مقالة منهجية

تقييم الحيوانات المنوية الأسماك باستخدام برامج وأجهزة التبريد

DOI:

10.3791/56823

⸱

يوليو 28, 2018

 , 
1PROiSER R+D S.L., 2Department of Cellular Biology, Functional Biology and Physical Anthropology, University of Valencia

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ويصف هذا البروتوكول إجراء تقييم الحيوانات المنوية الأسماك باستخدام تحليل الحيوانات المنوية الحاسوب وأجهزة التبريد. ويعطي البرنامج السريع، دقيقة، والتحليل الكمي لجودة الحيوانات المنوية الأسماك استناداً إلى حركية المني، التي يمكن أن تكون أداة مفيدة في تربية الأحياء المائية في تحسين نجاح الاستنساخ.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لتقييم نوعية مشيج، هناك تقنيات مبتكرة وسريعة، والكمية التي يمكن أن توفر بيانات مفيدة لتربية الأحياء المائية. ووضعت النظم المحوسبة لتحليل الحيوانات المنوية لقياس العديد من المعلمات وواحد لقياس الأكثر شيوعاً هو عدد الحيوانات المنوية الحركة.

في البداية، صمم هذا تكنولوجيا الحاسوب لأنواع الثدييات، على الرغم من أنه يمكن استخدامها أيضا لتحليل الحيوانات المنوية الأسماك. الأسماك لها السمات المحددة التي يمكن أن تؤثر على الحيوانات المنوية التقييم مثل فترة زمنية قصيرة حركية بعد التنشيط، وفي بعض الحالات، التكيف مع انخفاض درجات الحرارة. وبالتالي، من الضروري تعديل مكونات البرامج والأجهزة لجعل تحليل حركية أكثر كفاءة لتحليل الحيوانات المنوية الأسماك. للثدييات من الحيوانات المنوية، يتم استخدام لوحة التدفئة للحفاظ على درجات الحرارة المثلى للمني. ومع ذلك، لبعض أنواع الأسماك، أنها مفيدة لاستخدام درجة حرارة أقل لإطالة فترة حركية، نظراً للحيوانات المنوية تبقى نشطة لأقل من 2 دقيقة. ولذلك، أجهزة التبريد ضرورية للثلاجة العينات في درجة حرارة ثابتة على مر الزمن التحليل، بما في ذلك في المجهر الضوئي. ويصف هذا البروتوكول تحليل عدد الأسماك الحيوانات المنوية الحركة باستخدام البرمجيات لتحليل الحيوانات المنوية وتبريد جديدة من الأجهزة تحسين النتائج.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

فعالية الاستنساخ يعتمد على نوعية كل الأمشاج (البيض والحيوانات المنوية)1،2. وهذا هو العامل الرئيسي الذي يسهم في نجاح الإخصاب، مما يتيح وضع ذرية صالحة3،4. تقييم جودة مشيج مريحة هو أفضل أداة لتحديد إمكانات الخصوبة من عينة.

خلط الحيوانات المنوية من الذكور متعددة ممارسة شائعة في إنتاج العديد من الأنواع التجارية المائية4. بيد أن تنوع الحيوانات المنوية بين الذكور يمكن أن يؤدي إلى المنافسة الحيوانات المنوية ونتيجة لذلك، ليس جميع الذكور على قدم المساواة تساهم الجينات5. وبهذا المعني، التقييم الصحيح لميزات السائل المنوي/المني الفردية، مثل حركية، أمر أساسي للحصول على معلومات تمييزية فيما يتعلق بخصوبة الذكور الفردية المحتملة. الملاحظة المباشرة لعدد الحيوانات المنوية الحركة يمكن أن تنتج بيانات غير دقيقة وغير موضوعية كما أنه يتطلب الوقت والخبرة، مما يؤدي إلى عدم الاتساق وعدم التوافق بين نتائج6،7. ومع ذلك، هناك العديد من تقنيات مبتكرة وسريعة والكمية التي يمكن أن توفر الحيوانات المنوية موثوقة نوعية تحليل2،4.

تم تطوير تحليل الحيوانات المنوية الحاسوب لتقديم بيانات دقيقة عن نوعية الحيوانات المنوية8. وتشمل هذه التكنولوجيا تطوير البرمجيات المرتبطة مجهر تباين المرحلة التي تسمح تقييم لعدد الحيوانات المنوية الحركة. ومع ذلك، هو عاملاً يحد من المعلمة حركية معدل الإطار لكاميرا الفيديو. المني كل المني والمسارات تستند رئيس الموقف centroid في إطارات متتالية من تسجيلات الفيديو، الذي يرتبط بحركة flagellar أنماط3،،من910، 11. هي المعلمات الحركية الرئيسية قياس سرعة الخط المستقيم (VSL) والمنحنية الخطوط السرعة (VCL) ومسار متوسط السرعة (برنامج عمل فيينتيان). VSL هو المسافة بين نقطة البداية ونقطة النهاية التي اتخذتها المني مقسوماً على وقت. VCL هي السرعة الحقيقية على طول المسار الدقيق اتخذتها المني. هو برنامج عمل فيينتيان سرعة على طول طريق ممهدة مشتقة من المسار. تسمح هذه المعلمات معلومات حركية إضافية، بما في ذلك الخطي (لين) والاستقامة (STR) وتمايل (وب) وقياسات الضرب مثل السعة لحركة الرأس الأفقي (آلة) والتردد عبر فوز (معامل التركيز الأحيائي)4،10.

كانت في الأصل تستخدم نظام تحليل الحيوانات المنوية لأنواع الثدييات، ومن متطلبات النظام تعمل في درجة حرارة الجسم للجهة المانحة (حوالي 37 درجة مئوية). يمكن أيضا استخدام هذا البرنامج للأنواع السمكية؛ على الرغم من ذلك، من الضروري إجراء بعض التعديلات لتقليل الخطأ في نتائج تحليل الحيوانات المنوية. في بعض أنواع الأسماك، مثل السلمون وثعبان البحر8،12، يحدث الإخصاب في درجة حرارة منخفضة (حوالي 4 درجات مئوية)2،4. وبالتالي، ينبغي وضع أجهزة التبريد لتجنب ظروف العمل غير مريح. وباﻹضافة إلى ذلك، المني الأسماك اسم في السائل المنوي وتتطلب حدوث صدمة ناضح بتنشيط حركية. المتوسطة المنشط لأسماك المياه العذبة، ينبغي أن يكون osmolality ناقص التوتر، بينما ينبغي أن تكون المتوسطة مكثف للأنواع البحرية. ومع ذلك، لبعض الأنواع، كالسلمون، تركيز أيون يمكن أيضا هامة3،،من49. بعد التنشيط، تتميز بانخفاض سرعة حركية (أقل من 2 دقيقة)13،14 والسرعة العالية، ويجري حيوية لتحديد معدل الإطار الأمثل للحصول على بيانات موثوق بها15الأسماك الحيوانات المنوية.

أهداف هذه الدراسة هي لتصميم وتطبيق نظم التبريد لعينات الحيوانات المنوية من الأسماك. وبالإضافة إلى ذلك، يعرف هذا البروتوكول كيفية تحديد معدلات الإطار الأمثل لوضع بروتوكولات قياسية تبعاً للأنواع الأحيائية. استخدام هذا البروتوكول يفتح أبواباً جديدة في سياق التقييم المنوي الأسماك، استخدام ثعبان البحر الأوروبي كنموذج.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الإجراءات التي تشمل مواضيع الحيوان وقد وافق (2015/VSC/البازلاء/00064) بالاتجاه العام للإنتاج الزراعي وتربية الماشية في València دي Politècnica Universitat.

1-جمع الحيوانات المنوية من ثعبان ناضجة في الأسر

ملاحظة: استخدام ثعبان الذكور الاحتفاظ بها في خزانات مياه البحر ونظام إعادة تدوير في درجة حرارة ثابتة (20 درجة مئوية). علاج بالهرمونات عن طريق الحقن داخل أسبوعية (تروج المشيمية البشرية (hCG)؛ 1.5 وحدة دولية كل غرام من الأسماك من وزن الجسم). التأقلم الأسماك تدريجيا بدءاً من 3 أيام في المياه العذبة متبوعاً باستبدال مع مياه البحر (1/3 من إجمالي المياه في الخزان) كل يومين حتى وصلت إلى ملوحة من 37.0 غ/مل.

  1. تخدير ثعبان البحر 24 ساعة بعد حقن هرمون للحصول على عينات مع تحسين نوعية الحيوانات المنوية.
    1. إعداد التخدير مسبقاً: إضافة 300 ملغ البنزوكائين إلى 100 مل إيثانول 70%. يخلط جيدا وتخزينها في 4 درجات مئوية.
    2. تمييع البنزوكائين في دلو مرنة مع 5 لتر من الماء النظام للحصول على تركيز نهائي من 60 مغ/لتر، وتخلط بشكل صحيح.
    3. نقل الأسماك إلى الدلو مع نظام المياه والبنزوكائين. انتظر لبضع دقائق حتى تهدأ الأسماك.
  2. مسح منطقة الأعضاء التناسلية بالماء وتجفيف مع ورقة ماصة لتجنب تلوث العينات المنوية بالبراز والبول أو مياه البحر.
  3. تطبيق ضغط لطيف في منطقة البطن وجمع عينات الحيوانات المنوية في أنابيب بلاستيكية 15 مل باستخدام مضخة فراغ. حجم الحيوانات المنوية يصل إلى 6-7 مل، اعتماداً على الذكور.
  4. الاحتفاظ بعينات الحيوانات المنوية في 4 درجات مئوية على الأقل 1 ح حتى يجري تحليل حركية.

2-الثلاجة وتمييع عينات الحيوانات المنوية

  1. إعداد الحل ديلوتير مسبقاً.
    ملاحظة: ينبغي أن تضعف عينات الحيوانات المنوية في الموسع حل محدد لكل نوع من الأنواع.
    1. تعد المتوسطة غير منشط لعينات الحيوانات المنوية ثعبان البحر (P1 المتوسطة). إضافة ز 0.42 من بيكربونات الصوديوم، 1.828 ز كلوريد الصوديوم، 0.127 ز كلوريد المغنيسيوم، 0.56 غ من كلوريد البوتاسيوم و 0.037 غ من كلوريد الكالسيوم إلى 250 مل ماء المقطر. مزيج جيد حل. مخزن في 4 درجات مئوية.
  2. تعيين كتلة برودة في 4 درجات مئوية للمحافظة على العينات عند درجة حرارة ثابتة. الانتظار حتى تستقر درجة الحرارة.
  3. تمييع عينات الحيوانات المنوية باستخدام حل ديلوتير المحددة لكل نوع من الأنواع.
    ملاحظة: نسبة تخفيف أنواع معينة ويجب أن تحدد لتوحيد البروتوكول. أولاً، تقدير تركيز الحيوانات المنوية استناداً إلى تركيز حصل في تحليل ما قبل حركية استخدام البرمجيات، كما هو موضح في الخطوتين 3 و 4. مع هذا التحليل، من الممكن أيضا لتحديد عينات الحيوانات المنوية أفضل استناداً إلى النسبة المئوية للحركة. بعد ذلك، يمكن بدء الباحث لجمع البيانات للتجربة باستخدام عينات أفضل مع التركيز الصحيح.
    1. تمييع عينات الحيوانات المنوية ثعبان البحر المتوسط P1 بنسبة 01:50. إعداد 500 ميليلتر من ثعبان البحر تضعف الحيوانات المنوية، إضافة 50 ميكروليتر من عينة الحيوانات المنوية الطازجة وميليلتر 450 من P1. مزيج جيد.

3-تقييم المعلمات حركية الحيوانات المنوية

  1. إنشاء وحدة حركية من البرمجيات
    1. تعيين مرحلة برودة في 4 درجات مئوية والانتظار لحين أن يستقر.
    2. افتح البرنامج وحدد وحدة حركية. قم بإنشاء اسم المستخدم وكلمة المرور إذا لزم الأمر.
    3. حدد خصائص واختر المعلمات المطلوبة قبل البدء في تحليل الحيوانات المنوية.
      1. انقر فوق الأنواع | سمكة.
      2. تحديد الإطارات في الثانية و عدد الصور، اعتماداً على أفضل الظروف التقنية لكل نوع من الأنواع. تعيين كلا الخيارين في 120 صورة في الثانية الواحدة.
      3. اختر التباين السلبية. وملزمة لتعمير مسارات المني16دقيقة.
      4. حدد المقابلة عد الدائرة و حجم كاميرا الفيديو. معايرة كاميرا فيديو لعدسة التكبير المستخدمة في التجربة. تعيين SpermTrack10 كدائرة العد ومقياس X 10.
        ملاحظة: بشكل عام، على عمق 10 ميكرون في قاعة فرز الأصوات وعدسة تكبير من 10 X هي الموصى بها الشروط نظراً لأنها توفر أفضل تركيز جميع المني والقبض على أكبر عدد من الخلايا. ومع ذلك، من المستحسن جعل دراسة الظروف المثلى لتحليل حركية من كل نوع من الأنواع سابقة.
      5. ضبط مساحة الجسيمات و الاتصال لكل نوع من الأنواع. تعيين مجال الجسيمات الحد الأدنى 2 ميكرومتر2 والربط في 7 ميكرومتر.
        ملاحظة: للأسماك، يعتمد الحد الأدنى لقيمة الجزيئات مجال يتراوح بين 2-5 ميكرومتر، والربط على سرعة المني ومعدل الإطار.
      6. حفظ في الإعداد.
    4. حدد لقطة.
  2. تحليل الحيوانات المنوية ثعبان مع البرمجيات
    1. إعداد الحل المنشط (مياه البحر الاصطناعي) عن طريق إضافة 0.946 غ من الملح التجاري إلى 25 مل ماء المقطر مع جيش صرب البوسنة 2%.
    2. تأخذ 500 مل من محلول منشط (مياه البحر الاصطناعي) ووضع في كتلة برودة.
      ملاحظة: بشكل عام، الحيوانات المنوية الأسماك يتم تفعيلها من خلال حدث صدمة ناضح، على الرغم من أن بعض الأنواع يمكن أن يكون تركيز أيون أيضا مهم. المتوسطة المنشط لأسماك المياه العذبة، ينبغي أن يكون osmolality ناقص التوتر، بينما ينبغي أن تكون المتوسطة مكثف للأنواع البحرية.
    3. وضع قاعة فرز الأصوات تحت مرحلة التبريد والانتظار حتى تستقر درجة الحرارة إلى 4 درجات مئوية.
    4. مزيج المنشط والحيوانات المنوية المخفف تنشيط المني والبدء في تسجيل بين 5-10 ق بعد تنشيط الفيديو حركية.
      1. تأخذ 4 ميليلتر الحل المنشط ومكان في قاعة فرز الأصوات.
      2. بلطف تجانسه الحيوانات المنوية المخفف بالهز ميكروسينتريفوجي 3 مرات لتجنب حدوث تلف في خلايا المني.
      3. تأخذ 0.5 ميليلتر تضعف الحيوانات المنوية وخلط مع المنشط ووضع الغطاء في قاعة العد بسرعة.
        ملاحظة: هذه الخطوة لا ينبغي أن تأخذ أكثر من 5 s لبدء التحليل وقت ممكن.
      4. تركز على خلايا المني وإيجاد منطقة بصرية أفضل، التي تعرف بعدد قليل من المني (150 إلى 200 الخلايا) لتجنب اعتراض بين الخلايا ("تكميلية الشكل" 1A). حدد التقاط الفيديو للحصول على المسارات المني، الذي يتم فصله وفقا للسرعة.
      5. حدد التقاط للحصول على حقول 3 إلى 7، وهي الفترة الزمنية الأمثل الحصول على تقلب الدنيا في النتائج، والمضي قدما كما كان من قبل. تسجيل الفيديو حتى 120 s التنشيط بعد تفاديا للتكثيف على الغطاء من قاعة الفرز.
      6. حدد الخروج ليكون رأي عام لكافة الحقول.

4-الحصول على بيانات حركية

  1. حدد حقول | الجزئي | حفظ واختر اسم ملف. انقر فوق حفظ.
    ملاحظة: جدول يوفر قيم المتوسط الحسابي الجزئي البيانات والمخططات والصور من المسارات المني.
  2. حدد البيانات العامة | اسم الملف | حفظ.
    ملاحظة: البيانات توفير القيم الحركية للمني الفردية في جميع الميادين.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تحليل تأثير الوقت على عدد الحيوانات المنوية الحركة

في حالة ثعبان البحر الأوروبي، زادت النسبة المئوية للمني ثابتة من 15 ثانية إلى 120 s بعد التنشيط (من 24.4 في المائة إلى 40.7 في المائة)، والنسبة المئوية للجوال المني التدريجي قد انخفض (من 36.9% و 20.9%) (الشكل 1A و 1B). استناداً إلى سرعة، خلايا المني أظهر انخفاضا في السرعة على مر الزمن (الشكل 1

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

برمجيات تحليل الحيوانات المنوية المستخدمة في هذا البروتوكول قد استخدمت الباحثين في جميع أنحاء العالم لمختلف الأنواع، بما في ذلك الأسماك. ومع ذلك، قد الأسماك بعض السمات المحددة التي يمكن أن يؤثر على تقييم الحيوانات المنوية. وأظهرت المني الأسماك عالية السرعة في لحظة التنشيط التي تنخفض بسرعة، ويؤدي إلى وقت قصير لحركية بعد التنشيط. وإلى جانب ذلك، درجة حرارة الاستنساخ تعتمد على الأنواع، وفي بعض الحالات، يمكن أن يكون حوالي 4 ° C2،،،من48

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هذا المشروع قد تلقي تمويلاً من رابطة التكلفة (الأغذية والزراعة تكلفة العمل FA1205: أكواجاميتي، وبرنامج الاتحاد الأوروبي في أفق 2020 البحث والابتكار تحت ماري سكلودوفسكا كوري المشروع إعجاب (GA لا 642893). ونود أن نشكر فريق علمي من برويسير، على وجه التحديد للطالب ألبرتو فندريل بيرنابيو، لمشاركته النشطة في تسجيل الفيديو من هذا المشروع.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

موجهة المتوسط المتوسط المتوسط متوسط العد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الغدد التناسلية المشيمية البشريةArgent Chemical Laboratoriesهرمون hCG
هرمون البنزوكايينMerckE1501 SigmaAnesthesia
بيكربونات الصوديومMerckS5761 Sigma  P1 متوسط
كلوريد الصوديومميرك1.06406 EMD ميليبورP1 كلوريد
المغنيسيومميرك1374248 USPP1
كلوريد البوتاسيومميركP3911-500GP1
كلوريد الكالسيومMerckC7902-500GP1
ملح تجاريAqua Medic   ؛MeersalzActivator solution 
BSAMerck05470 SigmaActivator solution 
أنابيب الصقر 15 ملMerckT1943-1000EA
أنابيب Falcon تدعمMerckR5651-5EA
EppendorfsMerckT9661-1000EA
Micropipet 20 & micro ؛ لجيلسونPIPETMAN® كلاسيك
ميكروبيبت 10 وميكرو ؛ لنصائح MerckZ683787-1EA
للميكروبيبت 20 & مايكرو ؛ لMerckZ740030-1000EA
نصائح للميكروبيبت 10 & مايكرو ؛ لMerckZ740028-2000EA
SpermtrackPROiSERغرفة
TruMorphPROiSERTruMorph
المجهر UB 200i SeriePROiSERالمجهر
لوحة تبريدPROiSERالنموذج الأولي
لكتلة التبريدPROiSERالنموذج الأولي
ISAS v1برنامجPROiSERISAS

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kime, D. E., et al. Use of computer-assisted sperm analysis (CASA) for monitoring the effects of pollution on sperm quality of fish; application to the effects of heavy metals. Aquatic Toxicology. 36, 223-237 (1996).
  2. Kime, D. E., et al. Computer-assisted sperm analysis (CASA) as a tool for monitoring sperm quality in fish. Comparative Biochemistry and Physiology - Part C: Toxicology & Pharmacology. 130, 425-433 (2001).
  3. Bobe, J., Labbé, C. Egg and sperm quality in fish. General and Comparative Endocrinology. 165, 535-548 (2010).
  4. Rurangwa, E., Kime, D. E., Ollevier, F., Nash, J. P. The measurement of sperm motility and factors affecting sperm quality in cultured fish. Aquaculture. 234, 1-28 (2004).
  5. Bekkevold, D., Hansen, M. M., Loeschcke, V. Male reproductive competition in spawning aggregations of cod (Gadus morhua, L.). Molecular Ecology. 11, 91-102 (2002).
  6. Chong, A. P., Walters, C. A., Weinrieb, S. A. The neglected laboratory test: the semen analysis. Journal of Andrology. 4, 280-282 (1983).
  7. Overstreet, J. W., Katz, D. F., Hanson, F. W., Fonesca, J. R. Laboratory tests for human male reproductive risk assessment. Teratogenesis, Carcinogenesis, and Mutagenesis. 4, 67-82 (1984).
  8. Gallego, V., et al. Standardization of European eel (Anguilla anguilla) sperm motility evaluation by CASA software. Theriogenology. 79, 1034-1040 (2013).
  9. Fauvel, C., Suquet, M., Cosson, J. Evaluation of fish sperm quality. Journal of Applied Ichthyology. 26, 636-643 (2010).
  10. Mortimer, S. T., Schoëvaërt, D., Swan, M. A., Mortimer, D. Quantitative observations of flagellar motility of capacitating human spermatozoa. Human Reproduction. 12, 1006-1012 (1997).
  11. Bompart, D., et al. CASA-Mot technology: How results are affected by the frame rate and counting chamber. Reproduction, Fertility and Development. , (2018).
  12. Vladić, T., Järvi, T. Sperm motility and fertilization time span in Atlantic salmon and brown trout - the effect of water temperature. Journal of Fish Biology. 50, 1088-1093 (1997).
  13. Rurangwa, E., Volckaert, F. A. M., Huyskens, G., Kime, D. E., Ollevier, F. Quality control of refrigerated and cryopreserved semen using computer-assisted sperm analysis (CASA), viable staining and standardizes fertilisation in African catfish (Clarias gariepinus). Theriogenology. 55, 751-769 (2001).
  14. Cosson, J., et al. Marine fish spermatozoa: racing ephemeral swimmers. Reproduction. 136, 277-294 (2008).
  15. Castellini, C., Dal Bosco, A., Ruggeri, S., Collodel, G. What is the best frame rate for evaluation of sperm motility in different species by computer-assisted sperm analysis? Fertility and Sterility. 96, 24-27 (2011).
  16. Soler, C., et al. A holographic solution for sperm motility analysis in boar samples. Effect of counting chamber depth. Reproduction, Fertility and Development. , (2018).
  17. Elliot, F. I., Sherman, J. K., Elliot, E. J., Sullivan, J. J. A photo method of measuring sperm motility. Journal of Animal Science. 37, 310(1973).
  18. Katz, D. F., Dott, H. M. Methods of measuring swimming speed of spermatozoa. Journal of Reproduction and Fertility. 45, 263-272 (1975).
  19. Liu, Y. T., Warme, P. K. Computerized evaluation of sperm cell motility. Computers and Biomedical Research. 10, 127-138 (1977).
  20. Jecht, E. W., Russo, J. J. A system for the quantitative analysis of human sperm motility. Andrologia. 5, 215-221 (1973).
  21. Holt, W. V., Palomo, M. J. Optimization of a continuous real-time computerized semen analysis system for ram sperm motility assessment, and evaluation of four methods of semen preparation. Reproduction, Fertility and Development. 8, 219-230 (1996).
  22. Stephens, D. T., Hickman, R., Hoskins, D. D. Description, validation, and performance characteristics of a new computer-automated sperm motility analysis system. Biology of Reproduction. 38, 577-586 (1988).
  23. Mortimer, D., Goel, N., Shu, M. A. Evaluation of the CellSoft automated semen analysis system in a routine laboratory setting. Fertility and Sterility. 50, 960-968 (1988).
  24. Mortimer, S. T., Swan, M. A. Kinematics of capacitating human spermatozoa analysed at 60 Hz. Human Reproduction. 10, 873-879 (1995).
  25. Holt, W. V., O'Brien, J., Abaigar, T. Applications and interpretation of computer-assisted sperm analyses and sperm sorting methods in assisted breeding and comparative research. Reproduction, Fertility and Development. 19, 709-718 (2007).
  26. Gill, H. Y., Van Arsdalen, K., Hypolote, J., Levin, R., Ruzich, J. Comparative study of two computerized semen motility analyzers. Andrologia. 20, 433-440 (1988).
  27. Jasko, D. J., Lein, D. H., Foote, R. H. A comparison of two computer-assisted semen analysis instruments for the evaluation of sperm motion characteristics in the stallion. Journal of Andrology. 11, 453-459 (1990).
  28. Vantman, D., Koukoulis, G., Dennison, L., Zinaman, M., Sherins, R. Computer-assisted semen analysis: Evaluation of method and assessment of the influence of sperm concentration on linear velocity determination. Fertility and Sterility. 49, 510-515 (1988).
  29. Kime, D. E., et al. Computer-assisted sperm analysis (CASA) as a tool for monitoring sperm quality in fish. Comparative Biochemistry and Physiology - Part C: Toxicology & Pharmacology. 130, 425-433 (2001).
  30. Scherr, T., et al. Microfluidics and numerical simulation as methods for standardization of zebrafish sperm cell activation. Biomedical Microdevices. 17, 65-75 (2015).
  31. Mortimer, S. T., Swan, M. A. Effect of image sampling frequency on established and smoothing-independent kinematic values of capacitating human spermatozoa. Human Reproduction. 14, 997-1004 (1999).
  32. Hoogewijs, M. K., et al. Influence of counting chamber type on CASA outcomes of equine semen analysis. Equine Veterinary Journal. 44, 542-549 (2012).
  33. Soler, C., et al. Effect of counting chamber on seminal parameters, analyzing with the ISASv1®. Revista Internacional de Andrología. 10, 132-138 (2012).
  34. Didion, B. A. Computer-assisted semen analysis and its utility for profiling boar semen samples. Theriogenology. 70, 1374-1376 (2008).
  35. David, G., Serres, C., Jouannet, P. Kinematics of human spermatozoa. Gamete Research. 4, 83-95 (1981).
  36. Björndahl, L. What is normal semen quality? On the use and abuse of reference limits for the interpretation of semen results. Human Fertility (Cambridge). 14, 179-186 (2011).
  37. Verstegen, J., Iguer-ouada, M., Onclin, K. Computer-assisted semen analyzers in andrology research and veterinary practice. Theriogenology. 57, 149-179 (2002).
  38. Alavia, S. M. H., Cosson, J. Sperm motility in fishes. I. Effects of temperature and pH: a review. Cell Biology International. 29, 101-110 (2005).
  39. Islam, M. S., Akhter, T. Tale of Fish Sperm and Factors Affecting Sperm Motility: A Review. Advancements in Life Sciences. 1, 11-19 (2011).
  40. Dadras, H., et al. Analysis of common carp Cyprinus carpio sperm motility and lipid composition using different in vitro temperatures. Anim. Reprod. Sci. 180, 37-43 (2017).
  41. Soler, C., García, A., Contell, J., Segervall, J., Sancho, M. Kinematics and subpopulations' structure definition of blue fox (Alopex lagopus) sperm motility using the ISASV1 CASA system. Reproduction in Domestic Animals. 49, 560-567 (2014).
  42. Vásquez, F., Soler, C., Camps, P., Valverde, A., GarcíaMolina, A. Spermiogram and sperm head morphometry assessed by multivariate cluster analysis results during adolescence (12-18 years) and the effect of varicocele. Asian Journal of Andrology. 18, 824-830 (2016).
  43. Soler, C., et al. Dog sperm head morphometry: its diversity and evolution. Asian Journal of Andrology. 19, 149-153 (2017).
  44. Valverde, A., et al. Morphometry and subpopulation structure of Holstein bull spermatozoa: variations in ejaculates and cryopreservation straws. Asian Journal of Andrology. 18, 851-857 (2016).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Fish Sperm AnalysisSperm Motility AssessmentComputer Assisted Semen AnalysisCooling DevicesTemperature ControlSperm Dilution ProtocolMotility Module ConfigurationFrame Rate OptimizationSpermatozoa TrackingKinetic Parameters Analysis

مقالات ذات صلة