يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

لإعداد المائل الحبل الشوكي شرائح لبطني الجذر تحفيز

9.5K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/54525

⸱

أكتوبر 13, 2016

 , 
1Centre National de la Recherche Scientifique (UMR 8119), Centre de Neurophysique, Physiologie et Pathologie, Université Paris Descartes

في هذه المقالة

ملخص

وتبين لنا كيفية تحضير شرائح مائلة من الحبل الشوكي في الفئران الشابة. هذا الإعداد يسمح لتحفيز الجذور البطنية.

الملخص

وقد أثبتت التسجيلات الكهربية من شرائح الحبل الشوكي لتكون تقنية قيمة للتحقيق في مجموعة واسعة من الأسئلة، من الخلوية إلى خصائص الشبكة. وتبين لنا كيفية تحضير شرائح مائلة قابلة للحياة من الحبل الشوكي من الفئران الشابة (P2 - P11). في هذا الإعداد، والعصبونات الحركية تحتفظ المحاور التي تخرج من الجذور البطنية من النخاع الشوكي. تحفيز هذه المحاور يثير-نشر يعود إمكانات العمل غزو somas العصبون الحركي ومثيرة الضمانات والعصبون الحركي داخل الحبل الشوكي. تسجيل امكانات العمل معاكسة للمسيرة هو وسيلة فورية، نهائية وأنيقة لتوصيف هوية العصبون الحركي، والذي يتجاوز أساليب هوية أخرى. وعلاوة على ذلك، وحفز الضمانات العصبون الحركي هو وسيلة بسيطة وموثوق بها لإثارة أهداف ضمانات من العصبونات الحركية في النخاع الشوكي، مثل العصبونات الحركية أو R أخرىenshaw الخلايا. في هذا البروتوكول، ونحن تقديم التسجيلات معاكسة للمسيرة من العصبون الحركي somas وكذلك رينشو إثارة الخلية، الناجم عن التحفيز الجذر البطني.

المقدمة

تاريخيا، أجريت التسجيلات العصبون الحركي باستخدام حاد الكهربائي في الجسم الحي على الحيوانات الكبيرة مثل القطط والفئران 1 أو على الحبل الشوكي كله معزولة في الفئران 2. ودعا الوصول المباشر إلى العصبون الحركي ظهور تقنية تسجيل التصحيح، المشبك خلال 1980s، somas كما الختم اللازمة لتحقيقها تحت التوجيه البصري. وهكذا، تم تحقيق الشوكي إعداد الحبل شريحة بسهولة منذ أوائل 1990s 3. ومع ذلك، إعداد شريحة في وقت مبكر في كثير من الأحيان لا تسمح لتحفيز الجذور البطنية. إلى علمنا، وذكرت اثنين فقط من الدراسات التحفيز الناجح لجذور بطني في شرائح عرضية، وتم الحصول على أي من الفئران 4،5.

في هذه المقالة نقدم تقنية لتحقيق شرائح الحبل الشوكي قابلة للحياة الفئران حديثي الولادة (P2 - P11) الذي تجمع العصبون الحركي يحتفظ الجذر المغادرين المحاور في بطني. منفسالتحفيز الجذرية راؤول يطلق إمكانات العمل معاكسة للمسيرة العودة الى somas تجمع العصبون الحركي تخرج من نفس الجذر البطني. لأنه يثير أيضا الأهداف ضمانات العصبون الحركي، العصبونات الحركية الأخرى 6-10 والخلايا رينشو 11-13. منذ العصبونات الحركية فقط ترسل المحاور إلى أسفل جذور بطني، ونحن نستخدم تسجيل إمكانات العمل معاكسة للمسيرة باعتبارها وسيلة بسيطة ونهائية لphysiologicaly تحديد العصبونات الحركية 10.

بالإضافة إلى استخدام معيارا الكهربية والمورفولوجية يحتمل أن تكون غير شاملة أو مضللة لتأكيد هوية العصبون الحركي، اعتمدت الدراسات التي أجريت مؤخرا على العصبونات الحركية في النخاع الشوكي أيضا على مملة ومضيعة للوقت اللاحق stainings 16. عادة ما يتم إجراء هذا التحديد فقط على عينة من الخلايا المسجلة. تعتمد استراتيجيات هوية أخرى على خطوط الماوس فيه العصبونات الحركية تعبر عن مضان الذاتية 17-19. ومع ذلك، باستخدام علامات المشفرة وراثيا قد يكون من الصعب في سن مبكرة عندما التعبير علامة لا يزال متغير أو إذا اقتضت الدراسة بالفعل باستخدام خط الماوس المعدلة وراثيا. بدلا من ذلك، عمل معاكس للمسيرة التسجيلات المحتملة يمكن أن يؤديها بشكل روتيني على جميع الفئران من بداية تسجيل الخلية. المجربون العمل على الاستعدادات الحبل الشوكي سليمة في القط، الجرذان والفئران، وقد استخدمت هذه التقنيات بشكل موثوق هوية منذ عام 1950 1،2،20،21. في الظروف المثلى، تمكنا من انتزاع امكانات العمل معاكسة للمسيرة من تقريبا كل من العصبونات الحركية المسجلة.

وعلاوة على ذلك، وتحفيز جذر بطني يمكن استخدامها لإثارة موثوق العصبونات الحركية الأخرى 22،23 أو أهدافها. الخلايا رينشو 10،24،25. نقدم هنا تطبيقات التحفيز الجذر البطني في شكل عمل معاكس للمسيرة التسجيلات المحتملة من somas العصبون الحركي، فضلا عن إثارة الخلايا رينشو.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وقد أجريت التجارب وفقا للتوجيهات الأوروبية (86/609 / أوروبا الوسطى والشرقية و2010-63-UE) والتشريع الفرنسي، وتمت الموافقة من قبل لجنة الأخلاق جامعة باريس ديكارت.

1. الحبل الشوكي إعداد شريحة

  1. إعداد الحلول التالية يوميا أو يوم واحد مقدما. إذا كان يحتفظ بها بين عشية وضحاها، فقاعة مع 95٪ O 2 و 5٪ CO 2 و يحفظ في الثلاجة في زجاجة مغلقة بإحكام.
    1. إعداد منخفضة الصوديوم السائل الاصطناعي النخاعي (ACSF): 3 ملي بوكل، 1 ملم ناه 2 ص 4، 230 ملي السكروز، 26 مم NaHCO 3، 0.8 ملي CaCl 2، 8 ملي MgCl 2 و 25 ملي الجلوكوز، 0.4 ملي حمض الاسكوربيك، 1 ملم نا kynurenate، 2 مم نا البيروفات. فقاعة مع 95٪ O 2 و 5٪ CO 2 (7.4 درجة الحموضة). منذ نا kynurenate غالبا ما يكون من الصعب حل، تأكد من شراء واحدة المدرجة في جدول المواد.
    2. تحضير المحاليل K-جلوكوناتنشوئها: 130 ملي K-غلوكونات، 15 ملي بوكل، 0.05 ملي EGTA، 20 ملي HEPES 25 ملي الجلوكوز، 1 ملم نا kynurenate، 2 مم نا البيروفات، بعد تعديلها لدرجة الحموضة 7.4 مع KOH.
    3. إعداد ACSF: 130 مم كلوريد الصوديوم، 2.5 ملي بوكل، 2 مم CaCl 2، 1 ملم MgCl 2، 1 ملم ناه 2 ص 4، 26 ملم NaHCO 3 و 25 ملي الجلوكوز، 0.4 ملي حمض الاسكوربيك، 2 مم نا البيروفات. فقاعة مع 95٪ O 2 و 5٪ CO 2 (7.4 درجة الحموضة).
    4. قبل بداية التشريح، حل 2٪ أجار في 80 مل من محلول K-غلوكونات، والدفء عند 60 درجة مئوية.
  2. داخل القلب نضح
    1. أداء هذا المستحضر على الفئران الذكور والإناث، تتراوح أعمارهم بين P2 إلى P11.
    2. تخدير الفأر مع حقنة داخل الصفاق من 0.1 مل من 25 ملي الصوديوم بنتوباربيتال (50 ملغ / كلغ).
    3. استخدام الإبر أو شريط، لشل حركة الماوس على ظهرها على طبق بتري كبيرة مملوءة السيليكون. استخدام مجهر تشريحه لبقية تشريح.
    4. عقد غيض من القص، ورفع الصدر وقطع الحجاب الحاجز باستخدام مقص غرامة. ثم فتح الصدر على كلا الجانبين من خلال قطع أضلاعه لفضح القلب.
    5. قطع الأذين الأيمن قبل ثقب البطين الأيسر مع إبرة 27G.
    6. يروي مع انخفاض الصوديوم + ACSF الجليد الباردة. بعد 30 ثانية، وينبغي أن ينظر المنخفض الصوديوم + ACSF المتدفقة من الأذين. كميات قليلة من الصوديوم تمنع الخلايا من ارتفاعه وتقلل من الموت الخلوي أثناء تشريح.
    7. الحفاظ على عقد إبرة في قلب تحت المجهر تشريح حتى يتحول الكبد الصفراء عندما يتم استنزاف الدم.
  3. تشريح الحبل الشوكي
    1. قطع رأس الحيوان ووضعه على بطنه.
    2. بسرعة إزالة الجلد من الخلف (الشكل 1A1). جعل اثنين من التخفيضات من خلال الكتفين ونزول القفص الصدر (الشكل 1A2). ثم قطع الحبل كما لآه ممكن في قسم الذيلية من أجل عزل العمود الفقري مع بداية الأضلاع من الجزء السفلي من الحيوان. الوجه الحيوان مرة أخرى وإزالة الأحشاء لا تزال تعلق على الأضلاع.
    3. نقل العمود الفقري لآخر، أصغر المليئة السيليكون طبق بتري واستخدام 4 دبابيس الحشرات لأنه عقد ظهري حتى الجانب (الشكل 1A).
    4. باستمرار يروي الحيوان مع ACSF-فقاعات كربوجين (في حوالي 4 درجات مئوية) أثناء إجراء الثقب من الجانب الظهري، وفضح الحبل الشوكي من نهاية منقاري (الشكل 1B). للقيام بذلك، إدراج غيض من مقص غرامة بين العظم والنخاع الشوكي وقطع العظام شيئا فشيئا من نهاية منقاري، والتأكد من أن يبقى بعيدا عن المادة البيضاء. تتناوب على كل جانب في حين أن استخدام ملاقط لالابتعاد الفرقة العظام خفضت بالفعل (الشكل 1B1).
    5. باستخدام أصغر مقص الربيع المتاحة وملاقط، ورفع الجافية وقطععلى كلا الجانبين في حين عقد الجزء فضفاض من الجافية من أجل تجنب إتلاف الحبل الشوكي مع مقص. قطع على طول محور rostro الذيلية.
      ملاحظة: الجافية هو غشاء شفاف المستمر نصف. في هذا العصر الأم الحنون هشة للغاية وسوف تأتي بعيدا أثناء تشريح وتقطيع (الشكل 1B2).
    6. مرة واحدة الجافية هو استخدام إزالة الزجاج حادة أو طرف من البلاستيك لدفع برفق الحبل على الجانب الأيسر من الأخدود التي شكلتها العمود الفقري نصف قطع، وقطع الجذور البطنية والظهرية على الجانب الأيمن، بدءا من الجانب منقاري ، الأبعد من حيث تدخل النخاع (عدد قليل من مم على الأقل، الشكل 1B2).
    7. كرر العملية على الجانب الأيسر، والذهاب دائما من منقاري إلى الذيلية. إذا أعسر، بدء من الجانب الأيسر ومن ثم الانتقال إلى الجانب الأيمن.
  4. التضمين في أجار
    1. زلة الحبل من العمود الفقري. استخدام دبوس الحشرات أصغر ليتعرفواالحبل مع الظهرية سطح صعودا وبدقة إزالة أي جزء من الغشاء لا تزال تعلق عليه (الشكل 1C1).
    2. تنظيفها مرة واحدة، وتقليم طرفي (الشكل 1C2). إدراج دبوس الحشرات محني في الجزء الأمامي من الحبل لمعالجة الحبل وملاحظة توجهها (السهم في الشكل 1C2). ثم نقل النخاع الشوكي إلى حل K-جلوكونات الجليد الباردة.
      ملاحظة: هذا الحل يقلد تكوين الخلايا من السائل النخاعي، وسوف يمنع الخلايا من الموت من صدمة التناضحي مرة واحدة سيتم قطع العصبونات الحركية 26.
    3. مرة واحدة في الحبل الشوكي ضمن الحل داخل الخلايا، واتخاذ الكأس مع آغار من الحمام الجاف وتبريده على مزيج من الثلج والماء.
    4. الحفاظ على اثارة بينما قياس درجة الحرارة. عندما تصل درجة الحرارة إلى 38 درجة مئوية تزج الحبل الشوكي، وعقد من قبل دبوس الحشرات ووضعه الجانب منقاري أسفل. تأكد من أن الحبل الشوكي كما هو الواحدraight ممكن، بعيدا عن الجدران، جزء الذيلية قليلا نحو الأعلى (الشكل 1D1).
    5. ترك الدورق في خليط من الثلج والماء للسماح للأجار ليصلب في أسرع وقت ممكن. تأكد من أنه يبقى في مكان وأن الحبل هو كما مستقيم ممكن (الشكل 1D1).
  5. تشريح
    1. بعد التصلب، وخفض كتلة آغار تحتوي على النخاع الشوكي في مثل هذه الطريقة التي قاعدة كتلة هي في زاوية 35 درجة مع الجزء القطنية من الحبل (السهم في الشكل 1D2). السطح الظهري يجب أن تواجه بعيدا عن قاعدة (الشكل 1D2).
      ملاحظة: هذا هو خطوة حاسمة في هذا الإجراء، للحفاظ على استمرارية حمامات العصبون الحركي للجذور بطني من الذي الخروج.
    2. الغراء كتلة في غرفة من vibratome باستخدام cyanoacrylate الغراء. تزج به في حل K-جلوكونات وإضافة slushed المجمدة حل K-جلوكونات للحفاظ علىحمام برود (أقل من 2 درجة مئوية).
    3. قطع 350-400 ميكرون شرائح سميكة من منطقة أسفل الظهر (التعرف عليها عن طريق انحناء وقطر أكبر). في التوجه السليم (انظر 1.4.1.)، استخدم شفرة لقطع من ظهري إلى السطح البطني وجعل شرائح أكثر باستمرار منقاري. عادة، هناك 4-5 شرائح مناسبة مع الجذور البطنية تمتد 2 مم أو أكثر. استخدام المعلمات التالية: 10 درجة زاوية، 70 هرتز تردد الاهتزاز و 10 مم / سرعة دقيقة من تشريح.
  6. حضانة
    1. نقل شرائح لACSF في 34 درجة مئوية. بعد ما يقرب من 30 دقيقة، تبريد شرائح وصولا الى RT والبدء في تسجيل الدورة.

figure-protocol-1
الشكل 1. تشريح
A1: إزالة الجلد من الجزء الخلفي لفضح العمود الظهري A2:قطع الكتفين والضلوع لتحرير ظهري العمود B1: العمود الفقري معقود على طبق بتري مليئة السيليكون (الجانب الظهري، والجانب الذيلية اليسار) B2: الشيء نفسه مع الحبل الشوكي المكشوفة وتشريح C1: الحبل الشوكي معزولة (الجانب منقاري إلى اليسار) C2: الحبل الشوكي على استعداد لتكون جزءا لا يتجزأ (الجانب البطني، والجانب منقاري إلى اليسار). لاحظ دبوس الحشرات أصغر على الجانب منقاري D1:. الحبل الشوكي في الدورق أجار (الجانب منقاري داو، الجانب البطني مواجهة القاع) D2: قص كتلة أجار مع الحبل الشوكي المضمنة. لاحظ زاوية 35 درجة الأشكال الحبل الشوكي مع قاعدة كتلة وتوسيع قطني (السهم). أشرطة النطاق 1 سم. يرجى النقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.

2. وضع شريحة في الغرفة

ملاحظة: هاءجذور ntral ذات حجم متغير.

  1. يعد مربع من مختلف الماصات بأقطار تتراوح طرف 40-170 ميكرون مقدما. لإعداد الماصات الشفط، وإعداد العديد من الماصات مع تفتق طويل. باستخدام سكين الماس، اجراء خفض في المواقف المختلفة. ثم تشريح تحت المجهر، وكسر ذلك عن طريق ضرب طرف مع ملاقط.
  2. إزالة غرفة من المجهر تسجيل ووضعه تحت المجهر تشريح.
  3. اختيار شريحة تحتوي على جذر بطني من مدة كافية (2 ملم أو أكثر) لتركيبها على القطب التحفيز الشفط. حدد الاتجاه الصحيح للشريحة مع الجذور البطنية التصاعدي (الشكل 2A) وقطع بدقة آغار حول الجذور البطنية بينما ترك بقية آغار حول شريحة (الشكل 2B).
    ملاحظة: نظرا لأن أجار هو أقوى من شريحة، وهذا سوف يسمح للخيوط مرساة شريحة للراحة على أجار بدلا من التركيز على شريحة وبالتالي لسوف nchor لا تضر الأنسجة. تأكد من خيوط مرساة شريحة هي فوق بركة العصبون الحركي (كما هو موضح باللون الأحمر في الشكل 2C).
  4. جبل الغرفة مرة أخرى على المجهر ويروي باستمرار غرفة تسجيل مع ACSF بمعدل 1-2 مل / دقيقة، في RT. باستخدام ماصة زجاجية مملوءة ACSF وتوصيلها إلى حقنة، تمتص واحد من جذر بطني (السهم في الشكل 2C). من أجل تحقيق التحفيز الجيد من جذر بطني، وغيض ماصة يجب أن يكون ضيق حول الجذر البطني. وينبغي أن تكون واحدة القطب في القطب محفزة وغيرها من واحد في الحمام (أو متصلا إشارة القطب-لقط التصحيح).
  5. تحقيق تسجيل التصحيح، المشبك من المطلوب من نوع الخلية وتسجيل تأثير التحفيز جذر بطني كما هو موضح previsouly 10.
    1. هنا، استخدام مكبر للصوت للحصول على البيانات. تصفية تسجيلات خلية كاملة في 3 كيلو هرتز. رقمنة في 10 كيلوهرتز. تعويض مقاومة جسر في كوريهوضع الإقليم الشمالي المشبك.

figure-protocol-2
الشكل 2. إعداد جذر بطني
ج: قطني شريحة الحبل الشوكي جزءا لا يتجزأ من أجار مع الجذر البطني مواجها لها ب: قطني شريحة الحبل الشوكي مع الجذور البطنية تحررت من أجار C: قطني شريحة الحبل الشوكي مع القطب محفزة وضعت بإحكام حول جذور بطني (السهم) . لاحظ مكان الخلايا رينشو التعبير عن مضان أحمر في 28 chrna2-لجنة المساواة العرقية الماوس عبرت مع مراسل الماوس R26 توم 17. القضبان مقياس 1 مم. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تأكيد العصبون الحركي الهوية باستخدام إمكانيات معاكس للمسيرة العمل

استهداف الخلايا

تم العثور على العصبونات الحركية في القرن البطني (مرئية باللون الأحمر في الشكل 2C). ابدأ من حزمة من المحاور التي تشكل ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تشريح منحرف من الحبل الشوكي هو مهم لأنه يسمح لتحفيز جانب واحد من حمامات العصبون الحركي والخلايا رينشو في الجزء الفقري واحد بطريقة موثوقة وشاملة ومحددة. وعلاوة على ذلك، فإنه يسمح لتحديد سريع، أنيق وغير ملتبس من العصبونات الحركية المسجلة. المقبل، ونحن سوف تسلط الضوء على مزايا هذه التقنية مقارنة مع أساليب إعداد شريحة أخرى، وبعد ذلك سوف نؤكد من المزالق الأكثر شيوعا لتجنب حين تنفيذ هذا الإجراء.

معظم الدراسات التي تستخ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

الكتاب أشكر مارين مانويل وأوليفيا غولدمان Szwajkajzer لمساعدتهم في اتخاذ الصور. أشكر الكتاب أيضا أرجون Masukar وتوبياس بوك لتنقيح الكتابة المخطوطة. وقدمت الدعم المالي من قبل الوكالة الوطنية من أجل لا بحوث (HYPER-الفرقة المتعددة الجنسيات، وكالة الاستخبارات الوطنية-2010-بلان-1429-1401)، والمعاهد الوطنية للصحة NINDS (R01NS077863)، ومؤسسة لاتران تييري (مشروع OHEX)، والجمعية الفرنسية لاعتلال عضلي ( منحة رقم 16026)، والهدف ALS وامتنان. وكان فيليكس ليروي المستفيد من "Contrat الدكتوراه" من مدرسة المعلمين العليا، كاشان.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
Na-kynurenateABCAMab120256يذوب بشكل أفضل من العلامات التجارية الأخرى
KClSigmaP3911
NaH2PO4SigmaP5655
sukrose سيجماS9378
NaHCO3 سيجماS6014
CaCl2 G BiosciencesR040
MgCl2 جودة البيولوجية351-033-721
الجلوكوز سيجماG5767
حمض الأسكوربيك  سيجماA5960
Na-pyruvate سيجماP2250
K-gluconate   ؛سيجماP1847
EGTA سيجماE3889
HEPES سيجماH4034
كلوريد الصوديومسيجماS9888
أجارسيجماA9799
QX-314ألومونQ150
ملغ-ATPسيجماA9187
CsOHسيجما232041
Na-GTPسيجما51120
حمض الجلوكونيكسيجماG1951
محلول هيدروكسيد السيزيومSigma232041
KOHSigmaP5958
Vannas Spring Scissors - 2.5 مم   ؛FST15000-08يستخدم فقط لقطع الجافية ، قد يتلف في حالة قطع العظام
محفزالنبض المعزول لأنظمة AM موديل 2100
VibratomeCampdenيهتز Microtome 7000 - موديل 7000smz-2

المراجع

  1. Brooks, C. M., Downman, C. B., Eccles, J. C. After-potentials and excitability of spinal motoneurones following antidromic activation. J Neurophysiol. 13 (1), 9-38 (1950).
  2. Bories, C., Amendola, J., Lamotte d'Incamps, B., Durand, J. Early electrophysiological abnormalities in lumbar motoneurons in a transgenic mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Eur J Neurosci. 25 (2), 451-459 (2007).
  3. Takahashi, T. Membrane currents in visually identified motoneurones of neonatal rat spinal cord. J Physiol. 423, 27-46 (1990).
  4. Hori, N., Tan, Y., Strominger, N. L., Carpenter, D. O. Intracellular activity of rat spinal cord motoneurons in slices. J Neurosci Methods. 112 (2), 185-191 (2001).
  5. Arai, Y., Mentis, G. Z., Wu, J. Y., O'Donovan, M. J. Ventrolateral origin of each cycle of rhythmic activity generated by the spinal cord of the chick embryo. PLoS One. 2 (5), e417(2007).
  6. Cullheim, S., Lipsenthal, L., Burke, R. E. Direct monosynaptic contacts between type-identified alpha-motoneurons in the cat. Brain Res. 308 (1), 196-199 (1984).
  7. Cullheim, S., Kellerth, J. O., Conradi, S. Evidence for direct synaptic interconnections between cat spinal alpha-motoneurons via the recurrent axon collaterals: a morphological study using intracellular injection of horseradish peroxidase. Brain Res. 132 (1), 1-10 (1977).
  8. Gogan, P., Gueritaud, J. P., Horcholle-Bossavit, G., Tyc-Dumont, S. Direct excitatory interactions between spinal motoneurones of the cat. J Physiol. 272 (3), 755-767 (1977).
  9. Ichinose, T., Miyata, Y. Recurrent excitation of motoneurons in the isolated spinal cord of newborn rats detected by whole-cell recording. Neurosci Res. 31 (3), 179-187 (1998).
  10. Lamotte d'Incamps, B., Ascher, P. Four excitatory postsynaptic ionotropic receptors coactivated at the motoneuron-Renshaw cell synapse. J Neurosci. 28 (52), 14121-14131 (2008).
  11. Renshaw, B. Central effects of centripetal impulses in axons of spinal ventral roots. J Neurophysiol. 9, 191-204 (1946).
  12. Renshaw, B. Interaction of nerve impulses in the gray matter as a mechanism in central inhibition. Fed Proc. 5 (1 Pt 2), 86(1946).
  13. Renshaw, B. Observations on interaction of nerve impulses in the gray matter and on the nature of central inhibition). Am J Physiol. 146, 443-448 (1946).
  14. Pambo-Pambo, A., Durand, J., Gueritaud, J. P. Early excitability changes in lumbar motoneurons of transgenic SOD1G85R and SOD1G(93A-Low) mice. J Neurophysiol. 102 (6), 3627-3642 (2009).
  15. Quinlan, K. A., Schuster, J. E., Fu, R., Siddique, T., Heckman, C. J. Altered postnatal maturation of electrical properties in spinal motoneurons in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. J Physiol. 589 (Pt 9), 2245-2260 (2011).
  16. Martin, E., Cazenave, W., Cattaert, D., Branchereau, P. Embryonic alteration of motoneuronal morphology induces hyperexcitability in the mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Neurobiol Dis. 54, 116-126 (2013).
  17. Hadzipasic, M., et al. Selective degeneration of a physiological subtype of spinal motor neuron in mice with SOD1-linked ALS. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (47), 16883-16888 (2014).
  18. Wichterle, H., Lieberam, I., Porter, J. A., Jessell, T. M. Directed differentiation of embryonic stem cells into motor neurons. Cell. 110 (3), 385-397 (2002).
  19. Tallini, Y. N., et al. BAC transgenic mice express enhanced green fluorescent protein in central and peripheral cholinergic neurons. Physiol Genomics. 27 (3), 391-397 (2006).
  20. Manuel, M., et al. Fast kinetics, high-frequency oscillations, and subprimary firing range in adult mouse spinal motoneurons. J Neurosci. 29 (36), 11246-11256 (2009).
  21. Obeidat, A. Z., Nardelli, P., Powers, R. K., Cope, T. C. Modulation of motoneuron firing by recurrent inhibition in the adult rat in vivo. J Neurophysiol. 112 (9), 2302-2315 (2014).
  22. Leroy, F., Lamotte d'Incamps, B., Imhoff-Manuel, R. D., Zytnicki, D. Early intrinsic hyperexcitability does not contribute to motoneuron degeneration in amyotrophic lateral sclerosis. Elife. 3, (2014).
  23. Leroy, F., Lamotte d'Incamps, B., Zytnicki, D. Potassium currents dynamically set the recruitment and firing properties of F-type motoneurons in neonatal mice. J Neurophysiol. 114 (3), 1963-1973 (2015).
  24. Lamotte d'Incamps, B., Ascher, P. Subunit composition and kinetics of the Renshaw cell heteromeric nicotinic receptors. Biochem Pharmacol. 86 (8), 1114-1121 (2013).
  25. Lamotte d'Incamps, B., Krejci, E., Ascher, P. Mechanisms shaping the slow nicotinic synaptic current at the motoneuron-renshaw cell synapse. J Neurosci. 32 (24), 8413-8423 (2012).
  26. Dugue, G. P., Dumoulin, A., Triller, A., Dieudonne, S. Target-dependent use of co-released inhibitory transmitters at central synapses. J Neurosci. 25 (28), 6490-6498 (2005).
  27. Mentis, G. Z., Siembab, V. C., Zerda, R., O'Donovan, M. J., Alvarez, F. J. Primary afferent synapses on developing and adult Renshaw cells. J Neurosci. 26 (51), 13297-13310 (2006).
  28. Perry, S., et al. Firing properties of Renshaw cells defined by Chrna2 are modulated by hyperpolarizing and small conductance ion currents Ih and ISK. Eur J Neurosci. 41 (7), 889-900 (2015).
  29. Thurbon, D., Luscher, H. R., Hofstetter, T., Redman, S. J. Passive electrical properties of ventral horn neurons in rat spinal cord slices. J Neurophysiol. 79 (5), 2485-2502 (1998).
  30. Zengel, J. E., Reid, S. A., Sypert, G. W., Munson, J. B. Membrane electrical properties and prediction of motor-unit type of medial gastrocnemius motoneurons in the cat. J Neurophysiol. 53 (5), 1323-1344 (1985).
  31. Cooper, S., Sherington, C. S. Gower's tract and spinal border cells. Brain. 63, 123-124 (1940).
  32. Morin, F., Schwartz, H. G., O'Leary, J. L. Experimental study of the spinothalamic and related tracts. Acta Psychiatr Neurol Scand. 26 (3-4), 371-396 (1951).
  33. Sengul, G., Fu, Y., Yu, Y., Paxinos, G. Spinal cord projections to the cerebellum in the mouse. Brain Struct Funct. 220 (5), 2997-3009 (2015).
  34. Russier, M., Carlier, E., Ankri, N., Fronzaroli, L., Debanne, D. A-, T-, and H-type currents shape intrinsic firing of developing rat abducens motoneurons. J Physiol. 549 (Pt 1), 21-36 (2003).
  35. Dourado, M., Sargent, P. B. Properties of nicotinic receptors underlying Renshaw cell excitation by alpha-motor neurons in neonatal rat spinal cord). J Neurophysiol. 87 (6), 3117-3125 (2002).
  36. Mitra, P., Brownstone, R. M. An in vitro spinal cord slice preparation for recording from lumbar motoneurons of the adult mouse. J Neurophysiol. 107 (2), 728-741 (2012).
  37. Rothman, S. M. The neurotoxicity of excitatory amino acids is produced by passive chloride influx. J Neurosci. 5 (6), 1483-1489 (1985).
  38. Olney, J. W., Price, M. T., Samson, L., Labruyere, J. The role of specific ions in glutamate neurotoxicity. Neurosci Lett. 65 (1), 65-71 (1986).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

لإعداد المائل الحبل الشوكي شرائح لبطني الجذر تحفيز
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.