يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

تحديد محتوى الجليكوجين في البكتيريا الزرقاء

12.3K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/56068

⸱

يوليو 17, 2017

 ,  , 
1Carlsberg Research Laboratory, 2Department of Biology, University of Copenhagen, 3Copenhagen Plant Science Center, Department of Plant and Environmental Sciences, University of Copenhagen

في هذه المقالة

ملخص

هنا، نقدم مقايسة موثوقة وسهلة لقياس محتوى الجليكوجين في الخلايا السيانوباكتريال. الإجراء ينطوي على هطول الأمطار، اختيار البلمرة، والكشف عن بقايا الجلوكوز. هذا الأسلوب هو مناسبة لكل من ويلديب والسلالات المعدلة وراثيا ويمكن أن تسهل الهندسة الأيضية من البكتيريا الزرقاء.

الملخص

البكتيريا الزرقاء تتراكم الجليكوجين كخلايا رئيسية داخل الخلايا وتخزين الطاقة أثناء عملية التمثيل الضوئي. وقد أبرزت التطورات الأخيرة في مجال البحوث آليات معقدة من استقلاب الجليكوجين، بما في ذلك دورة بيل من التخليق الحيوي والهدم، وتنظيم الأكسدة، ومشاركة الحمض النووي الريبي غير الترميز. وفي الوقت نفسه، تبذل جهود لإعادة توجيه الكربون من الجليكوجين إلى المنتجات المرغوبة في البكتيريا الزرقاء المعدلة وراثيا لتعزيز غلة المنتج. وتستخدم عدة طرق لتحديد محتويات الجليكوجين في البكتيريا الزرقاء، مع دقة متغيرة والتعقيدات التقنية. هنا، ونحن نقدم بروتوكول مفصل لتحديد موثوق من محتوى الجليكوجين في البكتيريا الزرقاء التي يمكن أن يؤديها في مختبر علوم الحياة القياسية. بروتوكول ينطوي على هطول الأمطار انتقائية من الجليكوجين من المحللة الخلية والبوليمرية إنزيمية من الجليكوجين لتوليد مونومرات الجلوكوز، والتي يتم الكشف عنها من قبل الثور الجلوكوزإديس-بيروكسيديز (الله-بود) انزيم يقترن الفحص. تم تطبيق هذه الطريقة على سينكوسيستيس سب. يك 6803 و سينيكوكوكوس سب. يك 7002، نوعين من الأنواع السيانوباكتريال التي تستخدم على نطاق واسع في الهندسة الأيضية. وعلاوة على ذلك، أظهرت الطريقة بنجاح الاختلافات في محتويات الجليكوجين بين ويلديب والمسوخ المعيبة في العناصر التنظيمية أو الجينات الجينية الجليكوجين.

المقدمة

البكتيريا الزرقاء تراكم الجليكوجين كمخزن الكربوهيدرات كبير من الكربون CO 2 من الثابت في الضوء من خلال عملية التمثيل الضوئي. الجليكوجين هو غليكان يتكون من الخطي α-1،4 مرتبطة الجلوكان مع الفروع التي تم إنشاؤها من قبل روابط α-1،6 مرتبطة الجلوكوزيل. الجليكوجين الحيوي في البكتيريا الزرقاء يبدأ مع تحويل الجلوكوز 6-الفوسفات إلى أدب الجلوكوز من خلال العمل المتسلسل من فسفوغلوكوموتاس و أدب الجلوكوز بيروفوسفوريلاز. يتم نقل شدة الجلوكوز في أدب الجلوكوز إلى نهاية غير الحد من العمود الفقري α-1،4-غلوكان من الجليكوجين من قبل واحد أو أكثر من سينثاسيس الجليكوجين (غلغا). في وقت لاحق، إنزيمات المتفرعة إدخال α-1،6 ربط الجلوكوزيل الربط، الذي هو أبعد من ذلك لتوليد الجسيمات الجليكوجين. في الظلام، يتم تقسيم الجليكوجين أسفل الفوسفوريلاز الجليكوجين، الانزيمات جليكوجين التحضير، α غلوكانوترانزفيراس، و فسفوريلاز مالتو ديكسترين إلى الجلوكوز فسفوريلاتد والجلوكوز الحر. هذه الخلاصة إنتo مسارات تقويضية، بما في ذلك مسار فوسفات البنتوز المؤكسد، ومسار إمبدين-مايرهوف-بارناس (التحلل)، ومسار إنتنر-دودوروف 1 ، 2 ، 3 ، 4 .

وقد اكتسب استقلاب الجليكوجين في البكتيريا الزرقاء اهتماما متزايدا في السنوات الأخيرة بسبب إمكانية أن تتطور البكتيريا الزرقاء إلى مصانع خلايا ميكروبية مدفوعة بأشعة الشمس لإنتاج المواد الكيميائية والوقود. ويمكن تعديل عملية التمثيل الغذائي الجليكوجين لزيادة العائد من المنتجات، لأن الجليكوجين هو أكبر تجمع الكربون المرن في هذه البكتيريا. مثال على ذلك هو سيانوباكتريوم سينيكوكوكوس سب. يك 7002، التي تم هندستها وراثيا لإنتاج مانيتول؛ والخلل الجيني من تخليق الجليكوجين يزيد من مانيتول العائد 3 أضعاف 5 . مثال آخر هو إنتاج الإيثانول الحيوي من ويلدت الجليكوجين المحملةيب سينيكوكوكوس سب. يك 7002 6 . قد يكون محتوى غليكوجين الخلية ويلديب تصل إلى 60٪ من الوزن الجاف للخلية خلال المجاعة النيتروجين 6 .

وقد توسع أيضا فهمنا لأيض الجليكوجين والتنظيم في السنوات الأخيرة. في حين من المعروف أن الجليكوجين تتراكم في الضوء، و كابوليزد في الظلام، حركية مفصلة من استقلاب الجليكوجين خلال دورة دييل كشفت مؤخرا فقط في سينكوسيستيس سب. يك 6803 7 . وعلاوة على ذلك، تم تحديد العديد من الجينات التي تؤثر على تراكم الجليكوجين. ومن الأمثلة البارزة على ذلك اكتشاف أن الكيناز الهستيدين المفترض بمغا والرنا غير المشفر PmgR1 تشكيل سلسلة تتالي والسيطرة على تراكم الجليكوجين. ومن المثير للاهتمام، وpmgA وpmgR1 المسوخ الحذف تتراكم ضعف كمية الجليكوجين لان السلالة wildtype من Synechocystis س. يك 68038 ، 9 . ومن المعروف أيضا أن العناصر التنظيمية الأخرى تؤثر على تراكم الجليكوجين، بما في ذلك عامل سيغما البديل E والعامل النسخي CyAbrB2 10 ، 11 .

كما الفائدة في تنظيم الجليكوجين والتمثيل الغذائي تنمو، وبروتوكول مفصل يصف تحديد محتوى الجليكوجين هو ما يبرره. وتستخدم عدة طرق في الأدب. يتبع التحليل المائي الحمضي الذي يتبعه تحديد محتوى السكريات الأحادية من خلال كروماتوجرافيا السائل الأنيوني ذات الضغط العالي إلى جانب كاشف أمبيروميتري نابض أو تحديد مطياف بعد المعاملات مع حامض والفينول على نطاق واسع أساليب لتقريب محتوى الجليكوجين 9 ، 10 ، 12 ، 13 . ومع ذلك، فإن الضغط العالي أنيون الصرف الكروماتوجرافي السائلc مكلفة جدا ولا تميز الجلوكوز المستمدة من الجليكوجين من تلك المستمدة من غيرها من غليكوكونجوغاتس التي تحتوي على الجلوكوز، مثل السكروز 14 ، الجلوكوسيل غليسيرول 15 ، والسليلوز 16 ، 17 ، 18 ، والتي من المعروف أن تتراكم في بعض الأنواع السيانوبكتيرية. طريقة حمض الفينول يمكن أن يؤديها باستخدام معدات المختبرات القياسية. ومع ذلك، فإنه يستخدم الكواشف عالية السمية ولا يميز الجلوكوز المستمدة من غليكوكونغاتاتس مختلفة، كما أنه لا يميز الجلوكوز من السكريات الأخرى التي تشكل المواد الخلوية، مثل السكر الشحمي، عديدات السكاريد الدهنية، والمصفوفات خارج الخلية 12 . والجدير بالذكر أن مقايسة الحمض الفينول الساخن غالبا ما تستخدم لتحديد محتوى الكربوهيدرات الكلي بدلا من التحديد المحدد لمحتوى الجلوكوز 12 . الأنزيمية هيدروليسيس من الجليكوجين إلى الجلوكوز بواسطة α-أميلوغلوكوسيداس تليها الكشف عن الجلوكوز من خلال مقايسة الإنزيم يقترن قراءات اللونية التي هي حساسة للغاية ومحددة للجلوكوز المستمدة من الجليكوجين. ويمكن تعزيز خصوصية أبعد من ذلك مع هطول الأمطار التفضيلية من الجليكوجين من ليسيتس الخلية عن طريق الإيثانول 5 ، 8 ، 19 .

هنا، نحن تصف بروتوكول مفصل لمقايسة القائم على الإنزيم من محتوى الجليكوجين في اثنين من الأنواع الدرامية سيانوباكتريال الأكثر دراسة على نطاق واسع، سينكوسيستيس سب. يك 6803 و سينيكوكوكوس سب. يك 7002، في ويلديب وسلالات متحولة. من أجل ضمان التحلل المائي الفعال، يتم استخدام كوكتيل من α- الأميليز و α-أميلوغلوكوسيداز 8 . تحلل α- الأميليز إندو المفعول α-1،4-الروابط في مختلف الجلوكان في ديكسترينز، والتي هي أكثر تحلل tس الجلوكوز بواسطة إكسو-أكتينغ α-أميلوغلوكوسيداز 20 . الآثار المتآزرة لهذه الانزيمات معروفة جيدا، وتستخدم هذه الانزيمات بشكل روتيني للتحلل المائي الانتقائي للنشا، وهو غلوكان مرتبط α مثل الجليكوجين، دون التأثير على غليكوكونوجانتس أخرى، مثل السليلوز، في الكتلة الحيوية النباتية 21 . تم الكشف عن الجلوكوز صدر كميا بعد مقايسة انزيم مقترنة تتكون من أوكسيديز الجلوكوز الذي يحفز خفض الأكسجين إلى بيروكسيد الهيدروجين وأكسدة الجلوكوز إلى لاكتون والبيروكسيديز - التي تنتج صبغة كينونيمين الوردي اللون من بيروكسيد الهيدروجين، مركب الفينول، و 4-أمينوانتيبيرين 22 .

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

1. إعداد

  1. ثقافات السيانوباكتريال
    1. تنمو سينكوسيستيس سب. يك 6803 عند 30 درجة مئوية في السائل BG11 المتوسطة 8 ، مع إمدادات ثابتة من الهواء تستكمل مع 1٪ (الخامس / الخامس) كو 2 . تضيء الثقافات باستمرار مع الضوء في كثافة تدفق الفوتون الضوئي من 50 ميكرومتر الفوتون / م 2 / ثانية.
    2. تنمو سينيكوكوكوس سب. بك 7002 في السائل A + المتوسطة 23 (BG11 المتوسطة ويمكن أيضا أن تستخدم)، مع إمدادات ثابتة من الهواء تستكمل مع 1٪ (الخامس / الخامس) كو 2 . يجب أن تكون درجة الحرارة 37 درجة مئوية. تضيء الثقافات باستمرار مع الضوء في كثافة تدفق الفوتون الضوئي من 150 ميكرومتر الفوتون / م 2 / ثانية.
    3. قياس الكثافة البصرية (أود) من الثقافة في 730 نانومتر باستخدام كوفيت مع مسار الضوء من 1 سم. إذا كانت قيمة أود أعلى من 0.8، وجعل التخفيفات المناسبة للحصول على قياسات أود التي تتناسب مع ثه تركيز الخلية.
      ملاحظة: البروتوكولات المعروضة أدناه هي مناسبة للثقافات السائلة، مع كثافة الخلية المقابلة لقيمة أود 730nm 2 أو أعلى. عند الرغبة في الثقافات في مرحلة النمو الأسي، والتي عادة ما يكون لها أود 730nm قيمة أقل من 1، وتركز كثافة الخلايا عن طريق الطرد المركزي وإعادة تعليق في المخزن المؤقت أو المتوسطة لتحقيق قيمة أود 730nm 2 أو أعلى.
  2. المخازن المؤقتة والكواشف
    1. جعل 50 ملي العازلة تريس-حمض الهيدروكلوريك في درجة الحموضة 8.
    2. جعل 50 ملي العازلة خلات الصوديوم في درجة الحموضة 5.
    3. جعل حل المخزون من 8 U / مل أميلوجلوكوسيداز في 50 ملي الصوديوم خلات العازلة، ودرجة الحموضة 5.
    4. جعل حل الأسهم من 2 U / مل α الأميليز في 50 ملي الصوديوم العازلة خلات، ودرجة الحموضة 5.
    5. باستخدام الماء المقطر، والحلول القياسية مكلغلوكوس بتركيزات تتراوح بين 0 و 100 ميكروغرام / مل ،.
    6. إعداد غود بود كاشف من D- الجلوكوز فحص مجموعة (تنسيق غودبود)، صبعد تعليمات الشركة المصنعة.

2. تحديد الوزن الجاف الخلية (اختياري)

  1. نقل 2 مل من ثقافة أو إعادة تعليق الخلية (انظر الخطوة 1.1) إلى أنبوب 2.0 مل وأجهزة الطرد المركزي في 6،000 x ج و 4 درجة مئوية لمدة 5 دقائق. تجاهل طاف.
  2. ريسوسبيند بيليه في 1 مل من الماء وأجهزة الطرد المركزي في 6000 x ج و 4 درجة مئوية لمدة 5 دقائق. تجاهل طاف و ريسوسبيند بيليه الخلية في 0.5 مل من الماء.
  3. نقل التعليق إلى علبة الألومنيوم قبل وزنها. نقل الدرج إلى فرن التجفيف في 105 درجة مئوية للتجفيف بين عشية وضحاها (حوالي 18 ساعة).
    حرجة: من المهم أن يتم التعامل مع علبة مع ملقط لتجنب نقل المواد من الأصابع. قم بتجفيف صينية ألمنيوم فارغة قبل وزنها تحت نفس الظروف لتحديد أي خسارة في الوزن من الصواني أثناء التجفيف.
  4. بعد التجفيف، قم بإخراج الدرج من الفرن والسماح له بالتوازن في كونديتي المحيطلمدة 5 دقائق قبل وزنه بدقة 0.0001 غرام.
    ملاحظة: يمكن استخدام القيمة لتطبيع محتوى الجليكوجين على أساس الوزن الجاف الخلية.

3. تحلل الخلايا السيانوباكتريال

  1. نقل 1 مل من ثقافة أو إعادة تعليق الخلية (انظر الخطوة 1.1) إلى أنبوب 1.5 مل وأجهزة الطرد المركزي في 6،000 x ج و 4 درجة مئوية لمدة 10 دقيقة. تجاهل طاف.
  2. ريسوسبيند بيليه في 1 مل من 50 ملي تريس-حمض الهيدروكلوريك، ودرجة الحموضة 8، وأجهزة الطرد المركزي في 6000 x ج و 4 درجة مئوية لمدة 10 دقيقة. تجاهل طاف و ريسوسبيند بيليه الخلية في 1 مل من العازلة تريس-حمض الهيدروكلوريك. كرر العملية.
  3. ريسوسبيند تماما بيليه في 500 ميكرولتر من 50 ملي العازلة تريس، حمض الهيدروكلوريك، ودرجة الحموضة 8.
    الحرجة: ريسوسبيند بيليه جيدا لتحلل خلية فعالة. الحفاظ على إعادة تعليق في الجليد.
  4. ليس الخلايا معلق في 4 درجات مئوية عن طريق أداء 30 دورات من أولتراسونيكاتيون، كل دورة تتكون من 30 ثانية على تردد 20 كيلوهرتز مع السعة القصوى،تليها 90 ثانية دون.
    ملاحظة: يمكن لهذه الطريقة ليز بكفاءة سينيكوكوكوس سب. يك 7002.
    1. بدلا من ذلك، نقل إعادة تعليق الخلية إلى أنبوب المسمار غطاء وإضافة الخرز أكسيد الزركونيوم إلى أنبوب، وفقا لتعليمات الشركة الصانعة. تعيين أنبوب في الخالط الأنسجة ويزيل الخلايا في 4 درجات مئوية عن طريق أداء 2 دورات الضرب، كل دورة تتكون من 5 دقائق في إعداد التردد من 5.
      ملاحظة: يمكن لهذه الطريقة ليز بكفاءة سينكوسيستيس سب. يك 6803 و سينيكوكوكوس سب. يك 7002.
  5. الطرد المركزي أنبوب يحتوي على المحللة لمدة 10 دقيقة في 6000 زغ و 4 درجة مئوية.
    ملاحظة: يجب أن تتكون بيليه أساسا من الحطام الخلية الكبيرة. إذا كان هناك عدد كبير من الخلايا غير المتقطعة، كرر الخطوة 3.4. الحفاظ على طاف على الجليد.
  6. تحديد تركيز البروتين باستخدام مجموعة فحص البروتين بكا التجارية.
    ملاحظة: يمكن استخدام القيمة لتطبيع محتوى الجليكوجينعلى أساس محتوى البروتين.

4. الجليكوجين هطول الأمطار

  1. إزالة الكلوروفيل أ من المحللة الخلية عن طريق خلط 900 ميكرولتر من 96٪ (الخامس / الخامس) الإيثانول و 100 ميكرولتر من طاف من الخطوة 3.5 في أنبوب 1.5 مل المسمار غطاء. بعد إغلاق الغطاء، حرارة الأنبوب في 90 درجة مئوية لمدة 10 دقيقة باستخدام كتلة التدفئة مختبر القياسية.
  2. احتضان الأنبوب على الجليد لمدة 30 دقيقة.
  3. الطرد المركزي أنبوب في 20،000 زغ و 4 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة وإزالة بعناية طاف. بيليه يحتوي على الجليكوجين. تجفيف طفيفة بيليه في الهواء لإزالة الإيثانول الزائد.
    حرجة: التجفيف المفرط للبيليه يجب تجنبها، وإلا يصبح من الصعب أن سولوبيليز في الخطوة 5.1.
  4. اختياري: قياس الامتصاصية من طاف حصلت عليه في الخطوة 4.3 في 664 نانومتر لتحديد الكلوروفيل المحتوى. استخدم معامل امتصاص 84.6 لتر / جم / سم 24 .
    ملاحظة: يمكن استخدام القيمة إلى نورماليزه محتوى الجليكوجين.

5. الأنزيمية التحلل وتحديد الجليكوجين

  1. سولوبيليز بيليه التي تم الحصول عليها في الخطوة 4.3 في 100 ميكرولتر من 50 ملم خلات الصوديوم، ودرجة الحموضة 5، وإضافة 50 ميكرولتر من 8 U / مل أميلوجلوكوسيداز و 50 ميكرولتر من 2 U / مل α- الأميليز. مزيج هذه المواد بشكل جيد باستخدام دوامة.
    ملاحظة: خلط بواسطة بيبتينغ لا ينصح لأن بيليه الجليكوجين هو لزج.
  2. احتضان الخليط في 60 درجة مئوية على كتلة التدفئة لمدة 2 ساعة لتمكين هضم الجليكوجين إلى جزيئات الجلوكوز.
  3. الطرد المركزي العينة في 10،000 x ج لمدة 5 دقائق ونقل طاف إلى أنبوب 1.5 مل جديد.

6. تحديد محتوى الجلوكوز الكلي باستخدام كاشف الله بود

  1. قياس تركيز الجلوكوز في طاف تم الحصول عليها في الخطوة 5.3 باستخدام الكاشف بود-غود. نقل 100 ميكرولتر من طاف من الخطوة 5.3 إلى بئر في لوحة 96 جيدا. وكسيطرة سلبية،استخدام 100 ميكرولتر من 50 ملم خلات الصوديوم، ودرجة الحموضة 5. لتوليد منحنى المعايرة، وأيضا قياس الحلول القياسية الجلوكوز.
  2. إضافة 150 ميكرولتر من الله-بود كاشف لكل عينة ومزج بسرعة عن طريق بيبتينغ.
  3. احتضان لوحة ثابتة في 25 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة. سجل قيمة الامتصاصية في 510 نانومتر باستخدام قارئ لوحة.
  4. حساب تركيز الجلوكوز باستخدام منحنى المعايرة التي تم الحصول عليها من معايير الجلوكوز.
    ملاحظة: يتم التعبير عن تركيز الجليكوجين في المحللة الخلية كما تركيز الجلوكوز (ميكروغرام / مل).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

10 مل من ويلديب سينيكوسيستيس سب. تمت زراعة بك 6803 تحت ظروف فوتووتوتروفيك حتى وصلت قيمة 730nm أود حوالي 0.8. تم حصاد الخلايا ومعلق في 50 ملي تريس-حمض الهيدروكلوريك، ودرجة الحموضة 8. تم تعديل قيمة 730nm أود إلى 2-3. تم تحليل محتوى الجليكوجين بعد البروتوكول الموصوف أعلاه. كان محتوى الجليكوجين في أود 730nm 13 ± 1.8 ميكروغرام / مل / أود 730nm ( N = 12). وكان محتوى الجليكوجين بالنسبة لمحتوى ا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

الخطوات الحاسمة داخل البروتوكول هي الجليكوجين هطول الأمطار وإعادة تعليق. بعد الطرد المركزي التالية هطول الإيثانول، الجليكوجين يشكل بيليه شفافة التي تلتزم بشكل فضفاض إلى جدران أنابيب ميكروسنتريفوج. لذلك، عند إزالة طاف، يجب إيلاء اهتمام خاص حتى لا إزالة بيليه. الجليكوجين بيليه لزجة، و يمكن أن يكون من الصعب انحلال إذا كان يجف. لاحظ أن الانحلال الكامل من بيليه الجليكوجين مهم لأن الانحلال غير مكتملة سيؤدي إلى الهضم الأنزيمي غير فعالة، وبالتالي سوف تؤدي إلى اختلافات كبيرة بين مكررات الت...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

شكر وتقدير

ويعترف المؤلفون ببحوث الطاقة الشمالية (أكوفيد، مشروع رقم 24)، و إنوفاتيونفوندن الدنمارك (بانت باور، مشروع رقم 12-131844)، و فيلوم فوندن (مشروع رقم 13363)

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
QSonica Sonicators Q700Qsonica, LLCNAQSonica
SpectraMax 190 Microplate Reader  الأجهزة الجزيئيةNAEliza قارئ لوحة
رصاصة خلاط العاصفةالقادم AdvanceBBY24M-CEالخرز الخافق
Ultrospec 3100 pro الأشعة فوق البنفسجية / مقياس الطيفالمرئي Amersham BiosciencesNAمقياس الطيف
تريس & nbsp ؛Sigma-AldrichT1503Buffer
HClMerck1-00317مساعد الأس الهيدروجيني
أسيتات الصوديومسيجما ألدريتش32319عازلة
Amyloglycosidase (Rhizopus sp.)MegazymeE-AMGPUلإزالة بلمرة الجليكوجين
ألفا ، قابل للحرارة (Bacillus licheniformis)Sigma-AldrichA3176لإزالة بلمرة الجليكوجين
D-GlucoseMerch8337المعيار لفحص الجلوكوز
مجموعة فحص البروتين بيرس BCA   ؛Thermo Fisher Scientific23225لتحديد تركيزات البروتين
صواني تجفيف الألومنيوم ، VWR611-1362لتقدير الأوزان الجافة للخلية مجموعة
مقايسة D-Glucose (تنسيق GODPOD)MegazymeK-GLUCلتحديد تركيزات الجلوكوز خبز
أكسيد الزركونيوم ، 0.15 ممNext AdvanceZrOB015حبات لتحلل الخلايا في أ أنابيب Bullet Blendar Storm
RINO NextAdvanceNA Tubes لتحلل الخلايا في عاصفة Bullet Blendar
الضوئي الضوئي إنزيم إنزيم يمكن التخلص منها

المراجع

  1. Chen, X., et al. The Entner-Doudoroff pathway is an overlooked glycolytic route in cyanobacteria and plants. Proc Natl Acad Sci USA. 113 (19), 5441-5446 (2016).
  2. Yang, C., Hua, Q., Shimizu, K. Metabolic flux analysis in Synechocystis using isotope distribution from C-13-labeled glucose. Metab Eng. 4 (3), 202-216 (2002).
  3. Pelroy, R. A., Levine, G. A., Bassham, J. A. Kinetics of light-dark CO2 fixation and glucose assimilation by Aphanocapsa 6714. J Bacteriol. 128, 633-643 (1976).
  4. You, L., Berla, B., He, L., Pakrasi, H. B., Tang, Y. J. 13C-MFA delineates the photomixotrophic metabolism of Synechocystis. sp. PCC 6803 under light- and carbon-sufficient conditions. Biotechnol J. 9, 684-692 (2014).
  5. Jacobsen, J. H., Frigaard, N. U. Engineering of photosynthetic mannitol biosynthesis from CO2 in a cyanobacterium. Metab Eng. 21, 60-70 (2014).
  6. Möllers, K. B., Cannella, D., Jørgensen, H., Frigaard, N. -U. Cyanobacterial biomass as carbohydrate and nutrient feedstock for bioethanol production by yeast fermentation. Biotechnol Biofuels. 7, 64(2014).
  7. Angermayr, S. A., et al. Culturing Synechocystis. sp. strain PCC 6803 with N2 and CO 2 in a diel regime reveals multiphase glycogen dynamics with low maintenance costs. Appl Environ Microbiol. 82, 4180-4189 (2016).
  8. de Porcellinis, A. J., et al. The Non-coding RNA Ncr0700/PmgR1 is required for photomixotrophic growth and the regulation of glycogen accumulation in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Plant Cell Physiol. 57 (10), 2091-2103 (2016).
  9. Sakuragi, Y. alpha-Tocopherol plays a role in photosynthesis and macronutrient homeostasis of the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803 that is independent of its antioxidant function. Plant Physiol. 141, 508-521 (2006).
  10. Osanai, T., et al. Positive regulation of sugar catabolic pathways in the cyanobacterium Synechocystis. sp. PCC 6803 by the group 2 sigma factor sigE. J Biol Chem. 280, 30653-30659 (2005).
  11. Yamauchi, Y., Kaniya, Y., Kaneko, Y., Hihara, Y. Physiological roles of the cyAbrB transcriptional regulator pair Sll0822 and Sll0359 in Synechocystis sp. strain PCC 6803. J Bacteriol. 193, 3702-3709 (2011).
  12. Dubois, M., Gilles, K., Hamilton, J., Rebers, P., Smith, F. Colorimetric method for determination of sugars and related substances. Anal Chem. 28, 350-356 (1956).
  13. Osanai, T., et al. Genetic engineering of group 2 {sigma} factor SigE widely activates expressions of sugar catabolic genes in Synechocystis species PCC 6803. J Biol Chem. 286, 30962-30971 (2011).
  14. Miao, X., Wu, Q., Wu, G., Zhao, N. Sucrose accumulation in salt-stressed cells of agp gene deletion-mutant in cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. FEMS Microbiol Letters. 218, 71-77 (2003).
  15. Hagemann, M., Erdmann, N. Activation and pathway of glucosylglycerol synthesis in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Microbiology. 140, 1427-1431 (1994).
  16. Nobles, D. R., Romanovicz, D. K., Brown, R. M. Cellulose in cyanobacteria. Origin of vascular plant cellulose synthase. Plant Physiol. 127, 529-542 (2001).
  17. Zhao, C., et al. High-yield production of extracellular type-I cellulose by the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002. Cell Discovery. 1, 15004(2015).
  18. Kawano, Y., et al. Cellulose accumulation and a cellulose synthase gene are responsible for cell aggregation in the cyanobacterium Thermosynechococcus vulcanus RKN. Plant Cell Physiol. 52, 957-966 (2011).
  19. Angermayr, S. A., Gorchs Rovira, A., Hellingwerf, K. J. Metabolic engineering of cyanobacteria for the synthesis of commodity products. Trends Biotechnol. 33, 352-361 (2015).
  20. Zhang, B., Dhital, S., Gidley, M. J. Synergistic and antagonistic effects of α-amylase and amyloglucosidase on starch digestion. Biomacromolecules. 14, 1945-1954 (2013).
  21. Harholt, J., et al. ARABINAN DEFICIENT 1 is a putative arabinosyltransferase involved in biosynthesis of pectic arabinan in Arabidopsis. Plant Physiol. 140, 49-58 (2006).
  22. Fernando, C. D., Soysa, P. Optimized enzymatic colorimetric assay for determination of hydrogen peroxide (H2O2) scavenging activity of plant extracts. MethodsX. 2, 283-291 (2015).
  23. Jacobsen, J. H., Rosgaard, L., Sakuragi, Y., Frigaard, N. U. One-step plasmid construction for generation of knock-out mutants in cyanobacteria: studies of glycogen metabolism in Synechococcus sp PCC 7002. Photosynth Res. 107 (2), 215-221 (2011).
  24. Lichtenthaler, H. K. Chlorophylls and carotenoids: Pigments of photosynthetic biomembranes. Methods Enzymol. 148, 350-382 (1987).
  25. López, C. V. G., del Carmen Cerón García, M., Fernández, F. G. A., Bustos, C. S., Chisti, Y., Sevilla, J. M. F. Protein measurements of microalgal and cyanobacterial biomass. Bioresource Technol. 101, 7587-7591 (2010).
  26. Hasunuma, T., et al. Dynamic metabolic profiling of cyanobacterial glycogen biosynthesis under conditions of nitrate depletion. J Exp Bot. 64, 2943-2954 (2013).
  27. Díaz-Troya, S., López-Maury, L., Sánchez-Riego, A. M., Roldán, M., Florencio, F. J. Redox regulation of glycogen biosynthesis in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803: Analysis of the AGP and glycogen synthases. Molecular Plant. 7, 87-100 (2014).
  28. Parrott, L. M., Slater, J. H. The DNA, RNA and protein composition of the cyanobacterium Anacystis nidulans grown in light- and carbon dioxide-limited chemostats. Arch Microbiol. 127, 53-58 (1980).
  29. Hihara, Y., Kamei, A., Kanehisa, M., Kaplan, A., Ikeuchi, M. DNA microarray analysis of cyanobacterial gene expression during acclimation to high light. Plant Cell. 13, 793-806 (2001).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

التحلل المائي الإنزيميجلوكوز أكسيداز بيروكسيدازمقايسة البروتينإزالة الكلوروفيلالموجات فوق الصوتيةالطرد المركزيأميلوجلوكوسيدازألفا أميليز
تحديد محتوى الجليكوجين في البكتيريا الزرقاء
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.