Method Article

بديل والمصادق عليها طريقة حقن للوصول إلى الفضاء تحت الشبكية عبر نهج Transcleral الخلفي

DOI:

10.3791/54808

⸱

December 7th, 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Jules Stein Eye Institute, University of California, Los Angeles

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الحقن تحت الشبكية هي التقنية الأكثر شيوعا لتوصيل العوامل العلاجية الكبيرة مثل البروتينات والنواقل الفيروسية إلى المستقبلات الضوئية وظهارة صبغة الشبكية. يتم وصف طريقة بديلة في الفئران تستهدف بنجاح الفضاء تحت الشبكية بأقل قدر من الضرر الجانبي وأوقات التعافي السريعة.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد استخدمت الحقن تحت الشبكية بنجاح في كل من البشر والقوارض لتقديم التدخلات العلاجية من البروتينات، العوامل الفيروسية، والخلايا إلى interphotoreceptor / حجرة تحت الشبكية التي لديها التعرض المباشر للخلايا مستقبلة للضوء والظهارة الصبغية الشبكية (RPE). وقد أظهرت الحقن تحت الشبكية من البلازمينوجين وكذلك التجارب قبل السريرية والسريرية الأخيرة السلامة و / أو فعالية لإيصال النواقل الفيروسية والخلايا الجذعية للأفراد المصابين بأمراض الشبكية المتقدمة. نماذج الماوس من مرض في شبكية العين، وراثي ولا سيما ضمور شبكية العين، ضرورية لاختبار هذه العلاجات. إجراء الحقن الأكثر شيوعا في القوارض هو استخدام transcorneal صغيرة أو شقوق transcleral مع نهج الأمامي لشبكية العين. مع هذا النهج، وإبرة حقن تخترق الشبكية العصبي الحسي تعطيل RPE الكامنة وعلى الإدراج يمكن بسهولة نيك العدسة، مما تسبب عتامة العدسة وانخفاض قيمة imagi موسعنانوغرام. الوصول إلى الفضاء تحت الشبكية عبر transcleral، نهج الخلفي يتجنب هذه المشاكل: الإبرة تعبر الصلبة حوالي 0.5 ملم من العصب البصري، دون تغلغل في شبكية العين والابتعاد عن تعطيل زجاجي. تقتصر الأضرار الجانبية لتلك المرتبطة بضع الصلبة التنسيق وآثار عابرة، المصلية انفصال الشبكية. بساطة الأسلوب يقلل من إصابة العين، تضمن إعادة المرتكز شبكية العين السريعة والانتعاش، ولديها نسبة الفشل منخفضة. والحد الأدنى من الضرر الذي يلحق بالشبكية وRPE يسمح للتقييم واضح لمدى فعالية والآثار المباشرة للعوامل علاجية أنفسهم. توضح هذه المخطوطة تقنية حقن تحت الشبكية الجديدة التي يمكن استخدامها لاستهداف ناقلات فيروسية، وكلاء الدوائية، والخلايا الجذعية أو خلايا الناجم الجذعية المحفزة (آي بي إس) إلى الفضاء تحت الشبكية في الفئران مع فعالية عالية، الحد الأدنى من الضرر، والانتعاش السريع.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الحقن تحت الشبكية هي الوسيلة الأساسية لتقديم وكلاء الخلوية والفيروسية لشبكية العين من الفئران لدراسة تأثيرها على المستقبلات الضوئية وRPE الكامنة 1،2. معظم البروتوكولات حقن تحت الشبكية في الفئران تستخدم transcorneal أو transcleral موقع الحقن والأمامي من خط الاستواء (الشكل 1). هذا النهج يمكن أن يؤدي إلى أضرار جانبية الأصيل الذي يشمل الخدش ويعكر الناتج من العدسة، وتعطل سلامة الجسم الزجاجي، والاختراق من الشبكية العصبي الحسي وقزحية العين، نزيف في شبكية العين والمفارز في شبكية العين كبيرة ودائمة وذمة تحت الشبكية 3-9. يجب التلاعب التجريبية التغلب على هذه الآثار من أجل تقييم آثار التدخلات العلاجية 3،7،10،11. وتقدم هذه الدراسة وصفا تفصيليا والتحقق من صحة الخلفي طريقة الحقن transcleral أن يتجنب هذه المضاعفات، يقلل الصدمة ولديها نسبة نجاح عالية من استهداف الفرعيةالفضاء في شبكية العين.

حقن استهداف الفضاء تحت الشبكية في الفئران وغالبا ما تكون صعبة للغاية لأداء ومعظم المحققين تواجه ارتفاع وتيرة المحاولات الفاشلة التي يتم تسليم متجه إلى موقع غير صحيح أو هناك أضرار في شبكية العين كبير، على سبيل المثال في انفصال الشبكية كاملة 6. وعادة لا يتم إبلاغ عدد من العيون استبعادها من التحليل بسبب مضاعفات حقن في الدراسات الماوس، ولكن في واقع تجربتنا وفي مناقشة مع باحثين آخرين، وعدد من الحقن فشل يمكن أن تصل إلى 50٪ وتختلف تعتمد على الخبرة و قدرات المحقق الذي يقوم بتنفيذ الحقن. وعادة ما يتم تقييم نجاح الحقن بواسطة التصوير قاع المباشر و / أو البصرية تماسك التصوير المقطعي (أكتوبر) 7،9. طريقة يتقن بسهولة مع معدلات نجاح عالية للحقن تحت الشبكية في الفئران يمكن أن يسرع التجريب وخفض تكلفة الدراسات قبل السريرية من عطرatments لأمراض الشبكية التي هي من الأسباب الرئيسية للعمى في الولايات المتحدة.

الخلفي، transcleral تقنية الحقن تحت الشبكية الموصوفة هنا هي التكيف من البروتوكولات السريرية وقبل السريرية 9،12. التقييمات التشخيصية موسع أجريت في حقن الفئران تبين أضرار خفيفة ومحلية للغاية وتفتقر إضافية عدسة ضمانات أو إصابة شبكية العين وRPE. وعلاوة على ذلك، مع القليل من الممارسة نسبيا، يمكن للمجرب تحقيق هذه النتائج مع نسبة نجاح عالية (80-90٪ أو أفضل)، وبالتالي تقليل التكاليف المرتبطة بمثل هذه الدراسات. هذا الإجراء يمكن استخدامها لتقديم التدخلات العلاجية الخلوية، فيروسية، أو الدوائية إلى المستقبلات الضوئية و / أو RPE في الدراسات قبل السريرية وتقييم بسهولة التدخلات التجريبية.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الحيوانات: النوع البري C57BL / 6J الفئران ولدت في جامعة كاليفورنيا في لوس أنجلوس (UCLA). وكانت جميع الحيوانات بين 11-17 أسابيع من العمر، وشملت الذكور وإناث الفئران. وكانت جميع الفئران يضم مجموعة وصيانتها في ضوء دورة 0:12 / مظلمة مع بالمال وبالشهرة أيضا الغذاء والماء الإعلانية. أجريت جميع التجارب وفقا للمبادئ التوجيهية المؤسسية من جامعة كاليفورنيا وجمعية البحوث في الرؤية وبيان العيون لاستخدام الحيوانات في العيون والبحوث الرؤية.

ملاحظة: جميع الأدوية وكلاء عن طريق الحقن هي الولايات المتحدة أدوية (USP) درجة.

1. إعداد الجراحي

  1. تخدير الفأر مع حقنة داخل الصفاق من 100 ملغم / كغم من الكيتامين و 8 ملغ / كغ زيلازين في مزيج ملحي. إدارة التخدير إلى عمق بحيث الماوس لا يوجد لديه قرصة أخمص القدمين أو ردود الفعل لمس القرنية.
  2. الحفاظ على درجة حرارة الجسم في 37.0 درجة مئوية مع وسادة المياه المنتشرة.
  3. تمدد التلاميذ مع 2.5٪ فينيليفرين العين دنظام الحماية من الانقلاب وتقليم شعيرات لتسهيل التصور. توفر شعيرات المدخلات الحسية كبير على الماوس، وبالتالي، الطولي وتقليم يجب إزالة الجزء الوحيد الذي يمنع وصول واضحا للعين، وليس على قاعدة الطولي. في تجربتنا، تظهر الفئران الانتعاش الطبيعي بعد هذا الإجراء. تطبيق العين ميثيل قطرات لمنع جفاف والتقليل من مخدر الناجم عن إعتام عدسة العين عابرة 13.
  4. تعقيم الأدوات قبل الجراحة (أي betadine والايثانول او الخرز الساخنة).
  5. إعداد فلوريسئين المخفف (0.01٪ باستخدام المياه المالحة 0.9٪) في بيئة معقمة (أي والسلامة البيولوجية مجلس الوزراء) إذا كان سيتم تنفيذ التصور (انظر القسم 3 أدناه).

2. حقن إعداد الموقع

  1. تحضير حقنة (على سبيل المثال، 5 ميكرولتر حقنة) مع حجم مناسب حقن (على سبيل المثال، 0،3-1،0 ميكرولتر).
  2. ضع الماوس بحيث يواجه العين صعودا واضحة للعيان في ديssecting المجهر.
  3. قرصة بلطف الملتحمة الزمنية مع ملقط الرؤوس الجميلة. جعل شق كفافي ما يقرب من 90 درجة باستخدام منحني مقص Vannas.
  4. كرر الخطوة 2.3 مع كبسولة لسان الكامنة و.
  5. بتر الأنسجة الضامة المحيطة يميل ملقط غرامة في حين تناوب العالم أنفيا. العمل من أجل الحقن حوالي 0.5 ملم الزمني في العصب البصري. استخدام عناية كبيرة لتجنب تعطيل الجيوب الرجعية المدارية.

3. بضع الصلبة وتحت الشبكية حقن

ملاحظة: من المستحسن أن حقن 0.01٪ فلوريسئين في 0.9٪ المالحة أن تستخدم للمساعدة في التصور حين تعلم هذا الإجراء. توزيع الطبوغرافية من فلوريسئين يمكن أن تكون موثقة بشكل فعال مع التصوير قاع (انظر القسم 4 أدناه).

  1. إجراء شق الصلبة صغيرة في موقع الحقن بواسطة خدش بلطف فنجان العين بشفرة العيون 22.5 درجة. هذا الشق شوLD يكون فقط كبيرة بما يكفي للسماح للرأس الإبرة بالمرور الصلبة.
  2. إدراج مشطوف 33 إبرة G (الزاوية 5 - 10 درجة في بضع الصلبة مع شطبة تواجه وبالتوازي الزاوية لشبكية العين حقن حجم المطلوب (على سبيل المثال، 0،3-1،0 ميكرولتر من 0.01٪ فلوريسئين لأغراض التعلم).
    ملاحظة: الحفاظ على عقم حقنة عن طريق تنظيف شامل مع يغسل المتعاقبة من مذيب مناسب والمياه DI قبل كل حقنة.
  3. تضغط على المكبس ببطء (أكثر من ~ 3 ثانية) دون تحريك الإبرة وحتى مع الضغط.
    ملاحظة: عندما إبرة في الفضاء تحت الشبكية، سيشعر مقاومة طفيفة في حين تضغط على المكبس. لن يكون هناك لأدنى مقاومة إذا كانت إبرة يثقب شبكية العين، ومقاومة عالية إذا لم إبرة تخترق الصلبة أو RPE.
  4. انتظر عدة ثوان قبل سحب الإبرة لتقليل ارتجاع.
  5. شطف العين مع مخزنة المالحة عقيمة وضمان ح العينكما استدارة الظهر إلى وضعها الطبيعي.

4. تقييم الشبكية مفرزة من أكتوبر وقاع العين التصوير

  1. أداء أكتوبر التصوير مباشرة بعد الحقن لتقييم نوعية الحقن وفي الوقت المناسب يشير بعد الحقن حسب الحاجة لتقييم بنية شبكية العين.
    ملاحظة: أمثلة على استخدام أكتوبر في دراسات مماثلة وقد وصفت سابقا 7،14.
    1. ضبط ومحاذاة الصورة أكتوبر لاستهداف موقع الحقن. وينبغي أن يكون في موقع الحقن خط الوسط و 0.5 ملم الزمني لرأس العصب البصري. كرر حسب الحاجة إذا كانت مفرزة خارج الإطار أو لا تركز على النحو الأمثل.
  2. تصور انفصال الشبكية وصبغ منطقة الحقن مع حمام وجه قاع التصوير 7،14.
    ملاحظة: إذا كان نظام التصوير أكتوبر غير متوفر، حقن كمية صغيرة من فلوريسئين مع ناقلا لممارسة سيسمح التصور مع أي كاميرا قاع العين التي تنفذ فلوريسئين القسطرةgraphy باستخدام نفس موجات الإثارة ومنع المرشحات. ستظهر مناطق محددة من فرط مضان تحت الأوعية الدموية وسوف الأوعية الدموية لديها حدود حادة ومتميزة إذا استهدفت الفضاء تحت الشبكية بشكل صحيح. سيتم ترسيم حافة فقاعة من الحقن التي كتبها الانتقال من فرط لمضان أوالسكتة. توفر العديد من الصكوك هذا القدرة على الماوس. ووصف الأجهزة المستخدمة هنا في أي مكان آخر (14).

العناية 5. بعد العملية

  1. تطبيق معطف سميك من الثلاثي كريم العيون المضاد الحيوي على سطح القرنية بالعين حقن.
  2. وضع الفئران في أقفاص الانفرادي نظيفة لتحقيق الانتعاش. لا تجمع بين الفئران التي خضعت لعملية جراحية حتى يتم استردادها بالكامل.
  3. مراقبة التنفس ودرجة الحرارة أثناء الانتعاش التخدير. مراقبة الحيوانات حتى يتمكنوا من الحفاظ على الاستلقاء القصية.
  4. أداء مراقبة إضافية مناسبة بعد الجراحةوالعلاج، بما في ذلك حقن تحت الجلد من كاربروفين (5 ملغ / كلغ) لإدارة الألم بعد الجراحة.

6. تقييم وظيفة الشبكية بواسطة تخطيط كهربية الشبكية (أرج)

  1. لتحليل أرج قبل الحقن وفي الأوقات المناسبة بعد الحقن حسب الحاجة لتقييم وظيفة الشبكية. إذا تم إجراء حقن في الفضاء تحت الشبكية، ينبغي للانفصال الشبكية حل في غضون 72 ساعة.
    1. استخدام تقنيات أرج القياسية لتقييم وظيفة شبكية العين قبل وبعد الحقن كما هو موضح سابقا 14،15.

7. 3D التعمير والكمي البثرة حجم

ملاحظة: أكتوبر بالاشعة مع التباين العالي تشمل انفصال كامل في إطار الرأي والأمثل للاستخدام. يماغيج / فيجي 17،18 وImaris استخدمت، ولكن البرامج الأخرى يمكن استخدامها.

  1. تصدير ب-فحص الفائدة، الاستيراد ليماغيج / فيجي والمحاصيل (صورة> المحاصيل) جزء من الشوري أكتوبروإلى أن تكون على غرار باستخدام أداة التحديد المستطيلة.
    1. ضبط التباين (صورة> ضبط> السطوع / التباين) وترسيم أي حدود المفقودة من خلال ربط قسمين مع خط.
    2. رسم خط مستقيم مع (التحول القابضة) أداة الخط الذي يمتد RPE إلى طبقة مبصرة. قياس (تحليل> قياس) على طول الخط للحصول على حجم أقصى مفرزة للخطوة 7.8.
  2. استيراد الإطارات إلى برنامج 3D إعادة الإعمار اقتصاص (انظر الجدول المواد) باستخدام "RGB إلى الرمادي" المساعد وMATLAB مترجم وقت التشغيل.
  3. تعيين حجم فوكسل (ضمن خصائص صورة) باستخدام المعلمات معايرة من الفحص أكتوبر (س، ص، ض).
  4. تنفيذ "RGB إلى رمادي" المساعد (تحت خصائص الصورة)، على قدم المساواة مع الترجيح لكل قناة، لإنشاء قناة الرابعة. حذف القنوات الأحمر والأخضر والأزرق الأصلي.
  5. عكس قناة الرمادي باستخدام تغيير التباين. متجر الصورة.
  6. انقر على "إضافةسطح مصريات "الموجود في 3D-علامة التبويب عرض، وبدء الموجهة 4 خطوة عملية لخلق السطح.
    1. تعيين التفاصيل مستوى سطح (الخطوة 1 من 4).
      ملاحظة: في تجربتنا 8،0-12،0 كان نطاق الأكثر فعالية.
    2. تعيين الحد الأقصى لحجم المجال (تحت اختيار الخلفية) إلى أقل قليلا من الحد الأقصى لحجم مفرزة تقاس 7.1.2. إنشاء السطح والتراجع عن الانقلاب قناة الرمادي (الخطوة 2 من 4).
    3. تعيين العتبة إلى القيمة القصوى حتى سطح المساحات السلبية خارج شبكية العين وانفصال لا تأتي في اتصال (الخطوة 3 من 4).
    4. تعيين نوع فلتر لعدد من voxels وعزل الفضاء السلبي في الموقع مفرزة من حيث الحجم. الانتهاء من السطح (الخطوة 4 من 4).
      ملاحظة: يوجد حجم سطح مفرزة تحت وحدة التخزين في علامة التبويب الإحصائيات.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الخلفي أجريت نهج الحقن تحت الشبكية transcleral في 31 عيون صحية من 16 الفئران نوع البرية مع حقن 0.3 ميكرولتر (ن = 18)، و 0.5 ميكرولتر (ن = 8) و 1.0 ميكرولتر (ن = 5) من 0.01٪ فلوريسئين. تم استبعاد عين واحدة من الحقن بسبب عتامة القرنية موجودة مسبقا التي حالت دون التحليل البنيوي والوظيفي. يتم تضمين كل عين حقن في هذا التقرير. لا انفصال الشبكية غير مقصودة، تم الكشف عن ثقوب الشبكية العصبي الحسي، أو تسرب في الجسم الزجاجي ولا كان أي دليل على الخدش عدسة، الا...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الحقن تحت الشبكية هي الأسلوب المفضل لتسليم ناقلات فيروسية ووقف العلاج المستمدة من خلية لمعالجة خلايا مستقبلة للضوء وRPE في كل من البحوث الأساسية والعلاج السريري. في المرضى، وعادة ما يتم الحقن تحت الشبكية مع بضع الصلبة الأمامي في مسطح بارس، واستئصال الزجاجية الخلفية الأساسية والاختراق من شبكية العين عن طريق الإبرة مع رؤية مباشرة. كما هو الحال مع معظم الإجراءات استئصال الزجاجية، ومن الشائع لتشكيل إعتام عدسة العين تحدث قبل الأوان ما لم تكن العين هي بالفعل pseudophakic. في الفئران، وت...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لم يكن لدى أي من أصحاب البلاغ أي إفصاحات تجارية.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نعرب عن امتناننا للدعم المقدم من كرسي هارولد وبولين برايس في طب العيون ومعهد جول شتاين للعيون إلى MBG ، منحة NEI الأساسية (EY00331-43) إلى SN. تم دعم البحث جزئيا من خلال هدية سخية من عائلة سكاريا إلى SN و MGB ، ومن منحة غير مقيدة من أبحاث الوقاية من العمى إلى قسم طب العيون. نشكر شارلوت ييي وانغ في مدرسة بيركلي للبصريات للحصول على صور OCT الأولية للحقن تحت الشبكية.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
هاميلتون موديل 62 RN SYRهاميلتون87942حقنة × 1
إبرة هاميلتون 33 جم ، 1.0 بوصة ، 20 درجة ، نقطة 3 (304 فولاذ مقاوم للصدأ)إبر هاميلتون7803-05× 6
مقص منحني فاناستيد بيلا ، INC.13475 مم شفرة
22.5 درجة سكين الجراحة المجهريةWilson Ophthalmic Corp.91204
كيتاجيكت فينيكسNDC 57319-609-02مختبرات الكيتامين
AnasedLloydNDC 61311-482-10زيلازين
فلورسين 10٪ AK-FluorAkornNDC 17478-253-10100 مجم / مل
0.9٪ محلول ملحي USPHospiraNDC 0409-4888-500.9٪ مرهم مضاد حيوي كلوريد الصوديوم
AkornNDC 17478-235-35العيون
مضخة تعميمGaymarTP-500 T / Pump ف / ن 07999-000
sd-OCTBioptigenR-Seriesكاميرا قاع العين التجارية
مختبرات أبحاث فينيكسملاقط
من النوع 3تيد بيلا ، INC.5385-3SU
2.5٪ فينيليفرينباراجون BioTeckNDC 42702-102-15
IMARIS8Bitplaneالإصدار 8.1.2
ImageJNIHV1.8.0_77
Hypromellose  2.5٪ميثيل السليلوزGonioviscAX0401
(شطف)Bausch & لومبمحلول ملحي
مجهرزايسستيمي 2000مجهر
مصدر الضوءFostecP / N 20520مصدر الضوء
ماء العيون قطرات العين

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Garoon, R. B., Stout, J. T. Update on ocular gene therapy and advances in treatment of inherited retinal diseases and exudative macular degeneration. Curr Opin Ophthalmol. 27 (3), 268-273 (2016).
  2. Pierce, E. A., Bennett, J. The Status of RPE65 Gene Therapy Trials: Safety and Efficacy. Cold Spring Harb Perspect Med. 5 (9), a017285(2015).
  3. Tolmachova, T., et al. Functional expression of Rab escort protein 1 following AAV2-mediated gene delivery in the retina of choroideremia mice and human cells ex vivo. J Mol Med (Berl). 91 (7), 825-837 (2013).
  4. Nork, T. M., et al. Functional and anatomic consequences of subretinal dosing in the cynomolgus macaque. Arch Ophthalmol. 130 (1), 65-75 (2012).
  5. Ye, G. J., et al. Safety and Biodistribution Evaluation in Cynomolgus Macaques of rAAV2tYF-PR1.7-hCNGB3, a Recombinant AAV Vector for Treatment of Achromatopsia. Hum Gene Ther Clin Dev. , (2016).
  6. Qi, Y., et al. Trans-Corneal Subretinal Injection in Mice and Its Effect on the Function and Morphology of the Retina. PLoS One. 10 (8), e0136523(2015).
  7. Engelhardt, M., et al. Functional and morphological analysis of the subretinal injection of retinal pigment epithelium cells. Vis Neurosci. 29 (2), 83-93 (2012).
  8. Lambert, N. G., et al. Subretinal AAV2.COMP-Ang1 suppresses choroidal neovascularization and vascular endothelial growth factor in a murine model of age-related macular degeneration. Exp Eye Res. 145, 248-257 (2016).
  9. Muhlfriedel, R., Michalakis, S., Garcia Garrido, M., Biel, M., Seeliger, M. W. Optimized technique for subretinal injections in mice. Methods Mol Biol. 935, 343-349 (2013).
  10. Nusinowitz, S., et al. Cortical visual function in the rd12 mouse model of Leber Congenital Amarousis (LCA) after gene replacement therapy to restore retinal function. Vision Res. 46 (22), 3926-3934 (2006).
  11. Huang, R., et al. Functional and morphological analysis of the subretinal injection of human retinal progenitor cells under Cyclosporin A treatment. Mol Vis. 20, 1271-1280 (2014).
  12. Maguire, A. M., et al. Safety and efficacy of gene transfer for Leber's congenital amaurosis. N Engl J Med. 358 (21), 2240-2248 (2008).
  13. Ridder, W. 3rd, Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R. Causes of cataract development in anesthetized mice. Experimental Eye Research. 75 (3), 365-370 (2002).
  14. Ridder, W. H. 3rd, Nusinowitz, S. The visual evoked potential in the mouse--origins and response characteristics. Vision Res. 46 (6-7), 902-913 (2006).
  15. Matynia, A., et al. Intrinsically photosensitive retinal ganglion cells are the primary but not exclusive circuit for light aversion. Experimental Eye Research. 105, 60-69 (2012).
  16. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  17. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat Methods. 9 (7), 671-675 (2012).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Subretinal InjectionTranscleral ApproachSclerotomy ProcedureViral Vector DeliveryStem Cell TransplantationRetinal Detachment ModelOptical Coherence TomographyFluorescein TrackingMouse OphthalmologyPostoperative Monitoring

Related Articles