مقالة منهجية

أورجانوتيبيك شريحة هيبوكامبال الثقافات كنموذج للدراسة نيوروبروتيكتيون واختزاع الخلايا السرطانية

12.7K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/55359

⸱

أغسطس 27, 2017

 ,  ,  , 
1Department of Anatomy and Cell Biology, Martin Luther University Halle-Wittenberg, 2Department of Anatomy, University of Otago

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

وتمثل الثقافات شريحة هيبوكامبال أورجانوتيبيك (أوهسك) في المختبر نموذجي الذي يحاكي الوضع في فيفو جيد جداً. هنا نحن تصف المستندة إلى فيبرتوم تحسن تشريح البروتوكول للحصول على شرائح ذات جودة عالية للاستخدام في تقييم إمكانات محصن من مواد جديدة أو السلوك البيولوجي للخلايا السرطانية.

الملخص

في الثقافات شريحة هيبوكامبال أورجانوتيبيك (أوهسك) والخصائص المورفولوجية والوظيفية لكل من الخلايا العصبية والخلايا الدبقية حفظت جيدا. هذا النموذج مناسبة لمعالجة المسائل البحثية المختلفة التي تشمل الدراسات المتعلقة نيوروبروتيكشن، التجارب الكهربية في الخلايا العصبية، الشبكات العصبية أو غزو الورم. هندسة هيبوكامبال ونشاط الخلايا العصبية في الدوائر مولتيسينابتيك بخير المصانة في أوهسك، حتى ولو إجراء تشريح نفسه في البداية الآفات ويؤدي إلى تشكيل ندبة الدبقية. تشكيل ندبة يغير يفترض أن الخصائص الميكانيكية والسلوك انتشارية من الجزيئات الصغيرة، إلخ. شرائح تسمح برصد العمليات يتوقف الوقت بعد إصابة في الدماغ دون جراحة الحيوان، والدراسات المتعلقة بالتفاعلات بين مختلف أنواع الخلايا المستمدة من الدماغ، إلا وهي أستروسيتيس و microglia والخلايا العصبية تحت الفسيولوجية والمرضية على حد سواء شروط. جانبا متناقضة في هذا النموذج هو عدم وجود تدفق الدم وخلايا الدم المناعية. أثناء تطور الإصابة العصبية، تهاجر الخلايا المناعية من الدم تلعب دوراً هاما. كما تلك الخلايا مفقودة في شرائح، يمكن ملاحظة عمليات المتأصلة في الثقافة دون تدخل خارجي. وعلاوة على ذلك، أن تكوين البيئة الخارجية المتوسطة يتم التحكم التحديد في أوهسك. وثمة ميزة أخرى لهذا الأسلوب هو انخفاض عدد الحيوانات يضحي بالمقارنة مع الإعداد القياسية. يمكن الحصول على أوهسك عدة من الحيوان واحدة مما يجعل الدراسات المتزامنة مع علاجات متعددة في الحيوان واحد ممكن. لهذه الأسباب، أوهسك مناسبة تماما لتحليل تأثيرات العلاجات الوقائية الجديدة بعد تلف الأنسجة أو أثناء غزو الورم.

بروتوكول قدم هنا وصف أسلوب إعداد من أوهسك التي تتيح توليد استنساخه بدرجة عالية، وكذلك الحفاظ على الشرائح التي يمكن أن تستخدم لمجموعة متنوعة من البحوث التجريبية، مثل دراسات غزو نيوروبروتيكشن أو الورم.

المقدمة

أوهسك نموذجا جيدا تتسم في المختبر دراسة الخصائص الفسيولوجية والمرضية على حد سواء من الخلايا العصبية وأستروسيتيس وميكروجليا1. من السهل التحكم في بيئة خارج الخلية، ورصد التغيرات الخلوية والمورفولوجية بعد المحفزات المختلفة. منظمة هيبوكامبال الخلايا العصبية وصلاتهم يتم الحفاظ عليها جيدا بعد إعداد2،3. من مزايا عدة، السماح أوهسك برصد غزو الإصابات وورم الدماغ دون جراحة الحيوان. يمكن الحصول على أوهسك ستة إلى ثمانية من دماغ القوارض وحيدة. أوهسك وبالتالي يساعد على خفض عدد الحيوانات إلى حد كبير والسماح باختبار عدة تركيزات المخدرات أو التلاعبات الجينية أو نماذج مختلفة من الآفة في الحيوان نفسه. في فحوصات المستندة إلى شريحة، يمكن التحكم الظروف التجريبية بدقة. بالإضافة إلى ذلك، يمكن بسهولة رصد التنمية يتوقف الوقت للحالات المرضية مثل الأضرار الثانوية قبل الوقت الفاصل بين التصوير.

في بروتوكول معين، أنشأته أصلاً ستوبيني et al. 4خطوات التحضير موصوفة وهي أبرز معالم مورفولوجية هامة لاختيار الشرائح المناسبة. نوصي بإعداد الفئران بعد الولادة يوم 7-9 أو الفئران بعد الولادة يوم 4-5. في هذه الفترات، وإظهار أوهسك بمقاومة قوية للصدمات الميكانيكية وقدرة عالية على إعادة تنظيم الدوائر العصبية. وفي المقابل، الاستعدادات من الفئران الجنينية أو الكبار سرعة تغيير بنيتها وتفقد مورفولوجيا أورجانوتيبيك بهم أثناء زراعة وبالتالي فهي أقل ملاءمة لدراسة العمليات الطويلة الأجل في البحوث الأساسية5،6 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11-آخر نقطة حرجة لأن معدل البقاء على قيد الحياة من أوهسك هو سمك الشريحة نفسها كما نشر وهكذا إمدادات المواد الغذائية المحدودة12،،من1314.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وأجريت تجارب على الحيوانات وفقا لسياسة الأخلاقيات والسياسة المتعلقة "استخدام الحيوانات" في "أبحاث علم الأعصاب" كما وافقت بالمجتمعات المحلية مجلس التوجيه 2010/63/الأوروبي في البرلمان الأوروبي و مجلس الاتحاد الأوروبي بشأن حماية الحيوانات المستخدمة لأغراض البحث العلمي-

1-إعداد أدوات ووسائط الثقافة

  1. لإعداد أوهسك استخدام المجموعة من الأدوات التالية: اثنين مقص صغير، ملاقط منحنى اثنين، واحد الملاقط مع تلميح جيد، ثلاث شفرات (اثنين من الحجم 11، واحدة من حجم 15)، ثلاثة أصحاب المبضع، جولة تصفية ورقات (القطر: 35 ملم)، أجار، وشفرة حلاقة واحدة، واحدة معدلة ماصة باستور، وتعديل أحد ماصة باستور دون تلميح. تعقيم كل المواد في اﻷوتوكﻻف قبل الاستخدام ( الشكل 1).
  2. تزن 5 ز أجار وتذوب في 100 مل مقطر من الماء. أن الحل لمدة 20 دقيقة في 121.7 درجة مئوية في الجيش الشعبي الكوري 210.8 في اﻷوتوكﻻف تعقيم. توزيع الحل 3 مل أجار السائل في أطباق بتري 60 ملم باستخدام ماصة زجاجية معقمة، تسمح بترسيخ ح 5، وتغطي مع الفيلم البارافين البلاستيك لتفادي التلوث وتخزينها في 4 درجات مئوية حتى استخدامها مرة أخرى. كتل أجار ضرورية لاستقرار العقول أثناء إجراء تشريح.
  3. وسائل الإعلام
    1. جعل 200 مل من إعداد متوسطة (pH 7.35) تتألف مل 198 الوسيلة الأساسية الحد الأدنى (MEM) و 2 مل حل لام الجلوتامين (تركيز نهائي 2 مم). إعداد الحل اليوم لإعداد وسائل الإعلام وتخزينها في 4 ° C.
      2. إعداد
    2. 100 مل المتوسط الثقافة تتألف من 49 مل MEM، 25 مل هانكس ' متوازن حلول الملح (هبس)، ومصل الحصان العادي 25 مل (v/v) (NHS)، 1 مل حل لام الجلوتامين (التركيز النهائي 2 مم)، 100 ميكروغرام الأنسولين، الجلوكوز 120 ملغ، 10 ملغ ستربتوميسين ، 10,000 يو البنسلين، و 800 مكغ فيتامين (ج) وكما ذكرت سابقا. الحارة المتوسطة (37 درجة مئوية)، وقم بضبط قيمة pH الأس الهيدروجيني 7.4 والعقيمة عامل تصفية (0.2 ميكرون حجم المسام). كرر الإجراء (الاحماء، ضبط الأس الهيدروجيني، إلخ.) كل يوم الثاني قبل تغيير المتوسطة. استخدام المتوسط على الأكثر لمدة أسبوع واحد عند تخزينها في 4 ° C.
  4. ملء طبق بتري 35 ملم واحد مع إعداد متوسطة لتخزين الدماغ. ضع اثنين فارغة لجمع الأنسجة على حزمة تبريد في منطقة عمل أطباق بيتري.

2. إعداد والتقطيع مع فيبرتوم

  1. استخدام العقول من الفئران يوم 7-9 القديمة أو يوم 4-5 الفئران القديمة لإعداد أوهسك وفقا ستوبيني et al. 4 بعد قطع الرأس للحيوانات، إزالة الجلد من الجمجمة مع المقص.
    2. إدخال شفرة مقص غرامة ماغنوم ثقبة
  2. وفتح الجمجمة بالقطع على طول المحور (الجبهة) والذيلية روسترال (مرة أخرى). جعل اثنين تخفيضات عمودي إلى أول واحد، حيث أن المقص نقطة نحو الإذن اليمنى واليسرى، على التوالي (" تي-شق ")-
  3. فتح الجمجمة بعناية مع الملقط غرامة، اهتماما لا لإصابة في الدماغ. استخدام مشرط (حجم شفرة 11) لقص الجزء الأكثر روسترال من القطب أمامي والمخيخ-
  4. عن طريق ملعقة، إزالة الدماغ ووضعها بعناية في صحن بتري مليئة بإعداد متوسطة ( الشكل 2). ضع الدماغ على صاحب العينة وإصلاحه مع الغراء cyanoacrylate الطبية. استخدم قطعة أجار لضمان استقرار الميكانيكية-
  5. تشريح الأنسجة أفقياً في 350 ميكرون سميكة أوهسك استخدام انزلاق فيبرتوم.
  6. تقييم شرائح بصريا باستخدام مجهر. تجاهل أوهسك ذات نوعية منخفضة فورا. من المهم أن تتخذ فقط من تلك الشرائح مع سليمة سيتوارتشيتيكتوري المعزولة من الجزء الأوسط من الحصين (انظر الأرقام 3 و 4) بين الظهرية والحصين البطني.
  7. فصل منطقة هيبوكامبال وقشرة انتورهينال استخدام مشرط (جولة بليد حجم 15؛ الشكل 3). يجب الحفاظ على قشرة المسار وانتورهينال بيرفورانت-
  8. أوهسك بين ستة وثمانية تم الحصول عليها من كل الدماغ. نقل الشرائح 2-3 في خلية واحدة على إدراج الثقافة (المسام حجم 0.4 ميكرومتر) ووضعه في بئر واحدة من طبق الثقافة 6-البئر الذي يحتوي على 1 مل الثقافة المتوسطة الواحدة وكذلك-
  9. احتضان الأطباق 6-جيدا في 35 درجة مئوية في جو هوميديفيد تماما مع 5% (v/v) CO 2 وتغيير مستنبت الخلية كل يوم الثاني-
    ملاحظة: إجراء تجارب الخاص بك في يوم 6 في المختبر (div). ردود الفعل الالتهابية المرتبطة بإجراء تشريح تختفي يوم 6. في هذه المرحلة، وتظهر خلايا microglial مورفولوجيا متشعب مرة أخرى وقد نضجت باتصالات متشابك.

3. تقييم "نوعية الأنسجة"

  1. التثبيت، وضع العلامات والتصور من الخلايا العصبية تردي في أوهسك
    1. بعد إجراء التجارب، احتضان أوهسك مع يوديد propidium ميكروغرام/مل 5 (PI) ح 2 قبل التثبيت، في ترتيب وصمة عار في نويات الخلايا العصبية تردي.
      تنبيه: PI مادة مسرطنة مشتبه فيها، دائماً ارتداء معدات الوقاية الشخصية (معدات الوقاية الشخصية) مثل القفازات.
    2. أغسل أوهسك مع المخزن المؤقت للفوسفات 0.1 M (درجة الحموضة 7.4) وإصلاحها مع حل 4% (v/v) بارافورمالدهيد (PFA) ل 24 h.
      تنبيه: منهاج عمل بيجين مادة مسرطنة سامة والمشتبه فيهم. تعمل تحت غطاء الدخان وارتداء معدات الوقاية الشخصية-
    3. أغسل أوهسك في إدراج مع 1 مل برنامج تلفزيوني واستخدام فرشاة عامل تركيب أجهزة لفصل شرائح من الغشاء.
    4. تسمية أوهسك بصبغة 4 IB في صفيحة 24-جيدا ( الشكل 5).
  2. التوصيل لتجارب غزو الورم فلوريسسينتلي باستخدام تسمية الخلايا المفردة
    1. 24 ساعة قبل البدء التجربة، قم بتسمية الخلايا السرطانية باستخدام سوكسينيميديل اسيتات كاربوكسيفلوريسسين صبغة الفلورسنت إستر (كفدا SE).
    2. فصل وعدد الخلايا السرطانية باستخدام دائرة نويباور.
    3. ريسوسبيند الخلايا في المتوسط، مثل أن 10 ميليلتر من تعليق يحتوي على عدد الخلايا المطلوب (الخلايا عادة 50,000 أو 100,000).
    4. تطبيق 10 ميليلتر من تعليق خلية على ثقافة شريحة وتسمح للخلايا بغزو لمدة 3 أيام-
    5. في نهاية التجربة، إصلاح الثقافات شريحة باستخدام 4% (v/v) منهاج عمل بيجين ح 24، وتسمية الثقافات المشتركة مع بي لآخر 24 ساعة لتصور سيتوارتشيتيكتوري-
      تنبيه: منهاج عمل بيجين مادة مسرطنة سامة والمشتبه فيهم. تعمل تحت غطاء الدخان وارتداء معدات الوقاية الشخصية-
    6. جبل ثقافات المشارك على زلة غطاء لمزيد من التحليل باستخدام وسائل الإعلام المتزايدة.

4. تقييم "تجارب أوهسك"

تحليل في أوهسك مع ليزر [كنفوكل] المسح مجهر (كلسم). للمسمى كشف PI، تتحول الخلايا العصبية أو بي المسمى سيتوارتشيتيكتوري استخدام الضوء أحادي اللون للطول الموجي λ = 543 نانومتر وعصابة انبعاثات تمرير عامل التصفية للأطوال الموجية λ = 585-615 نانومتر. لوصفت كفدا الخلايا السرطانية أو IB 4 microglia، استخدم إثارة الطول موجي λ = 488 نانومتر. لكلا النوعين التجريبية، سجل z-مكدس مع 2 ميكرومتر سميكة الشرائح الضوئية والمستخدمة لتقييم-

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

الدراسات نيوروبروتيكتيون: لتحديد الأضرار العصبية، وعدد الأنوية PI الإيجابية و IB4 إيجابية كان يعول microglia في كل القسم الثالث الضوئية من طبقة الخلايا الحبيبية (جكل) المغزلي المسنن (DG). لإجراء التجارب على غزو الورم، استخدمت الشدة القصوى z-الإسقاط من المكدس لحساب المساحة المشمولة بالخلايا السرطانية، كتدبير للغزو، وتصور أنماط مختلفة من الغزو (الشكل 6).

في عنصر التحكم غير ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

ويصف هذا البروتوكول إعداد أوهسك. هذا النموذج يسمح لاختبار القدرات الذاتية وردود الفعل من أنسجة المخ بعد تطبيق المحفزات الفسيولوجية والمرضية. بالإضافة إلى تحليلات لمعلمات الكهربية، يمكن أن يكون أوهسك ليسيونيد ويمكن تحديد آثار الضرر في جميع أنواع الخلايا. من الممكن للعلاج بالمواد المختلفة ووصف مفصل للعمليات ليسيونينج أو الشفاء في غياب الضامة، والخلايا الليمفاوية.

The most خطوات حاسمة للنجاح في إعداد وتثقيف هي: 1) العمل تحت ظروف معقمة، 2) تعد وسائل الإعلام بشكل صحيح، النظر في درجة الحرارة ودرجة ا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

الكتاب لا تمت بصلة إلى الكشف عن

شكر وتقدير

الكتاب يود أن يشكر أستي كريستين تأييدها مع تسجيل الفيديو وغضبان شليد لمساعدته التقنية الممتازة. وأيد جرابيك Urszula فكز البرنامج رو 29/18.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
6-WellFalcon35-3046
AgarFluka5040
AutoclavSystecDX-45
CFDA& nbsp ؛ Thermo FisherV12883
مجهر المسح الضوئي بالليزر متحد البؤر (CLSM) LSM700Carl Zeiss
Eagle & acute ؛ s الحد الأدنى من الوسيط الأساسي  Invitrogen32360-034
الفلوريسين المسمى Griffonia (Bandeiraea) Simplicifolia Lectin IVector LabsFL-1101
GlucoseMerk1083371000
GlutaminInvitrogen25030-024
Hank & acute ؛ s محلول ملح متوازن (مع Ca2 + < / sup> و Mg2 + < / sup>)Invitrogen24020-133
Hank & acute ؛ s محلول ملح متوازن (بدون Ca2 + < / sup>  ؛ و Mg2 + < / sup>)Invitrogen14170-138
الأنسولينSigma AldrichI5500
L-ascorbic acidSigma AldrichA5960
L-GlutaminInvitrogen25030-024
LN229Cell-Lines-Service300363
غراء السيانوا أكريليت الطبي (غراء الهيستواكريل)B.Braun1050052
إدراج ثقافة MillicellMilliporePICMORG50
NMDA N-methyl-D-aspartic acidSigmaAldrich M3262
Normal Horse SeumInvitrogen26050-088
Penicillin StreptomycinInvitrogen15140-122
أطباق بتري (جميع الأحجام)Greiner627160/664160/628160
PFARoth0335.1
بروبيديوم يوديد سام (PI)سيجما ألدريتش81845-25 ملغسام
U138ATCCHTB-14
VibratomeLeicaLeica VT 1200

المراجع

  1. Gähwiler, B. Organotypic slice cultures: a technique has come of age. Trends Neurosci. 20 (10), 471-477 (1997).
  2. Bahr, B. A. Long-Term Hippocampal Slices: A Model System for Investigating Synaptic Mechanisms and Pathologic Processes. J Neurosci Res. 42 (3), 294-305 (1995).
  3. Dailey, M. E., Eyo, U., Fuller, L., Hass, J., Kurpius, D. Imaging microglia in brain slices and slice cultures. Cold Spring Harbor Protoc. 2013 (12), 1142-1148 (2013).
  4. Stoppini, L., Buchs, P. A., Muller, D. A simple method for organotypic cultures of nervous tissue. Journal of Neurosci Methods. 37 (2), 173-182 (1991).
  5. Kleinberger-Doron, N., Schramm, M. Culture of mature hippocampus slices for 4 days in a newly developed medium: preservation of transmitter release and leucine incorporation into protein. Brain Res. 533 (2), 239-247 (1990).
  6. Legradi, A., Varszegi, S., Szigeti, C., Gulya, K. Adult rat hippocampal slices as in vitro models for neurodegeneration Studies on cell viability and apoptotic processes. Brain Res Bull. 84 (1), 39-44 (2011).
  7. Gähwiler, B. H. Organotypic Monolayer Cultures of Nervous Tissue. J Neurosci Methods. 4, 329-342 (1981).
  8. Gähwiler, B. H. Organotypic cultures of neural tissue. Trends Neurosci. 11 (11), 484-489 (1988).
  9. Leutgeb, J. K., Frey, J. U., Behnisch, T. LTP in cultured hippocampal-entorhinal cortex slices from young adult (P25-30) rats. J Neurosci Methods. 130 (1), 19-32 (2003).
  10. Kim, H., Kim, E., Park, M., Lee, E., Namkoong, K. Organotypic hippocamal slice culture from the adult mouse brain: A versatile tool for translational neuropsychopharmacology. Prog Neuropsychopharmacol Biol Psychiatry. 41, 36-43 (2013).
  11. Xiang, Z., Hrabetova, S., et al. Long-term maintenance of mature hippocampal slices in vitro. J Neurosci Methods. 98, 145-154 (2000).
  12. Adamchik, Y., Frantseva, M. V., Weisspapir, M., Carlen, P. L., Perez Velazquez, J. L. Methods to induce primary and secondary traumatic damage in organotypic hippocampal slice cultures. Brain rRes Brain Res Protoc. 5, 153-158 (2000).
  13. Cho, S., Wood, A., Bowlby, M. R. Brain slices as models for neurodegenerative disease and screening platforms to identify novel therapeutics. Curr Neuropharmacol. 5 (1), 19-33 (2007).
  14. Noraberg, J., Poulsen, F. R., et al. Organotypic hippocampal slice cultures for studies of brain damage, neuroprotection and neurorepair. Curr Drug Targets CNS Neurol Disord. 4 (4), 435-452 (2005).
  15. De Simoni, A., Griesinger, C. B., Edwards, F. a Development of rat CA1 neurones in acute versus organotypic slices: role of experience in synaptic morphology and activity. J Physiol. 550 (Pt 1), 135-147 (2003).
  16. Poindrom, P., Piguet, P., Förster, E. New Methods for Culturing Cells from Nervous Tissues. , BioValley Karger. Basel, Switzerland. (2005).
  17. Berger, T., Frotscher, M. Distribution and morphological characteristics of oligodendrocytes in the rat hippocampus in situ and in vitro: An immunocytochemical study with the monoclonal Rip antibody. J Neurocytol. 23 (1), 61-74 (1994).
  18. Haber, M., Vautrin, S., Fry, E. J., Murai, K. K. Subtype-specific oligodendrocyte dynamics in organotypic culture. Glia. 57 (9), 1000-1013 (2009).
  19. Bonde, C., Sarup, A., Schousboe, A., Gegelashvili, G., Zimmer, J., Noraberg, J. Neurotoxic and neuroprotective effects of the glutamate transporter inhibitor DL-threo-beta-benzyloxyaspartate (DL-TBOA) during physiological and ischemia-like conditions. Neurochem Int. 43 (4-5), 371-380 (2003).
  20. Derouiche, A., Heimrich, B., Frotscher, M. Loss of layer-specific astrocytic glutamine synthetase immunoreactivity in slice cultures of hippocampus. Eur J Neurosci. 5 (2), 122-127 (1993).
  21. Hailer, N. P., Jarhult, J. D., Nitsch, R. Resting microglial cells in vitro: analysis of morphology and adhesion molecule expression in organotypic hippocampal slice cultures. Glia. 18 (4), 319-331 (1996).
  22. Hailer, N. P., Wirjatijasa, F., Roser, N., Hischebeth, G. T. R., Korf, H. W., Dehghani, F. Astrocytic factors protect neuronal integrity and reduce microglial activation in an in vitro model of N-methyl-D-aspartate-induced excitotoxic injury in organotypic hippocampal slice cultures. Eur J Neurosci. 14 (2), 315-326 (2001).
  23. Bahr, B. A., Kessler, M., et al. Stable maintenance of glutamate receptors and other synaptic components in long-term hippocampal slices. Hippocampus. 5 (5), 425-439 (1995).
  24. Holopainen, I. E. Organotypic hippocampal slice cultures: A model system to study basic cellular and molecular mechanisms of neuronal cell death, neuroprotection, and synaptic plasticity. Neurochem Res. 30 (12), 1521-1528 (2005).
  25. Guy, Y., Rupert, A. E., Sandberg, M., Weber, S. G. A simple method for measuring organotypic tissue slice culture thickness. J Neurosci Methods. 199 (1), 78-81 (2011).
  26. Grabiec, U., Koch, M., et al. The endocannabinoid N-arachidonoyldopamine (NADA) exerts neuroprotective effects after excitotoxic neuronal damage via cannabinoid receptor 1 (CB 1). Neuropharmacology. 64 (4), 1797-1807 (2012).
  27. Daviaud, N., Garbayo, E., Schiller, P. C., Perez-Pinzon, M., Montero-Menei, C. N. Organotypic cultures as tools for optimizing central nervous system cell therapies. Exp Neurol. 248, 429-440 (2013).
  28. Ebrahimi, F., Hezel, M., Koch, M., Ghadban, C., Korf, H. W., Dehghani, F. Analyses of neuronal damage in excitotoxically lesioned organotypic hippocampal slice cultures. Ann Anat. 192 (4), 199-204 (2010).
  29. He, S., Shao, L. R., Wang, Y., Bausch, S. B. Synaptic and extrasynaptic plasticity in glutamatergic circuits involving dentate granule cells following chronic N-methyl-D-aspartate receptor inhibition. J Neurophysiol. 109 (6), 1535-1547 (2013).
  30. Kann, O., Taubenberger, N., et al. Muscarinic receptor activation determines the effects of store-operated Ca2+-entry on excitability and energy metabolism in pyramidal neurons. Cell Calcium. 51 (1), 40-50 (2012).
  31. Pérez-Gómez, A., Tasker, R. A. Enhanced neurogenesis in organotypic cultures of rat hippocampus after transient subfield-selective excitotoxic insult induced by domoic acid. Neuroscience. 208, 97-108 (2012).
  32. Raineteau, O., Rietschin, L., Gradwohl, G., Guillemot, F., Gähwiler, B. H. Neurogenesis in hippocampal slice cultures. Mol Cell Neurosc. 26 (2), 241-250 (2004).
  33. Pozzo Miller, L. D., Mahanty, N. K., Connor, J. A., Landist, D. M. D. Pyramidal Cell Death in Slice Cultures From Rat Hippocampus Is Prevented By Glutamate Receptor Antagonists. Neuroscience. 63 (2), (1994).
  34. Koch, M., Kreutz, S., et al. The cannabinoid WIN 55,212-2-mediated protection of dentate gyrus granule cells is driven by CB 1 receptors and modulated by TRPA1 and Ca v2.2 channels. Hippocampus. 21 (5), 554-564 (2011).
  35. Pukrop, T., Dehghani, F., et al. Microglia promote colonization of brain tissue by breast cancer cells in a Wnt-dependent way. Glia. 58 (12), 1477-1489 (2010).
  36. Kohl, A., Dehghani, F., Korf, H. W., Hailer, N. P. The bisphosphonate clodronate depletes microglial cells in excitotoxically injured organotypic hippocampal slice cultures. Exp Neurol. 181 (1), 1-11 (2003).
  37. Matsumura, H., Ohnishi, T., Kanemura, Y., Maruno, M., Yoshimine, T. Quantitative analysis of glioma cell invasion by confocal laser scanning microscopy in a novel brain slice model. Biochem Biophys Res Commun. 269 (2), 513-520 (2000).
  38. Aaberg-Jessen, C., Nørregaard, A., Christensen, K., Pedersen, C. B., Andersen, C., Kristensen, B. W. Invasion of primary glioma- and cell line-derived spheroids implanted into corticostriatal slice cultures. Int J Clin Exp Pathol. 6 (4), 546-560 (2013).
  39. Vinci, M., Box, C., Eccles, S. A. Three-dimensional (3D) tumor spheroid invasion assay. J Vis Exp. (99), e52686(2015).
  40. Hagemann, C., Fuchs, S., et al. Impact of MACC1 on human malignant glioma progression and patients ' unfavorable prognosis. Neuro Oncol. 15 (12), 1696-1709 (2013).
  41. Hohmann, T., Grabiec, U., Ghadban, C., Feese, K., Dehghani, F. The Influence of Biomechanical Properties and Cannabinoids on Tumor Invasion. Cell Adh Migr. 11 (1), 54-67 (2016).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

B4

مقالات ذات صلة