Method Article

التصور النوعي والكمي للطبقة خالية من الخلايا في الشرايين من العضلات الفئران المشمرة

DOI:

10.3791/54550

⸱

October 19th, 2016

 ,  ,  ,  , 
1NUS Graduate School for Integrative Sciences and Engineering, National University of Singapore, 2Department of Biomedical Engineering, National University of Singapore, 3Department of Surgery, National University of Singapore

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

توضح هذه الدراسة التحضير الجراحي لعضلة الفئران لتصور الطبقة الخالية من الخلايا في الجسم الحي. تمت مناقشة العوامل المهمة التي تؤثر على دقة قياس عرض الطبقة الخالية من الخلايا في هذه الدراسة.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تعرف الطبقة الخالية من الخلايا بأنها طبقة البلازما الجدارية في تدفق الأوعية الدقيقة ، والتي تخلو من خلايا الدم الحمراء. يمكن أن يوفر قياس عرض الطبقة الخالية من الخلايا في الجسم الحي واختلافاتها الزمانية المكانية فهما شاملا لديناميكا الدم في دوران الأوعية الدقيقة. في هذه الدراسة ، استخدمنا نظاما مجهريا داخل الحيوية إلى جانب كاميرا فيديو عالية السرعة لتحديد عرض الطبقة الخالية من الخلايا في الشرايين في الجسم الحي. تم إخراج عضلة الكريماستر لفئران Sprague-Dawley جراحيا لتصور تدفق الدم. كما تم تطوير برنامج نصي للتصوير مصمم خصيصا لأتمتة معالجة الصور وتحليل عرض الطبقة الخالية من الخلايا. يتيح هذا النهج القياس الكمي للتغيرات الزمانية المكانية بشكل أكثر اتساقا من القياسات اليدوية السابقة. ومع ذلك ، فإن دقة القياس تعتمد جزئيا على استخدام مرشح أزرق واختيار خوارزمية عتبة مناسبة. على وجه التحديد ، قمنا بتقييم تباين وجودة الصور التي تم الحصول عليها باستخدام مرشح أزرق وبدونه. بالإضافة إلى ذلك ، قارنا خمس خوارزميات عتبة مختلفة قائمة على الرسم البياني للصور (أوتسو ، الحد الأدنى ، الوضع البيني ، الاختيار التكراري ، والعتبة الانتروبية الضبابية) وأوضحنا الاختلافات في تحديدها لعرض الطبقة الخالية من الخلايا.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تعتبر الدراسات الحيوانية في الجسم الحي مفيدة للعلوم الأساسية لفهم علم وظائف الأعضاء البشري وعلم الأمراض. على وجه الخصوص ، يمكن للدراسات الديناميكية الدقيقة في الجسم الحي أن توضح الضعف المحتمل لوظائف الدورة الدموية الدقيقة التي تغيرت بسبب الظروف الريولوجية غير الطبيعية للدم. استخدم عدد من الدراسات الديناميكية الدقيقةالسابقة 1 نموذج عضلات الفئران لتصور تدفق الدم في الأوعية الدموية الدقيقة. العضلة الكريماستر هي طبقة رقيقة من العضلات المخططة المحيطة بالخصيتين. وبالتالي ، يمكن تصور تدفق الدم في العضلات باستخدام مجهر الإضاءة عن طريق التعرض الجراحي. يتيح لنا ذلك الحصول على صور تدفق الدم في الجسم الحي دون استخدام أي عوامل مضان أو تباين. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن التحكم في نضح الدم بالكامل لشبكة العضلات عن طريق تقليل تدفق الدم في المنبع مع انسداد الشريان الأورطي البطني2. نظرا لهذه المزايا ، تم استخدام نموذج عضلات الكريماستر على نطاق واسع للتحقيق في تكوين طبقة خالية من الخلايا (CFL) في الأوعية الدقيقة1،3.

يعد عرض الفلورات المتضامة الفلورية معلمة ديناميكية دموية بارزة في دوران الأوعية الدقيقة ، والتي كانت ذات أهمية كبيرة لأدوارها المهمة في تنظيم وظائف الدورة الدموية الدقيقة. يتكون الفلور الفلوري المتضامن من الهجرة المستعرضة إلى الداخل الناجم عن القص لخلايا الدم الحمراء (كرات الدم الحمراء) نحو مركزالتدفق 4. وبالتالي ، تؤدي هذه الهجرة إلى استنفاد كرات الدم الحمراء بالقرب من جدران الأوعية الدموية ، مما يؤدي في النهاية إلى طبقة بلازما خالية من الخلايا. وفقا لذلك ، يصبح CFL الجداري بشكل طبيعي حاجزا انتشارا لتوصيل الأكسجين (O2) من قلب كرات الدم الحمراء إلى الأنسجة ، وإلى كسح أكسيد النيتريك (NO) بواسطة كرات الدم الحمراء5،6. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن أيضا تعديل إنتاج NO من خلال الاختلافات الديناميكية لعرض CFL7,8. لذلك ، يجب التأكد من أدوار المصابيح الفلورية المتضامة في كل من نقل الغاز وتنظيم التوازن في دوران الأوعية الدقيقة لفهم تدفق الدم في دوران الأوعية الدقيقة بشكل أفضل. ركزت الدراسات الحديثة على سد الجوء بين ديناميكا الدم ووظائف نقل الغاز في CFL في دوران الأوعية الدقيقة9-12. علاوة على ذلك ، قامت مجموعة منفصلة من الدراسات أيضا بالتحقيق في كيفية تعديل الارتفاع المرضي في تراكم كرات الدم الحمراء تكوين المركبات الفلورية المتضامة وتأثيره على التوافر البيولوجي O2 و NO في الأنسجة13،14.

تصبح أدوار CFL أكثر أهمية في دوران الأوعية الدقيقة حيث يكون الحجم النسبي لعرض CFL إلى قطر الوعاء بارزا. هذا يستلزم نهجا فعالا لقياس المركبات الفلورية المتضامة في تدفق الدم في الجسم الحي. على وجه الخصوص ، يعد الحصول على الصور وتحليل الصور المكونين الرئيسيين اللذين يحددان دقة قياس عرض CFL. يجب أن يسبق التصور الناجح لتدفق الدم في الأنسجة تحضير جراحي مناسب للنموذج الحيواني. بالإضافة إلى ذلك ، هناك حاجة إلى تقنية مناسبة لتحليل الصور للتغلب على قيود القياسات اليدوية التقليدية التي تحدث في الغالب بسبب الأخطاء البشرية15 ، 16. مع التقدم في الأجهزة البصرية وقوة الحوسبة لمعالجة الصور الرقمية ، أصبح من الممكن الآن تحقيق قياس أكثر دقة واتساقا لعرض CFL17-19. ومع ذلك ، فإن دقة هذه القياسات ، كونها قائمة على الصور ، لا تزال تعتمد في النهاية على جودة الصور.

لذلك ، تستكشف هذه الدراسة العوامل التي تؤثر على قياس عرض CFL في الجسم الحي. ركزنا بشكل خاص على إظهار التحضير الجراحي وتحليل الصور الرقمية لقياسات عرض الفلور الفلوري الفلوري الفلوري في شرايين عضلة الفئران.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وتعد هذه الدراسة وفقا لجامعة سنغافورة الوطنية المؤسسية رعاية الحيوان واللجنة الاستخدام (بروتوكول المعتمد رقم R15-0225).

1. إعداد الجراحي للنموذج الحيوان

  1. cannulations سفينة
    1. تخدير ذكور فئران سبراغ داولي (6-7 أسابيع من العمر) وزنها (203 ± 20) ز مع الكيتامين (37.5 ملغ / مل)، وزيلازين (5 ملغ / مل) كوكتيل من خلال داخل الصفاق (IP) حقن (2 مل / كغ) . لا خلاصة الإبرة أو إزالته من المحاقن بعد الحقن.
    2. مرة واحدة وقد تم تخدير الحيوان (أكدته أخمص القدمين معسر)، وضعه على وسادة التدفئة للحفاظ على درجة حرارة الجسم عند 37 درجة مئوية. حلاقة الشعر بلطف على كتف وعنق الرحم الأمامي وأسفل البطن والساق الخلفية وسطي وكيس الصفن. كبح بلطف الساقين باستخدام الأشرطة ورقة لاصقة.
    3. أداء جميع العمليات الجراحية باستخدام مقص تسليخ مجهري وملقط الزاوية أثناء عرض من خلاللمجهر تشريحي. وضع جميع الأدوات الجراحية الحادة على صينية مقاومة للثقب لمنع الإصابة أثناء الجراحة.
    4. فرك جميع المواقع الجراحية 3 مرات بالتناوب مع اليود و 70٪ كحول قبل تنفيذ الشق. طرد جميع القسطرة مع 30 وحدة دولية / مل حل الهيبارين المالحة.
    5. جعل 1 - 1.5 سم شق خط الوسط الجلد على كتف باستخدام زوج من مقص جراحي فوق حبل الوريد الصحيح. فصل لفافة من قبل تشريح حادة لفضح حبل الوريد ويقني؛ يدخل القنية مع أنبوب البولي إيثيلين (PE-50) مليئة الهيبارين المالحة باستخدام 5-0 خيوط الحرير. لبث التخدير التكميلي عند الضرورة (1/3 إلى 1/2 من الجرعة الأولية، عن طريق الوريد (IV)) طوال فترة الجراحة والتجربة.
    6. أداء القصبة الهوائية للحفاظ على مجرى الهواء المباح. جعل 1 - سم شق 1.5 في منطقة عنق الرحم الأمامية. يقني؛ يدخل القنية القصبة الهوائية باستخدام أنبوب البولي إيثيلين (PE-205) مع 2-0 خيوط الحرير لتأمين القسطرة في مكانها.
    7. مراقبة ضغط الدممن خلال إقناء؛ إدخال القنية في الشريان الفخذي. جعل 1 - سم شق 1.5 في السطح الإنسي الأيسر من الساق الخلفية. فصل الشريان الفخذي عن طريق تشريح حادة. يقني؛ يدخل القنية الشريان الفخذي مع أنبوب البولي إيثيلين (PE-10) مليئة الهيبارين المالحة باستخدام 5-0 خيوط الحرير.
  2. إعداد المشمرة العضلات وتدفق التصور
    1. اضافة الى وجود خياطة 5-0 الحرير خلال قمة كيس الصفن لتمديده. إجراء شق على طول السطح البطني للكيس الصفن. تطبيق بانتظام حل الدافئ متساوي التوتر (37 درجة مئوية، ودرجة الحموضة 7.4) إلى العضلات عرضة للخطر.
    2. إزالة الأنسجة المحيطة الضام بعناية وبدقة باستخدام قضيب من القطن ذات الرؤوس.
    3. اضافة الى وجود خياطة 5-0 الحرير خلال قمة عضلة المشمرة. قطع الخيط إلى نصفين متساويين في الطول وربط عقدة على كل جانب. قطع العضلات بين عقدة اثنين وتمتد في الصعود إلى منصة زجاجي شفاف مخصصة عن طريق سحب بلطف خياطة. حلنهاية الخيط على منصة مع تك الأزرق.
      ملاحظة: إزالة شاملة المحيطة الأنسجة الضامة هي الحاسمة في الحصول على أمثل النقيض من الصورة.
    4. 1.2.3 كرر الخطوة حتى تتم 5-6 تثبيتات. إزالة بعناية العضلات المشمرة من البربخ باستخدام عالية الكي درجة الحرارة. Superfuse محلول متساوي التوتر الحار العضلات تتعرض لمنع جفاف الأنسجة.
      1. تحيط العضلات المشمرة مع قطع من الشاش مطوية. تغطية العضلات تعرضت مع فيلم البولي فينيل. قطع الشاش مع الفيلم شكل حوض ضحل لعقد محلول متساوي التوتر الدافئ لتحقيق الهدف الغمر بالمياه المجهر (الشكل 1A).
    5. نقل الحيوانات على خشبة المسرح الحيوان مجهر حيوي داخلي (الشكل 1C). ربط إقناء؛ إدخال القنية الشرايين لنظام الحصول على البيانات الفسيولوجية لمراقبة ضغط مستمر (الشكل 1E).
    6. الحفاظ على temperat العضلاتلدى عودتهم إلى 35 درجة مئوية مع وجود عنصر التدفئة المرفقة تحت منصة الحيوان (الشكل 1B). وضع التحقيق في درجة الحرارة بجانب العضلات لتوفير ردود فعل سلبية على وحدة تحكم السلطة من عنصر التدفئة (1D الشكل).
    7. ترك الحيوان على المسرح لمدة 15 دقيقة لكي تتوازن مع البيئة.
    8. تصور تدفق الدم تحت المجهر حيوي داخلي مع الهدف الماء الغمر 40X ومكثف العمل الطويلة.
    9. اختر شرين غير متفرع (<60 ميكرون) على أساس تركيز صورة واضحة والتناقض بين جوهر RBC، CFL والأوعية الجدران، وذلك للتركيز المجهر على متن الطائرة diametric من الأوعية الدموية. تدوير كاميرا محمولة على المجهر لمحاذاة جدار الوعاء الدموي عموديا.
    10. تسجيل تدفق الدم باستخدام كاميرا فيديو عالية السرعة بمعدل إطار من 3000 / ثانية ل1 ثانية. حفظ الفيديو المسجل غير مضغوط 8 بت افي الشكل الرمادي للحفاظ على جودة الصورة.
      ملاحظة: من المستحسن الحد الأدنى لمعدل الإطار تسجيل 3000 لقطة / ثانية لضمان أن قياس CFL لا يمكن أن يؤديها مرة واحدة في RBC على الأقل في ظل ظروف تدفق تصلب الفسيولوجية.
    11. استخدام عامل تصفية الأزرق مع ذروة انتقال عند طول موجي 394 نانومتر، وممر الموجة الطيفي في 310-510 نانومتر لتعزيز التباين بين كرات الدم الحمراء والبلازما.
      ملاحظة: تأكد من أن طيف الضوء يمر من خلال مرشح أزرق من مصدر ضوء المجهري (100 واط مصابيح الهالوجين) هو من شدة الإضاءة الخافتة لمنع أي تلف الأنسجة المحتملين.
    12. في نهاية التجربة، الموت ببطء الحيوانية مع جرعة زائدة من الصوديوم بنتوباربيتال.

تحليل 2. صورة

  1. تجهيزها لقياس عرض CFL
    1. فتح MATLAB وتشغيل الملف 'CFL_pre.m ". (هذا والملفات MATLAB أخرى يمكن العثور عليها فيالملكية الفكرية "> التكميلي MATLAB الأرشيف).
    2. انقر فوق "فتح ملف" لتحديد ملف الفيديو لتحليل.
    3. ضبط المنزلق "دوران" لمحاذاة جدران الأوعية عموديا.
      ملاحظة: يمكن للمستخدمين عرض خطوط الشبكة مساعدة لمحاذاة سفينة عن طريق اختيار زر الاختيار "الشبكة في"، وضبط مستوى التكبير للصورة عن طريق تحريك شريط التمرير "تكبير".
    4. انقر على زر "تأكيد تحرير" لتأكيد التوافق السفينة.
    5. انقر على "تعيين عائد الاستثمار لمحصول" الزر لتحديد المنطقة ذات الاهتمام (ROI). سوف يتم عرض الصورة الانحياز في نافذة منبثقة. ضبط الهدف مستطيلة على الصورة، وانقر نقرا مزدوجا فوق لتأكيد العائد على الاستثمار. تخطي هذه الخطوة إذا لم يكن مطلوبا من الاقتصاص من الصورة.
      ملاحظة: تشمل سوى سفينة واحدة في العائد على الاستثمار لتحليل العرض CFL من السفينة. انقر على زر 'صورة إعادة تعيين "لاستعادة الصورة إلى شكلها الأصلي، إذا لزم الأمر.
    6. انقر على9؛ استخراج "الزر لاستخراج جميع الأطر تحرير الفيديو إلى متتالية صور خريطة بت (8 بت الرمادي" صور BMP شكل '). الصور المستخرجة يمكن العثور عليها في المجلد مع نفس اسم ملف الفيديو المحدد.
  2. قياس عرض CFL
    1. فتح MATLAB وتشغيل الملف 'CFL_measure.m ".
    2. انقر على "تحديد مجلد" لتحديد المجلد الذي يحتوي على الصور المستخرجة.
    3. انقر على المجلد الذي يحتوي على الصور وانقر فوق "تحديد مجلد". إطار الصورة الأولى في المجلد سيتم تحميل ويظهر في لوحة "صورة درجات الرمادي"، جنبا إلى جنب مع الرسم البياني لشدة اللون الرمادي في لوحة "صورة الرسم البياني.
    4. حدد إطار الصورة المطلوبة من مربع القائمة لإجراء التحليل، وإلا سيتم اختيار إطار الصورة الأولى.
    5. انقر فوق "البحث عن الجدران سفينة للتعرف على جدار الوعاء الدموي الداخلي في الصورة، والتي يتم تحديدها في الموقع حيثالخفيفة ملف كثافة ذروة العبور من الظلام إلى النور أكثر من بكسل.
    6. تحقق "تصفية الوسيطة" لتطبيق عامل تصفية متوسط ​​إلى صورة للحد من "الملح والفلفل" الضوضاء.
    7. تحقق "على النقيض من السيارات" لضبط شدة الصورة رقميا لتعزيز تباين الصورة.
    8. تحديد خوارزمية العتبة في مربع القائمة الذي يحدد تلقائيا قيمة العتبة (τ) الذي يقسم مستويات الرمادي إلى فئتين - بكسل بيضاء مع مستويات الرمادي فوق τ (CFL)، وبكسل سوداء مع مستويات الرمادي أدناه τ (RBC الأساسية).
      ملاحظة: كطريقة بديلة، استخدم العتبة اليدوية إذا كان أي من خوارزمية الآلي-العتبة يوفر العتبة الصورة المناسبة. انقر على زر "يدوي" الإذاعة وضبط شريط التمرير لتحديد قيمة العتبة اليدوية.
    9. لقياس التباين المكاني للبعرض CFL، أدخل بيكسل في مربع "بكسل" (القرارمع هذا الإعداد التجريبية كان 0.42 ميكرون / بكسل).
    10. انقر على زر "حساب" للحصول على التباين المكاني للبعرض CFL. انقر على "تصدير بتنسيق csv" لتصدير البيانات عرض CFL في شكل جداول.
    11. لقياس التغير الزمني من الاعراض CFL في خط تحليل محددة على طول السفينة، انقر على زر الاختيار "الزمانية التغيير" وأدخل المعلومات معدل إطار (معدل الإطار المستخدم في هذا الإعداد التجريبية كان 3000 لقطة / ثانية).
    12. أدخل الإطار الأول والإطار الأخير من الصور للتحليل في مربعات "بدء إطار" و "إطار نشاط"، على التوالي.
    13. تحديد الموقف من خط تحليل طول السفينة عن طريق تحريك شريط الشريحة "الخط تحليل. تأكيد موقف خط التحليل، الذي يظهر على كل من "صورة درجات الرمادي" و "صورة الثنائية".
    14. انقر على "حساب" للحصول على التغير الزمني من الاعراض CFL. المبادرة القطريةالمسيخ "تصدير بتنسيق csv" لتصدير البيانات عرض CFL في شكل جداول.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

التصور للCFL في الجسم الحي يعتمد إلى حد كبير على الاستعدادات الجراحية للحيوان. الإفراط في فقدان الدم أو تمديدها مدة الجراحة قد يخضع الحيوان للصدمات والانحرافات تدفق الدم. الحفاظ على درجة حرارة الأنسجة باستخدام وسادة التدفئة، فضلا عن منصة مخصصة أثناء الجراحة والتجربة هي أيضا حاسمة للحفاظ على الظروف الفسيولوجية من الفئران. باستخدام مصابيح الهالوجين 100 واط في النظام المجهر، لم يلاحظ أي تلف الأنسجة واضح حتى في نهاية التجربة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

قياس عرض CFL أمر ضروري لفهم أفضل للديناميكا الدم في الأوعية الدقيقة. على وجه الخصوص، وقد تم إجراء قياس الاعراض CFL في المساريقي 6، spinotrapezius 24 و 25 الدماغي microcirculations. اقتصر قياس التقليدي في الجسم الحي بعرض CFL لتقديرات التفتيش اليدوي للإطارات الفيديو المسجلة. القياسات اليدوية المطلوبة في المتوسط من عدة إطارات الفيديو المتعاقبة قبل تحديد بصريا حدود الأساسية والأوعية الجدران RBC 15،16. وفي دراسة أخرى، ثيوسيانات فلوري...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح مالية متنافسة.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل من قبل المجلس الوطني للبحوث الطبية (NMRC) / منحة البحوث الأساسية التعاونية (CBRG) / 0078/2014.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
مجهر داخليأوليمبوسBX51WIمعدات
عالية السرعةPhotron1024PCIمعدات
الفلتر الأزرقHOYAB390معدات
مستشعر الضغط ونظام البيوباكبيوباكTSD104A ، جهاز التحكم في درجة الحرارة معدات MP100
معدات ShimadenSR 1معدات
بلازما لايت باكسترNDC: 0338-0221دافئ في 37 درجة ؛ C حمام مائي قبل الاستخدام
محلول ملحي 0.9٪براون
هيبارين (5,000 وحدة دولية / مل) أنبوب
PE-10بيكتون ديكنسون427400.024"OD × .011" ID 
PE-50 أنبوب البولي إيثينبيكتون ديكنسون427411.038 "OD × .023" معرف
PE-205 أنبوب البولي إيثينبيكتون ديكنسون427446.082 "OD × .062" معرف
2-0 خياطة حريرية غير قابلة للامتصاصDeknatel113-S
5-0 خياطة حريرية غير قابلة للامتصاصDeknatel106-S
وسادة تسخين تعميم المياهGaymar
حمام مائيفيشر ScientificIsotemp 205معدات
شاش قطني معقم  فيشر ساينتفيك22-415-468
أدوات تطبيق قطنية ذات رؤوسفيشر سينتفولك23-400-124
ملقط دومونساينتفيكINS14188أداة جراحية
ملقط تشريح دقيقكينت ساينتيفيكINS15915أداة جراحية
ملقط قزحية 1 × 2 أسنانكينت ساينتفيكINS15917جراحية أداة
ملقطكينت العلميةINS500377الأداة الجراحية
المقص الصغيركينت INS14177الجراحية
مقص القزحية كينتالعلميةINS14225الجراحية أداة
كينت العلميةINS14120الجراحية
نظام الكي الجوزاءجراحية Braintree ScientificGEM 5917
نظام البولي إيثيلين LEO كينت الأوعية الدموية جراحية أداة

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kim, S., Kong, R. L., Popel, A. S., Intaglietta, M., Johnson, P. C. Temporal and spatial variations of cell-free layer width in arterioles. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 293 (3), H1526-H1535 (2007).
  2. Ong, P. K., Namgung, B., Johnson, P. C., Kim, S. Effect of erythrocyte aggregation and flow rate on cell-free layer formation in arterioles. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298 (6), H1870-H1878 (2010).
  3. Namgung, B., Kim, S. Effect of uneven red cell influx on formation of cell-free layer in small venules. Microvasc Res. 92, 19-24 (2014).
  4. Goldsmith, H. L. The Microcirculatory Society. Eugene M. Landis Award Lecture. The Microrheology of Human-Blood. Microvasc Res. 31 (2), 121-142 (1986).
  5. Buerk, D. G. Can We Model Nitric Oxide Biotransport? A Survey of Mathematical Models for a Simple Diatomic Molecule with Surprisingly Complex Biological Activities. Annu Rev Biomed Eng. 3 (1), 109-143 (2001).
  6. Tateishi, N., Suzuki, Y., Soutani, M., Maeda, N. Flow dynamics of erythrocytes in microvessels of isolated rabbit mesentery: cell-free layer and flow resistance. J Biomech. 27 (9), 1119-1125 (1994).
  7. Ong, P. K., Cho, S., Namgung, B., Kim, S. Effects of cell-free layer formation on NO/O2 bioavailability in small arterioles. Microvasc Res. 83 (2), 168-177 (2012).
  8. Ong, P. K., Jain, S., Kim, S. Modulation of NO bioavailability by temporal variation of the cell-free layer width in small arterioles. Ann Biomed Eng. 39 (3), 1012-1023 (2011).
  9. Park, S. W., Intaglietta, M., Tartakovsky, D. M. Impact of stochastic fluctuations in the cell free layer on nitric oxide bioavailability. Front Comput Neurosci. 9, 131(2015).
  10. Ng, Y. C., Namgung, B., Kim, S. Two-dimensional transient model for prediction of arteriolar NO/O2 modulation by spatiotemporal variations in cell-free layer width. Microvasc Res. 97, 88-97 (2015).
  11. Sriram, K., et al. The effect of small changes in hematocrit on nitric oxide transport in arterioles. Antioxid Redox Sign. 14 (2), 175-185 (2011).
  12. Hightower, C. M., et al. Integration of cardiovascular regulation by the blood/endothelium cell-free layer. Wiley Interdiscip Rev Syst Biol Med. 3 (4), 458-470 (2011).
  13. Ng, Y. C., Namgung, B., Leo, H. L., Kim, S. Erythrocyte aggregation may promote uneven spatial distribution of NO/O in the downstream vessel of arteriolar bifurcations. J Biomech. , (2015).
  14. Ong, P. K., Jain, S., Kim, S. Temporal variations of the cell-free layer width may enhance NO bioavailability in small arterioles: Effects of erythrocyte aggregation. Microvasc Res. 81 (3), 303-312 (2011).
  15. Maeda, N. Erythrocyte rheology in microcirculation. Jpn J Physiol. 46 (1), Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8743714 1-14 (1996).
  16. Soutani, M., Suzuki, Y., Tateishi, N., Maeda, N. Quantitative Evaluation of Flow Dynamics of Erythrocytes in Microvessels - Influence of Erythrocyte Aggregation. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 268 (5), Available from: http://ajpheart.physiology.org/content/268/5/H1959 H1959-H1965 (1995).
  17. Kim, S., Kong, R. L., Popel, A. S., Intaglietta, M., Johnson, P. C. A computer-based method for determination of the cell-free layer width in microcirculation. Microcirculation. 13 (3), 199-207 (2006).
  18. Soutani, M., Suzuki, Y., Tateishi, N., Maeda, N. Quantitative Evaluation of Flow Dynamics of Erythrocytes in Microvessels. Influence of Erythrocyte Aggregation. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 268 (5), H1959-H1965 (1995).
  19. Namgung, B., et al. A comparative study of histogram-based thresholding methods for the determination of cell-free layer width in small blood vessels. Physiol Meas. 31 (9), N61-N70 (2010).
  20. Ong, P. K., et al. An automated method for cell-free layer width determination in small arterioles. Physiol Meas. 32 (3), N1-N12 (2011).
  21. Otsu, N. A Threshold Selection Method from Gray-Level Histograms. IEEE Trans. Syst., Man, Cybern. 9 (1), 62-66 (1979).
  22. Prewitt, J. M., Mendelsohn, M. L. The analysis of cell images. Ann N Y Acad Sci. 128 (3), 1035-1053 (1966).
  23. Ridler, T. W., Calvard, S. Picture Thresholding Using an Iterative Selection Method. IEEE Trans. Syst., Man, Cybern. 8 (8), 630-632 (1978).
  24. Shanbhag, A. G. Utilization of Information Measure as a Means of Image Thresholding. Cvgip-Graph Model Im. 56 (5), 414-419 (1994).
  25. Bishop, J. J., Popel, A. S., Intaglietta, M., Johnson, P. C. Effects of erythrocyte aggregation and venous network geometry on red blood cell axial migration. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 281 (2), H939-H950 (2001).
  26. Yamaguchi, S., Yamakawa, T., Niimi, H. Cell-free plasma layer in cerebral microvessels. Biorheology. 29 (2-3), 251-260 (1992).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Cell free LayerArteriolesRat Cremaster MuscleIntravital MicroscopyHigh speed Video CameraImage ThresholdingBlue FilterTemporal VariationSpatial VariationMedian Filter

Related Articles