعد الجراحة باستخدام إعادة تدوير البطاطين والماء الدافئ، لوحات الاحترار الكهربائية، مصابيح الحرارة، ووحدات الهواء الدافئ القسري أو تدفئة جيب للحفاظ على درجة حرارة الجسم الأساسية. الحفاظ على هذا الأخير في 36،5-38،0 درجة مئوية (98،6 حتي 100،4 درجة فهرنهايت).
    ملاحظة: لديهم استعداد القوارض الصغيرة إلى انخفاض حرارة الجسم بسبب نسبة مرتفعة من سطح الجسم (الماوس، 10.5 س (الوزن في غرام) 2/3، الفئران، 10.5 س (الوزن في غرام) 2/3)إلى حجم الجسم.
  2. تجنب جفاف القرنية وتغطية العينين مع النفط على أساس الاصطناعي مرهم المسيل للدموع أو ديكسبانتينول (انظر الوثيقة فيديو) أثناء عملية زرع كاملة والإنعاش المبكر حتى يتم استعادة منعكس الرمش تماما.
  3. الأدوات الجراحية الأوتوكلاف (انظر الجدول من المواد) لتعقيم أو وضعها في المطهرات.
    ملاحظة: طريقة أنيقة وسريعة لاستخدام القائم على حرارة أداة جراحية معقمة مع الخرز الزجاجي.
  4. يملك مجهر جراحي مجهر التكبير ومصدر ضوء بارد المتاحة للإضاءة مكثفة عبر أدلة ضوء مرنة أو الدعم الذاتي، منقولة.
  5. ارتداء معطف نظيفة المختبر، وقناع، وغطاء الرأس وقفازات معقمة.
    ملاحظة: اللوازم والأدوات الأمثل قد تختلف من مختبر لمختبر ويجب أن تستوفي متطلبات محددة المختبر والمؤسسية.

5. جراحة - مرسل التنسيب

  1. إزالة الجسم هايص من فروة الرأس من تخدير كامل الفئران / الفئران باستخدام ماكينة حلاقة. تنظيف منطقة حلق باستخدام مطهر، على سبيل المثال، 70٪ من الإيثانول وفرك على أساس اليود. تجنب تهيج الجلد أو التهاب بسبب التعرض المفرط. وضع الحيوان في موقف المعرضة على بطانية التدفئة للحفاظ على درجة حرارة الجسم أثناء التخدير.
  2. باستخدام مشرط، وجعل شق خط الوسط على فروة الرأس من الجبهة (بحيث المعلم قحفي تناظري bregma تصبح مرئية) في الرقبة (بحيث يصبح العضلات شبه منحرف المرئي). بدءا من موقع شق القفوي وباستخدام مقص جراحي، فتح الحقيبة تحت الجلد على طول الجهة الجانبية للحيوان عن طريق تشريح حادة.
  3. حقن 1 مل 0.9٪ كلوريد الصوديوم في الحقيبة تحت الجلد. وضع الارسال مع يؤدي الاستشعار الموجهة cranially داخل جيب تحت الجلد في الجهة بالقرب من منطقة البطن بطني. إذا كان الارسال لديه علامة تبويب خياطة، إصلاح جهاز الإرسال في ظهري / الجلد الجانبي باستخدام واحد أو أكثر من الأمراض المنقولة جنسياالشطرنج (أكثر من سنة فما فوق الغرز).
    لاحظ أن التثبيت للمرسل ليس لا بد منه. إيلاء اهتمام خاص لمنع التلوث من موقع الجراحية وزرع جهاز الإرسال. وينبغي أن تستخدم الستائر لعزل صحيح عقيمة من مناطق غير معقمة.
  4. للحصول على الرعاية اللاحقة للعمليات الجراحية وعلاج الألم، انظر القسم 8.

6. التجسيمي سطح القطب زرع

  1. وضع الحيوان على الإطار التجسيمي تحت التخدير ووضع بعناية الرأس مع مساعدة من الحانات والمشبك الأنف بحيث المعالم bregma وcraniometrics امدا من الجمجمة هي في نفس المستوى (الشكل 3B). لا تضر الأذن الداخلية باستخدام قضبان الأذن. تغطية القضبان الأذن مع كرات القطن إذا لزم الأمر. هذه الاحتياطات تسمح لتثبيت ضيق الرأس في إطار التجسيمي.
  2. تنظيف السمحاق مع نصائح القطن دون الإضرار العضلات الزمنية والقذالي. قبل التعامل مع طبقة رقيقة سطحيةالجمجمة مع 0.3٪ H 2 O 2 لالجمجمة الماوس و 3٪ H 2 O 2 لالجمجمة الفئران. هذا الإجراء يكشف بوضوح خياطة وcraniometrics معالم الجمجمة مثل bregma وامدا (الشكل 4B، C).
  3. استخدام خاص، وإعداد التجسيمي مجهزة تجهيزا كاملا للفئران والجرذان بما في ذلك الإطار التجسيمي بقضبان الأذن والأنف المشبك للفئران والجرذان، على التوالي، تكييف الحجم. تأكد من أن الإطار التجسيمي يتضمن قناع التخدير الغاز مع وصلات إلى المبخر الأيزوفلورين وحدة زبال الأيزوفلورين.
    ملاحظة: الإعداد 3D التجسيمي المحوسب مع ماوس ودماغ الفئران محدد تنسيق البرامج بما في ذلك واجهة المستخدم للملاحة وأطلس 3D، مما يسمح للجهات المحورية، الاكليلية والسهمي يوصى.
  4. جبل الحفر بدقة على ذراع العمودي للإطار التجسيمي. استخدام قلم رصاص أو قلم محمولة على ذراع العمودي ترك علامة صغيرة في إحداثيات الاختيار على الجزء العلوي من الجمجمة إذاتتوفر أي نظام التجسيمي المحوسب.
  5. الحفر أخذ بعناية بعين الاعتبار أن الفئران والجرذان تختلف بشدة في سماكة العظام قحفي عصبي. وبالإضافة إلى ذلك، لاحظ أن سمك عظام الجمجمة الفئران تعتمد بقوة على توطين، على سبيل المثال، في الفئران، نظام التشغيل فرونتال: قسم خط الوسط: 320-390 ميكرون، القسم الجانبي: 300-430 ميكرون، نظام التشغيل الجدارية: قسم خط الوسط: 210 - 250 ميكرون، القسم الجانبي: 200-210 ميكرون، نظام التشغيل القذالي: قسم خط الوسط: 600-730 ميكرون، القسم الجانبي: 380-420 ميكرون).
  6. الحفر في أقصى سرعة مجانا الضغط.
    ملاحظة: تجنب هذا تسطح منشط من الجمجمة، والتي قد تؤدي إلى انفراج مفاجئ في رأس الحفر والأضرار المحتملة لاسيما في مجال القشرية. لحج القحف، ينصح بشدة عالية السرعة نظام الحفر دقة محرك جراحة الأعصاب.
  7. الحفر لدغ في إحداثيات الاختيار مع الحفر نموذجي قطر الرأسمن 0،3-0،5 مم.
    ملاحظة: قطر الثقوب قد تكون أصغر اعتمادا على قطر الكهربائي. وكقاعدة عامة، كلما قل قطر، يتم إنتاج أقل الأضرار.
  8. ثني غيض من الرصاص الاستشعار أجهزة الإرسال "التي تعد بمثابة القطب فوق الجافية ووضعه مباشرة على الأم الجافية في حفرة في إحداثيات الاختيار. بدلا من ذلك، استخدم مسامير القشرية وميكانيكيا إرفاقها يؤدي الاستشعار من الارسال (الشكل 4A).
  9. . للحصول على تسجيلات من على سطح الأرض، مثل القشرة الحركية الفئران M1 / M2، ضع الكهربائي، على سبيل المثال، على العنوان التالي: الجمجمة 1 ملم، 1.5 ملم الجانبي (يسار نصف الكرة الأرضية). وضع قطب كهربائي مرجعية فوق الجافية على قشرة المخ: bregma -6 مم، الوحشي من bregma 1 ملم (يسار نصف الكرة الأرضية) أو bregma -6 مم، الوحشي من bregma 1 ملم (النصف الأيمن) (الشكل 4D).
    ملاحظة: يقدم المخيخ كمرجع كما هو منطقة الصامتة electroencephalographically. Stereotإحداثيات axic يمكن استخلاصها من الأطالس التجسيمي القياسية للفئران والجرذان.
  10. إصلاح مع أقطاب الزجاج المتماثرات الشاردة الاسمنت الأسنان (المياه القائمة)، والتي من الصعب للغاية ويعطي التصاق قوي للقحف عصبي الأساسي.
    ملاحظة: إذا تم استخدام الزجاج المتماثرات الشاردة الاسمنت الأسنان، ضرورية لتأمين الأقطاب لا مسامير ترسيخ.
  11. ترك الاسمنت لتجف لمدة 5 دقائق. إغلاق فروة الرأس باستخدام أكثر من والإفراط في الغرز مع غير قابل للامتصاص 5-0 / 6-0 مواد خياطة الجروح. بدلا من ذلك، الغراء الجلد يمكن استخدامها. عن كثب مراقبة جودة تسجيلات EEG القائمين على الموقع الكهربائي الزرع. ملاحظة: التعظم من حفر ثقوب يمكن أن يحدث أن لديها القدرة على رفع الأقطاب مع مرور الوقت. وهذا يمكن أن يؤدي إلى تقليل جودة التخطيط الدماغي بسبب التلوث EMG وتخطيط القلب، وبالتالي يمكن تحديد مدة تسجيل المثلى.
  12. للحصول على الرعاية اللاحقة للعمليات الجراحية وعلاج الألم، انظر القسم 8.
  13. التحقق من صحة EEG موقف القطب بعد الوفاة.
    1. للقتل الرحيم، ضع الحيوان (ق) في غرفة الحضانة وإدخال غاز ثاني أكسيد الكربون بنسبة 100٪. استخدام معدل ملء 10٪ - 30٪ من حجم الغرفة في الدقيقة الواحدة مع ثاني أكسيد الكربون إضافة إلى الهواء الموجودة في غرفة الحضانة. هذا هو المناسب لتحقيق اللاوعي السريع مع الحد الأدنى من الضيق لهذه الحيوانات.
      ملاحظة: تجنب التعرض المفاجئ للحيوانات واعية لتركيزات ثاني أكسيد الكربون> 70٪ لأن ذلك قد ثبت أن تكون كئيب.
    2. مراقبة كل الماوس / الفئران لعدم وجود التنفس وتلاشى لون العين. الحفاظ CO 2 تدفق مدة لا تقل عن 1 دقيقة بعد توقف التنفس. الوقت المتوقع أن اللاوعي هو عادة في حدود 2 إلى 3 دقائق.
    3. إذا لاحظت علامات على حد سواء، ثم إزالة القوارض من القفص. مواصلة خلاف ذلك يعرضهم إلى CO 2. إذا لم يحدث فقدان الوعي في حدود 2 إلى 3 دقائق، والتحقق من معدل ملء الغرفة.
    4. للتحقق من وضع قطب كهربائي الصحيح، استئصال العقول بعد الوفاة، على سبيل المثال، بعد CO 2 القتل الرحيم واصلاحها في 4٪ امتصاص العرق في برنامج تلفزيوني (الرقم الهيدروجيني 7.4) بين عشية وضحاها. بدلا من ذلك، نفذ نضح القلب من الحيوانات باستخدام المياه المالحة الفوسفات الجليد الباردة (PBS، ودرجة الحموضة 7.4)، يليه بنسبة 4٪ لامتصاص العرق (PFA) حل الذائبة في برنامج تلفزيوني.
    5. أدمغة بوستفيكس عن 2-4 ساعة في PFA 4٪ في RT تليها cryoprotection في 30٪ سكروز في برنامج تلفزيوني والعقول تخزين عند 4 درجات مئوية حتى مزيد من المعالجة.
    6. باستخدام نموذج مصفوفة لباجتزاء ناظم البرد، وتجميد العقول على كتلة المجسم وقطع 60 ميكرون شرائح الاكليلية باستخدام ناظم البرد. شرائح جبل على الشرائح الزجاجية، الهواء الجاف، وصمة عار مع الأزرق نيسل باستخدام التقنيات القياسية لتصور قناة فرع وموقف القطب السابق.
      ملاحظة: هذا الأسلوب يكشف أيضا ما إذا كان قد تم وضع الأقطاب السطح إلى عمق قصد من خلال ترك اصطدام بسيط في الجزء العلوي من القشرة.

7. التجسيمي العميق داخل المخ EEG الكهربائي Implantatأيون

  1. قبل علاج فروة الرأس والجمجمة من الحيوان كما هو موضح في أقسام 6،1-6،2. حدد نوع من الأقطاب الكهربائية العميقة بعناية، مع الأخذ في الاعتبار الخصائص المادية، على سبيل المثال. والقطر ومقاومة واحتمال اتصال يؤدي الاستشعار عن الارسال.
    ملاحظة: يتم استخدام Parylene الفولاذ المطلي والتنغستن الأقطاب عادة. خصائص القطب لها لتناسب الاحتياجات الفردية التجريبية. إذا لم يتم توفير الأقطاب عقيمة، وأنها يجب أن تكون المحتضنة في 70٪ من الإيثانول قبل الاستخدام. كما والمغلفة الأقطاب لهذا الغرض التجريبية، والتعقيم القائم على حرارة لا ينطبق.
  2. حفر ثقوب في إحداثيات اختيار كما هو موضح في القسم 6 باستخدام نظام التجسيمي. استهداف المنطقة CA1 الفئران على سبيل المثال، والتي هي بمثابة منطقة الدماغ التحقيق بشكل مكثف، ووضع القطب التفاضلي في الإحداثيات التالية في اشارة الى bregma: الذيلية 2 ملم، 1.5 ملم الجانبي (النصف الأيمن)وظهري بطني (عمق) 2 مم. وضع قطب كهربائي مرجعية فوق الجافية في قشرة المخ، على سبيل المثال، bregma -6 مم، الوحشي من bregma 1 ملم (اليسار أو اليمين نصف الكرة الأرضية) (الشكل 4D، E).
    ملاحظة: يقدم الكهربائي للدماغ القطب الزائفة إشارة على المنطقة الصامتة من المخيخ. إحداثيات التجسيمي يمكن استخلاصها من الأطالس التجسيمي القياسية للفئران والجرذان.
  3. تقصير الأقطاب عميقة إلى الطول المطلوب اعتمادا على كيفية عمق الدماغ سيتم إدراجها. ربط جزء خارج القحف من القطب إلى الحلزون الفولاذ المقاوم للصدأ من الرصاص الارسال عن طريق ثني كلا القسمين إلى زاوية 90 درجة بين بين.
  4. مقطع القطب العميق للقيادة الاستشعار من الارسال ميكانيكيا. لا لحام كلما أمكن ذلك لأن هذا يمكن أن تحدث ضجيج كبير في تسجيل EEG. كشف اللولب الفولاذ المقاوم للصدأ من الرصاص الارسال عن طريق إزالة مقطع قصير من العزلة سيليكون الخارجية في طرفالارسال الرصاص باستخدام شفرة مشرط معقم.
  5. جدد أسلاك الرصاص من جهاز الإرسال إلى القطب العميق للمخ. ضمان اتصال مناسبة ومستقرة من كلا العنصرين (الشكل 4F). نعلق القطب مزروع (الذي يرتبط ميكانيكيا لزمام المبادرة مرسل) إلى ذراع العمودي للجهاز التجسيمي.
  6. إصلاح القطب مع الزجاج المتماثرات الشاردة الاسمنت الأسنان (المائية)، والتي من الصعب للغاية ويعطي التصاق قوي للقحف عصبي الأساسي. ترك الاسمنت لتجف لمدة 5 دقائق. إغلاق فروة الرأس باستخدام أكثر من والإفراط في الغرز مع غير قابل للامتصاص 5-0 / 6-0 مواد خياطة الجروح. بدلا من ذلك، الغراء الجلد يمكن استخدامها.
  7. عن كثب مراقبة جودة تسجيلات EEG استنادا إلى جانب القطب الزرع.
    ملاحظة: التعظم من حفر ثقوب يمكن أن يحدث أن لديها القدرة على رفع الأقطاب مع مرور الوقت. هذا يمكن أن يؤدي إلى انخفاض جودة التخطيط الدماغي بسبب التلوث EMG وتخطيط القلب، وبالتالي يمكن أن تحد من تفصيل الأمثلمدة أوردينغ. وهذا هو ذات أهمية خاصة لوضع قطب كهربائي عميق.
  8. للحصول على الرعاية اللاحقة للعمليات الجراحية وعلاج الألم، انظر القسم 8.
  9. التحقق من صحة EEG آخر القطب وضع الوفاة كما هو موضح في القسم 6.13.

العناية 8. بعد العملية وإدارة الألم بعد العملية

  1. لا تترك حيوان غير المراقب حتى استعاد وعيه كافية للحفاظ على الاستلقاء القصية.
  2. لا عودة الحيوان الذي خضع لعملية جراحية للشركة من الحيوانات الأخرى حتى تعافى تماما.
  3. لإدارة الألم بعد العمليات الجراحية، واختيار الدواء واحدة من المجموعات التالية: المواد الأفيونية المخدرة، الأفيونية منبهات / الخصوم، ألفا 2 ناهضات، التخدير الموضعي والعقاقير غير السترويدية المضادة للالتهاب (NSAID) 55-60 يرجى ملاحظة أنه نظرا ل. من شدة جراحة علاج مسكن لمدة 3 أيام هي التوصية بها.
    1. في حالة استخدام البوبرينورفين وإدارة التالية جرعة: الفأر: 0.05- 0.1 ملغ / كغ، والملكية الفكرية، الشوري، كل 6-12 ساعة. الفئران: 0،01-0،05 ملغ / كلغ، والملكية الفكرية، الشوري، كل 8-12 ساعة.
    2. في حالة استخدام بوتورفانول وإدارة الجرعة التالية: الفأر: 1،0-5،0 ملغ / كغ، الشوري، كل 4 ساعات. الفئران: 2،0-2،5 ملغ / كغ، الشوري، كل 4 ساعات.
    3. في حالة استخدام الترامادول وإدارة الجرعة التالية: الجرذان والفئران: 10-30 ملغ / كغ، والملكية الفكرية
    4. في حالة استخدام فلونيكسين وإدارة الجرعة التالية: الفأر: 2.5 ملغ / كغ، الشوري، كل 12 ساعة. الفئران: 1.1 ملغ / كغ، الشوري، كل 12 ساعة.
    5. في حالة استخدام كيتوبروفين وإدارة الجرعة التالية: الفأر: 5 ملغ / كغ، الشوري، كل 12-24 ساعة. الفئران: 5 ملغ / كغ، الشوري، كل 12-24 ساعة.
    6. في حالة استخدام ميتاميزول وإدارة الجرعة التالية: الجرذان والفئران: 100 مغ / كغ، والملكية الفكرية، كل 8 ساعات.
    7. في حالة استخدام ميلوكسيكام وإدارة الجرعة التالية: الجرذان والفئران: 1 مغ / كغ الشوري، كل 24 ساعة.
    8. في حالة استخدام كاربروفين وإدارة الجرعة التالية: الفأر: 5-10 ملغ / كغ، الشوري، كل 12-24 ساعة. الفئران: 2،5-5،0 ملغ / كغ، الشوري، كل 12-24 ساعة.
    9. في حالة استخدام acetaminophen وإدارة الجرعة التالية: الفأر: 300 مغ / كغ، ص، كل 4 ساعات. الفئران: 100-300 ملغ / كغ، كل 4 ساعات.
    10. في حالة استخدام يدوكائين (كما مسكن مساعد)، إدارة الجرعة التالية: الجرذان والفئران: 1-4 ملغ / كغ الشوري
  4. عند استخدام كاربروفين (القوارض جرعة 5-10 ملغم / كغم الشوري، مخففة في 0.9٪ كلوريد الصوديوم) لأمدا طويلا إدارة الألم بعد العمليات الجراحية، إجراء الحقن الأولي 10-15 دقيقة قبل نهاية الأجهزة الجراحية وكرر لمدة لاحقة أيام مرة واحدة في اليوم.
  5. بعد العمل الجراحي، وإطعام الكريات مبلل من أجل تسهيل امتصاص المواد الغذائية. بعناية مراقبة المواد الغذائية (~ 15 غ / 100 غ / د؛ ~ 5 غ / 24 ساعة) والماء (~ 15 مل / 100 ز / د؛ ~ 5 مل / 24 ساعة) استهلاك.
  6. مراقبة الحيوانات عن كثب لعودة المواقف والسلوكيات المعتادة.
    ملاحظة: إدارة الجهازية من المضادات الحيوية مثل إينروفلوكساسين أو السلفوناميدات تريميثوبريم غالبا ما يوصى ولكن ليس ضرورة مطلقة ما لم علامات التهاب السحايا أو التهاب الدماغ في التم الكشف عن المواقع الإلكترونية للزرع.
  7. إعطاء الفئران على الأقل 10 إلى 14 يوما إضافية ليتعافى تماما قبل البدء تسجيلات EEG لمزيد من التحليل.
    ملاحظة: قد تتطلب المهام التجريبية المحددة فترات أطول للشفاء.
  8. متابعة التعافي بعد العملية الجراحية بعد زرع من خلال تقييم تطور بعد الجراحة من وزن الجسم. ويلاحظ وجود أقصى انخفاض في وزن الجسم عادة حوالي يوم 4 - جراحة 5 آخر تليها زيادة طفيفة، ولكنها ثابتة من وزنه خلال 10 - فترة نقاهة 14 يوما.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يوضح هذا القسم أمثلة تم الحصول عليها من السطحية والعميقة، تسجيلات EEG داخل المخ. في البداية يجب أن يذكر أن التسجيلات الأساسية في ظل الظروف الفسيولوجية إلزامية قبل التسجيلات اللاحقة التالية على سبيل المثال، العلاج الدوائي. قد توفر هذه التسجيلات أساسية معلومات قيمة حول الترابط الوظيفي للالنظمية الدماغ مع الدول سلوكية مختلفة أو النوم / النظمية الإيقاعية. هنا، وتبين لنا أمثلة من نوبة الصرع سجلت التالية الإدارة الحادة المخدرات proconvulsive / p...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

زرع EEG القياسات اللاسلكية غير ذات أهمية مركزية كما هو أسلوب غير التقييد الذي يسمح للحيوانات التجارب لأداء ذخيرتهم الكامل للسلوك 1،3. هذا هو من مصلحة كبرى كما تمكن نهج القياس عن بعد ليس فقط تسجيلات EEG عفوية ولكن أيضا التسجيلات تحت المهام المعرفية والاجهزة التحليلية الساعة البيولوجية، مثل T-المتاهة، متاهة شعاعي، متاهة مائية، والمهام الحرمان من النوم أو كلما لتسجيل EEG غير ضرورية أو مفيدة خلال تعقيدا النشاط المعرفي أو الحركية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

يود المؤلفون أن يشكروا الدكتورة كريستينا جينكل (المركز الألماني للأمراض التنكسية العصبية، DZNE) والدكتورة ميكايلا مورينج (DZNE) والدكتور روبرت ستارك (DZNE) للمساعدة في تربية ورعاية صحة. تم دعم هذا العمل ماليا من قبل المعهد الفيدرالي للأدوية والأجهزة الطبية (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte، BfArM) في بون، ألمانيا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
كاربروفين (Rimadyl VET - InjektionA2: D43slö sung)PfizerPZN 011020820 مل
مجهر تكبير جراحي مجهر  Zeiss Stemi 20000000001003877 ، 4355400000000 ، 0000001063306 ، 4170530000000 ، 4170959255000 ، 4551820000000 ، 4170959040000 ، 4170959050000
Bulldog serrefineF.S.T.18051-2828 مم
أقفاص (Macrolon)Techniplast1264C ، 1290D
مصدر الضوء الباردSchott KL2500 LCD9.705   ؛ 202طلبت في Th.Geyer
Cotton tip applicators (معقمة)Carl Roth & nbsp ؛EH12.1
Dexpanthenole (Bepanthen Wund- und Heilsalbe)BayerPZN: 1578818
ستائر (معقمة)HartmannPZN 0366787
70٪ إيثانولCarl Roth & nbsp ؛9065.5
0.3٪ / 3٪ محلول بيروكسيد الهيدروجينSigma9532130٪ محلول الأسهم 
قفازات (معقمة)Unigloves1570
Dental glas ionomer cementKentDental / NORDENTA957 321
محلول جلوتارالديهايد 2٪SigmaG6257
Graefe ملقط منحني ، مسننFST.11052-10
حامل إبرة هالسي مايكرو - كربيد التنجستنFST12500-1212.5 سم
معقم الأدوات الجراحية القائمة على الحرارةFST18000-50
وسادة تسخينAEG HK5510520010طلبت في myToolStore
مثقاب أسنان عالي السرعةمقص قزحية AdeorSI-1708
رفيع جدا   ؛FST14058-09نظام
مخدر استنشاق 9 سم (إيزوفلوران)Harvard Apparatus GmbH34-1352 ، 10-1340 ، 34-0422 ، 34-1041 ، 34-0401 ، 34-1067 ، 72-3044 ، 34-0426 ، 34-0387 ، 34-0415 ، 69-0230
IsofluraneBaxter 250 ملPZN 6497131
كيتامينفايزرPZN 07506004
رنجر مركب s محلول (معقم)براونL7502
مقص ليكسار بيبي مستقيم ، 10 سمFST14078-10 10سم
محلول تلطيخنيسل أرمين باكBAA31712159
مادة خياطة غير قابلة للامتصاص 5-0 / 6-0 (معقمة)صبانا (سابافيل)N-63123-45
Covidien (Sofsilk)S1172 ، S1173
Halsey حامل إبرةFST12001-13
ضمادات 13 سم (معقمة)ReWa Krankenhausbedarf2003/01
0.9٪ محلول ملحي (كلوريد الصوديوم ، معقم)براونPZN: 8609255
شفرات مشرط بمقبض (معقم)propraxis2029/10
ملقط نمط قياسي، 11000-1412 سم وطول
14.5 سمأقطاب الصلب والتنغستن الباريلين المغلفة شركة FHC Inc. ، الولايات المتحدة الأمريكية)UEWLGESEANND
إطار تجسيميNeurostar51730Mتم طلبه في Stoelting
(محرك ستيريو - محرك تجسيمي جديد بمحركات جديدة)
أشرطة (معقمة) BSNmedical GmbH & Co. KG626225
TA10ETA-F20 & nbsp ؛DSI270-0042-001Xجهاز إرسال الترددات الراديوية 3.9 g, 
3.9 جم ، 1.9 مل ، نطاق جهد الإدخال & plusmn ؛ 2.5 مللي فولت ،
عرض النطاق الترددي للقناة (B) 1 - 200 هرتز ،   ؛
معدل أخذ العينات الاسمي (f) 1,000 هرتز (f = 5B)
نطاق تشغيل درجة الحرارة 34 - 41 درجة ؛ عمر البطارية المضمون C
4 أشهر
TL11M2-F20EET   ؛DSI270-0124-001Xجهاز إرسال الترددات الراديوية 
3.9 جم ، 1.9 مل ، نطاق جهد الإدخال & plusmn ؛ 1.25 مللي فولت ، عرض النطاق الترددي للقناة
(B) 1 - 50 هرتز ،   ؛
معدل أخذ العينات الاسمي (f) 250 هرتز (f = 5B)
نطاق تشغيل درجة الحرارة 34 - 41 درجة ؛ عمر البطارية C
مضمون 1.5 شهر
ملقط الأنسجة- 1x2 أسنان 12 سمFST11021-1212 سم
مقص قزحية كربيد التنجستن11.5 سم
هزاز 5000 ميجا هرتزعلوم المجهر الإلكتروني5000-005
زيلازين (رومبون)بايرPZN: 1320422
FSt.11000-12 طول FSt14558-11

المراجع

  1. Kramer, K., et al. The use of radiotelemetry in small laboratory animals: recent advances. Contemp Top Lab Anim Sci. 40, 8-16 (2001).
  2. Kramer, K., et al. The use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely swimming rats. Methods Find Exp Clin Pharmacol. 17, 107-112 (1995).
  3. Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 13, 197-205 (2003).
  4. Kramer, K., Remie, R. Measuring blood pressure in small laboratory animals. Methods Mol Med. 108, 51-62 (2005).
  5. Kramer, K., et al. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J Pharmacol Toxicol Methods. 30, 209-215 (1993).
  6. Kramer, K., et al. Telemetric monitoring of blood pressure in freely moving mice: a preliminary study. Lab Anim. 34, 272-280 (2000).
  7. Guler, N. F., Ubeyli, E. D. Theory and applications of biotelemetry. J Med Syst. 26, 159-178 (2002).
  8. Aylott, M., Bate, S., Collins, S., Jarvis, P., Saul, J. Review of the statistical analysis of the dog telemetry study. Pharm Stat. 10, 236-249 (2011).
  9. Rub, A. M., Jepsen, N., Liedtke, T. L., Moser, M. L., Weber, E. P., 3rd, Surgical insertion of transmitters and telemetry methods in fisheries research. Am J Vet Res. 75, 402-416 (2014).
  10. Bastlund, J. F., Jennum, P., Mohapel, P., Vogel, V., Watson, W. P. Measurement of cortical and hippocampal epileptiform activity in freely moving rats by means of implantable radiotelemetry. J Neurosci Methods. 138, 65-72 (2004).
  11. Jeutter, D. C. Biomedical telemetry techniques. Crit Rev Biomed Eng. 7, 121-174 (1982).
  12. Williams, P., et al. The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy. J Neurosci Methods. 155, 39-48 (2006).
  13. Bertram, E. H., Lothman, E. W. Ambulatory EEG cassette recorders for prolonged electroencephalographic monitoring in animals. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 79, 510-512 (1991).
  14. Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals. Brain Res Brain Res Protoc. 2, 85-97 (1997).
  15. Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 7666-7669 (2011).
  16. Lin, D. C., Bucher, B. P., Davis, H. P., Sprunger, L. K. A low-cost telemetry system suitable for measuring mouse biopotentials. Med Eng Phys. 30, 199-205 (2008).
  17. Aghagolzadeh, M., Zhang, F., Oweiss, K. An implantable VLSI architecture for real time spike sorting in cortically controlled Brain Machine Interfaces. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 1569-1572 (2010).
  18. Bonfanti, A., et al. A multi-channel low-power system-on-chip for single-unit recording and narrowband wireless transmission of neural signal. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , (2010).
  19. Chang, P., Hashemi, K. S., Walker, M. C. A novel telemetry system for recording EEG in small animals. J Neurosci Methods. 201, 106-115 (2011).
  20. Chen, H. Y., Wu, J. S., Hyland, B., Lu, X. D., Chen, J. J. A low noise remotely controllable wireless telemetry system for single-unit recording in rats navigating in a vertical maze. Med Biol Eng Comput. 46, 833-839 (2008).
  21. De Simoni, M. G., De Luigi, A., Imeri, L., Algeri, S. Miniaturized optoelectronic system for telemetry of in vivo voltammetric signals. J Neurosci Methods. 33, 233-240 (1990).
  22. Farshchi, S., Nuyujukian, P. H., Pesterev, A., Mody, I., Judy, J. W. A TinyOS-enabled MICA2-based wireless neural interface. IEEE Trans Biomed Eng. 53, 1416-1424 (2006).
  23. Gottesmann, C., Rodi, M., Rebelle, J., Maillet, B. Polygraphic recording of the rat using miniaturised telemetry equipment. Physiol Behav. 18, 337-340 (1977).
  24. Gottesmann, C., Rebelle, J., Maillet, B., Rodi, M., Rallo, J. L. Polygraphic recording in the rat by a miniaturized radiotelemetric technic. C R Seances Soc Biol Fil. 169, 1584-1589 (1975).
  25. Handoko, M. L., et al. A refined radio-telemetry technique to monitor right ventricle or pulmonary artery pressures in rats: a useful tool in pulmonary hypertension research. Pflugers Arch. 455, 951-959 (2008).
  26. Hanley, J., Zweizig, J. R., Kado, R. T., Adey, W. R., Rovner, L. D. Combined telephone and radiotelemetry of the EEG. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 26, 323-324 (1969).
  27. Irazoqui, P. P., Mody, I., Judy, J. W. Recording brain activity wirelessly. Inductive powering in miniature implantable neural recording devices. IEEE Eng Med Biol Mag. 24, 48-54 (2005).
  28. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  29. Lee, S. B., Yin, M., Manns, J. R., Ghovanloo, M. A wideband dual-antenna receiver for wireless recording from animals behaving in large arenas. IEEE Trans Biomed Eng. 60, 1993-2004 (2013).
  30. Morrison, T., Nagaraju, M., Winslow, B., Bernard, A., Otis, B. P. A 0.5 cm(3) four-channel 1.1 mW wireless biosignal interface with 20 m range. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 8 (3), 138-147 (2014).
  31. Moscardo, E., Rostello, C. An integrated system for video and telemetric electroencephalographic recording to measure behavioural and physiological parameters. J Pharmacol Toxicol Methods. 62, 64-71 (2010).
  32. Mumford, H., Wetherell, J. R. A simple method for measuring EEG in freely moving guinea pigs. J Neurosci Methods. 107, 125-130 (2001).
  33. Nagasaki, H., Asaki, Y., Iriki, M., Katayama, S. Simple and stable techniques for recording slow-wave sleep. Pflugers Arch. 366, 265-267 (1976).
  34. Podgurniak, P. A simple, PC-dedicated, implanted digital PIM-radiotelemetric system. Part 2: The multichannel system. Biomed Tech (Berl). 46, 273-279 (2001).
  35. Ruedin, P., Bisang, J., Waser, P. G., Borbely, A. A. Sleep telemetry in the rat: I. a miniaturized FM--AM transmitter for EEG and EMG). Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 44, 112-114 (1978).
  36. Ruther, P., et al. Compact wireless neural recording system for small animals using silicon-based probe arrays. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2284-2287 (2011).
  37. Saito, T., Watanabe, Y., Nemoto, T., Kasuya, E., Sakumoto, R. Radiotelemetry recording of electroencephalogram in piglets during rest. Physiol Behav. 84, 725-731 (2005).
  38. Sumiyoshi, A., Riera, J. J., Ogawa, T., Kawashima, R. A mini-cap for simultaneous EEG and fMRI recording in rodents. Neuroimage. 54, 1951-1965 (2011).
  39. Sundstrom, L. E., Sundstrom, K. E., Mellanby, J. H. A new protocol for the transmission of physiological signals by digital telemetry. J Neurosci Methods. 77, 55-60 (1997).
  40. Wang, M., et al. A telemetery system for neural signal acquiring and processing. Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 28, 49-53 (2011).
  41. Cotugno, M., Mandile, P., D'Angiolillo, D., Montagnese, P., Giuditta, A. Implantation of an EEG telemetric transmitter in the rat. Ital J Neurol Sci. 17, 131-134 (1996).
  42. Vogel, V., Sanchez, C., Jennum, P. EEG measurements by means of radiotelemetry after intracerebroventricular (ICV) cannulation in rodents. J Neurosci Methods. 118, 89-96 (2002).
  43. Louis, R. P., Lee, J., Stephenson, R. Design and validation of a computer-based sleep-scoring algorithm. J Neurosci Methods. 133, 71-80 (2004).
  44. Tang, X., Sanford, L. D. Telemetric recording of sleep and home cage activity in mice. Sleep. 25, 691-699 (2002).
  45. Bassett, L., et al. Telemetry video-electroencephalography (EEG) in rats, dogs and non-human primates: methods in follow-up safety pharmacology seizure liability assessments. J Pharmacol Toxicol Methods. 70, 230-240 (2014).
  46. Authier, S., et al. Video-electroencephalography in conscious non human primate using radiotelemetry and computerized analysis: refinement of a safety pharmacology model. J Pharmacol Toxicol Methods. 60, 88-93 (2009).
  47. Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Res. 354, 221-246 (2013).
  48. Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mamm Genome. 24, 89-94 (2013).
  49. Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Prog Neurobiol. 96, 220-241 (2012).
  50. Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Depend. 92, 217-227 (2008).
  51. Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. Eur J Anaesthesiol. 25, 113-117 (2008).
  52. Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Front Neuroendocrinol. 31, 341-358 (2010).
  53. Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Res. , 102-153 (2012).
  54. Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neurosci Biobehav Rev. 28, 811-825 (2005).
  55. Richardson, C. A., Flecknell, P. A. Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress. Altern Lab Anim. 33, 119-127 (2005).
  56. Liles, J. H., Flecknell, P. A., Roughan, J., Cruz-Madorran, I. Influence of oral buprenorphine, oral naltrexone or morphine on the effects of laparotomy in the rat. Lab Anim. 32, 149-161 (1998).
  57. Liles, J. H., Flecknell, P. A. The effects of buprenorphine, nalbuphine and butorphanol alone or following halothane anaesthesia on food and water consumption and locomotor movement in rats. Lab Anim. 26, 180-189 (1992).
  58. Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
  59. Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. , Appendix 4, Appendix 4B (2008).
  60. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53, 55-69 (2012).
  61. Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Res Brain Res Protoc. 14, 154-164 (2005).
  62. Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: a powerful state-of-the art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. , (2016).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

غير زجرية-EEG القياسات اللاسلكية: فوق الجافية والعميق داخل المخ EEG التجسيمي الكهربائي التنسيب
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.