يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

تشكيل بيوفيلم الشفوي في المواد المختلفة لزراعة الأسنان

11.4K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/57756

⸱

يونيو 24, 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Dental Materials and Prosthodontics, School of Dentistry of Ribeirão Preto, University of São Paulo, 2Department of Restorative Dentistry, School of Dentistry of Ribeirão Preto, University of São Paulo

في هذه المقالة

ملخص

نقدم هنا، بروتوكولا لتقييم تكوين بيوفيلم الشفوي على مواد التيتانيوم وزركونيا للدعائم الأسنان الاصطناعية، بما في ذلك تحليل الجدوى الخلايا البكتيرية والخصائص المورفولوجية. نموذج في الموقع المرتبطة بتقنيات الفحص المجهري قوية يستخدم لتحليل بيوفيلم الشفوي.

الملخص

زراعة الأسنان ومكوناتها الاصطناعية المعرضة للاستعمار الجرثومي وتشكيل بيوفيلم. قد يقلل استخدام المواد التي توفر التصاق الميكروبات منخفضة بانتشار وتطور الأمراض زرع المناطق المحيطة بالمدن. وبالنظر إلى البيئة عن طريق الفم التعقيد والفم بيوفيلم التغايرية، الفحص المجهري التقنيات اللازمة التي تمكن من إجراء تحليل بيوفيلم لأسطح الأسنان ومواد طب الأسنان. توضح هذه المقالة سلسلة من البروتوكولات التي نفذت لمقارنة تشكيل بيوفيلم الشفوي على التيتانيوم ومواد خزفية للدعائم الاصطناعية، فضلا عن أساليب المشاركة في تحليلات الأغشية الحيوية عن طريق الفم المستويات المورفولوجية والهاتف الخلوي. يوفر الطراز في الموقع لتقييم تشكيل بيوفيلم شفويا في مواد التيتانيوم وزركونيا للدعائم بدلة الأسنان كما هو موضح في هذه الدراسة الحفاظ على مرض بيوفيلم ح 48، مدللة بذلك على مدى ملاءمة المنهجية. مولتيفوتون المجهري يسمح تحليل المجال ممثل بيوفيلم شكلت في اختبار المواد. وبالإضافة إلى ذلك، استخدام فلوروفوريس، ومعالجة الصور باستخدام الفحص المجهري مولتيفوتون يسمح تحليل جدوى البكتيرية في عدد سكان متباينة للغاية من الكائنات الحية الدقيقة. إعداد العينات البيولوجية الميكروسكوب الإلكتروني يعزز الحفاظ على هيكلية بيوفيلم والصور مع قرار جيد، ولا التحف.

المقدمة

الأغشية الحيوية البكتيرية معقدة، وظيفيا وهيكليا بتنظيم المجتمعات الميكروبية، وتتميز بتنوع الأنواع الميكروبية التي توليف مصفوفة بوليمر خارج الخلية، نشط بيولوجيا1،2. التصاق البكتيريا على أسطح أحيائياً أو غير أحيائي مسبوقاً بتشكيل من جليده المكتسبة، تتكون أساسا من جليكوبروتينس اللعابية1،،من34. في البداية ضعف التفاعلات الفيزيائية بين الكائنات الحية الدقيقة وجليده في المنشأة وتليها أقوى من التفاعلات بين أدهيسينس البكتيرية ومستقبلات بروتين سكري من جليده المكتسبة. التنوع الميكروبي يزيد تدريجيا من خلال كواجريجيشن المستعمرين الثانوية لمستقبلات البكتيريا الفعل المرفقة، تشكيل مجتمع المنصبة1،،من34، 5.

التوازن الحجمية الشفوي وعلاقتها التكافلية مع المضيف مهم في الحفاظ على صحة الفم والأسنان. ديسبيوسيس داخل الأغشية الحيوية عن طريق الفم قد تزيد من مخاطر تطوير نخر الأسنان وأمراض اللثة2،5. وتبين الدراسات السريرية علاقة السبب والنتيجة بين تراكم بيوفيلم في الأسنان أو زراعة الأسنان وتطوير التهاب اللثة أو المناطق المحيطة زرع التهاب الغشاء المخاطي6،7. تطور عملية التهاب يؤدي إلى المناطق المحيطة إيمبلانتيتيس وما يترتب عليه من ضياع زرع8.

زراعة الأسنان ومكوناتها الاصطناعية المعرضة للاستعمار الجرثومي و تشكيل بيوفيلم9. قد يقلل استخدام المواد بالتركيب الكيميائي وتضاريس السطح التي توفر التصاق الميكروبات منخفضة بانتشار وتطور المناطق المحيطة زرع الأمراض9،10. التيتانيوم هو المادة الأكثر استخداماً في صنع الأطراف الاصطناعية الدعائم ليزرع؛ ومع ذلك، أدخلت مؤخرا مواد السيراميك وتكتسب شعبية كبديل للتيتانيوم بسبب الخصائص الجمالية وتوافق مع الحياة11،12. أيضا الأهم من ذلك، مواد السيراميك ارتبطت مع احتمال انخفاض يفترض أن التمسك بالكائنات المجهرية، أساسا نظراً لخشونة السطح، ويتابيليتي، والطاقة الحرة السطحية10،13.

الدراسات في المختبر قد ساهمت في تحقيق تقدم كبير في فهم التصاق الجراثيم لدعمه الاصطناعية سطوح9،14،15،،من1617. ومع ذلك، البيئة الحيوية في تجويف الفم، تتميز باختلاف درجة الحرارة ودرجة الحموضة وتوافر المغذيات، فضلا عن وجود قوات القص، ليس استنساخه في المختبر البروتوكولات التجريبية18، 19. للتغلب على هذه المشكلة، وبديل هو استخدام النماذج في الموقع لتشكيل بيوفيلم، الذي يحفظ مفيد لها هيكل ثلاثي الأبعاد السابقين فيفو تحليل10،20، 21 , 22 , 23 , 24.

تحليل البنية المعقدة بيوفيلم تشكيل على ركائز الشفوي يتطلب استخدام تقنيات مجهرية قادرة على عرض المسألة بصريا كثيفة25. مولتيفوتون ليزر المسح المجهري خيار حديثة ل التحليل الهيكلي بيوفيلم26. ويتميز باستخدام البصريات غير الخطية مع مصدر إضاءة قريب من الطول الموجي تحت الحمراء، نابض فيمتوسيكوندس27. تتم الإشارة إلى هذا الأسلوب للحصول على صورة مواد أوتوفلوريسسينسي أو المواد التي تميزت فلوروفوريس، بالإضافة إلى الصور التي تم إنشاؤها بواسطة الإشارات الضوئية غير الخطية المستمدة من ظاهرة تعرف باسم "جيل التوافقي الثاني". من بين مزايا الفحص المجهري مولتيفوتون هو عمق صورة كبيرة حصلت مع الخلية الحد الأدنى الأضرار الناجمة عن شدة الإثارة الخفيفة27.

تحليل جدوى من بيوفيلم على الأسطح اللاأحيائية بالفحص المجهري مولتيفوتون، استخدام الحمض النووي الفلورية الأصباغ مع الخصائص الطيفية المختلفة وقدرة اختراق في الخلايا البكتيرية المطلوب28. فلوروفوريس SYTO9 (أخضر-فلوري) ويوديد propidium (الأحمر-فلوري) يمكن استخدامها لتفريق بصرية بين البكتيريا الحية والميتة28،،من2930. يوديد Propidium تخترق البكتيريا فقط مع الأغشية التالفة، بينما يدخل SYTO9 الخلايا البكتيرية مع غشاء سليمة والمساس بها. عند كل الأصباغ موجودة داخل خلية، يوديد propidium لها صلة أكبر للأحماض النووية ويزيح SYTO9، وضع علامة عليه بالأحمر28،30.

وبالنظر إلى البيئة عن طريق الفم التعقيد والفم بيوفيلم التغايرية، الفحص المجهري التقنيات اللازمة التي تمكن من تحليل بيوفيلم أسطح الأسنان ومواد طب الأسنان. توضح هذه المقالة سلسلة من البروتوكولات التي نفذت لمقارنة تشكيل بيوفيلم الشفوي على التيتانيوم ومواد خزفية للدعائم الاصطناعية، فضلا عن أساليب المشاركة في تحليلات الأغشية الحيوية عن طريق الفم المستويات المورفولوجية والهاتف الخلوي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

هذه الدراسة أقر "المجلس الاستعراض المؤسسي" من كلية طب الأسنان من ريبيراو بريتو، والمشارك المتطوعين وقع بموافقة خطية (عملية 2011.1.371.583).

1-بيوفيلم تشكيل في الموقع

  1. اختيار المشاركين
    1. حدد المرضى استناداً إلى معايير الاشتمال التالية: صحة فرد مع التسنين كامل ولا يوجد علامات سريرية لأمراض الفم.
    2. استبعاد المرضى استناداً إلى معايير الاستبعاد التالية: الحمل أو الرضاعة، وتسوس الأسنان، وأمراض اللثة أو العلاج بالمضادات الحيوية في آخر 3 أشهر أو مدخن أو أي مرض النظمية التي يمكن أن تؤثر على حالة اللثة.
  2. إعداد الجهاز فموية
    1. سجل القوس فكي علوي عن طريق انطباع بالجينات.
    2. إعداد النوع الرابع الحجر بإضافة 19 مل من الماء إلى 100 غرام مسحوق الحجر. صب الحجر في العفن الجينات جعل نموذج القوس فكي علوي.
    3. تصميم واختلاق جهاز فموية اكريليك لدعم اختبار العينات (التيتانيوم والسيراميك الأقراص).
      1. اختﻻق المشابك متذكر من نيكر السلك (0.7 ملم في القطر) باستخدام كماشة الأسنان #139 ووضعه في النموذج. لتحديد موضع المشبك بين بريمولارس العلوي، ثني واحدة من نهاية كل سلك حتى أنها تشكل حلقة.
        1. التكيف مع الحلقة في منطقة الحليمة انتردنتال. في أطباقي، إدراج انحناء لطيف حتى لا يؤدي إلى التدخل مع نقاط الاتصال والانسداد. جعل من 90° إضعاف في نهاية المشبك للاحتفاظ بحق في اﻷكريليك.
        2. لاحتواء المشبك في المولى الثاني العلوي، التكيف مع انحناء السلك الثالث عنق الرحم (الدهليزية) كفاف الأسنان (القاصي) وجعل من 90° إضعاف في نهاية المشبك للاحتفاظ بحق في اﻷكريليك.
          ملاحظة: من أجل توفير قدر كاف من الاستقرار/الاحتفاظ بالجهاز فموية، تمركزت المشابك متذكر بين بريمولارس العلوي والجانب القاصي للمولى الثاني على جانبي قوس الأسنان.
      2. التلاعب على راتنج اﻷكريليك علاج الذاتي طبقاً لإرشادات الشركة المصنعة واضغط على راتنج اﻷكريليك بين ألواح الزجاج 2 (مع فاصل 3 مم سميكة توسط) أثناء مرحلة البلاستيك، جعل ورقة سميكة 3 مم.
      3. وضع ورقة اﻷكريليك في منطقة حنكي النموذج، طبقاً لتصميم الجهاز، وتقليم قبالة راتنج اﻷكريليك الفائض مع كارفر، قبل البلمرة.
      4. اختﻻق أقراص الشمع باستخدام مصفوفة معدنية [10 ملم في القطر، 2 مم في السمك (مساحة 78.5 مم2)] قبل وضع الشمع المنصهر في المصفوفة وانتظار الشمع على ترسيخ. يدوياً تضمين 4 أقراص الشمع في راتنج اﻷكريليك، 2 منهم بين بريمولارس والأخرى 2 بجوار الأضراس الثانية.
      5. واسمحوا راتنج اﻷكريليك بلمرة في وعاء ضغط تحت 20 رطل هواء المضغوط لمدة 20 دقيقة.
      6. إنهاء الجهاز فموية مع الجهاز مختبر الأسنان الكهربائية والقاطع والبولندية مع كشط المطاط.
      7. ضبط الجهاز لتناسب سليم في الفم باستخدام المعدات المذكورة أعلاه.
  3. إعداد العينات الزركونيا والتيتانيوم
    ملاحظة: العينات (n = 14) 10 ملم وقطرها 2 مم في السمك ولها مساحة 78.5 مم2.
    1. البولندية السطوح العينات مع ساندبابيرس المياه المبردة لتقليل أبراسيفينيس (600 و 1200 و 2000 الحصباء)، لمدة حوالي 20 دقيقة.
      ملاحظة: والتلميع العينات أجرى لتوحيد خشونة السطح في 0.2 ميكرون.
    2. تنظيف وتطهير العينات والجهاز فموية مع المنظفات السائلة ومياه الحنفية، ومن ثم استخدم حمام كحول الأيزوبروبيل بالموجات فوق الصوتية لتجفيفها 15 دقيقة مع مناشف ورقية ماصة.
    3. إصلاح العينات في الجهاز عن طريق الفم فموية مع حوالي 0.1 مل من مادة لاصقة تذوب الساخنة غير سامة (الشكل 1).
    4. قم بتثبيت الجهاز الذي يحتوي على العينات في تجويف الفم.
      ملاحظة: يجب أن تلبس الجهاز فموية تحتوي على العينات ح 48. إزالة الجهاز والمخزنة في الفوسفات مخزنة المالحة (PBS) بينما كان يأكل المريض والقيام بتنظيف الفم.

2-تقييم جدوى البكتيرية

ملاحظة: حجم العينة n = 10.

  1. تعد حلاً صباغة بإضافة 3 ميليلتر من SYTO9 (الخضراء صبغة الفلورسنت الحمض النووي) وماء مقطر 3 ميليلتر من يوديد propidium (الصبغ الأحمر نيون الحمض النووي) إلى 1 مل من العقيمة.
    ملاحظة: إعداد حلول الحماية من الضوء.
  2. نقل العينات إلى لوحة 24-جيدا وغسلها جيدا مع برنامج تلفزيوني لإزالة أي من الخلايا غير ملتصقة.
  3. إضافة وحدة التخزين المناسبة (1 مل) من حل صبغة الفلورسنت لتغطية العينة المحتوية على بيوفيلم. إضافة الصبغة بعناية فائقة حتى لا تتعرض يضعفان في بيوفيلم.
  4. احتضان العينة لمدة 20-30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة، محمية من الضوء.
  5. بلطف تغسل العينة بيوفيلم بماء مقطر معقم لإزالة أي صبغة الزائدة.
  6. ضع العينة في صحن أسفل زجاج وإجراء مولتيفوتون ليزر المسح المجهري لتحليل بيوفيلم.
    ملاحظة: أجرى تحليل جدوى الخلايا البكتيرية باستخدام نظام الفحص المجهري مولتيفوتون. الأسفار يوديد propidium تم الكشف عن استخدام عامل تصفية مع الطول موجي إثارة/انبعاثات من 546/680 نانومتر و 477/600 نانومتر ل SYTO9. وكان حجم الصور التي تم الحصول عليها 5.16188 × 5.16188 مم، الذي يناظر 26.64 مم2 من المساحة الإجمالية لكل عينة (78.5 مم2) أو 33.94% من المساحة الإجمالية. وأدلى الصور من الجزء الأكثر مركزية للعينة، مع قرار من 1,024 x 1,024 بكسل. تم تحليل القناة الحمراء والخضراء قناة الصور بشكل منفصل باستخدام البرمجيات فيجي31. تم تحديد كل خلية باستخدام أداة تحديد وتم قياس كثافة الأسفار من خلال كثافة بكسل، طرح خلفية الصورة المتكاملة.

3-تحليل التركيب الكيميائي للعينات بالطاقة المشتتة التحليل الطيفي (EDS)

ملاحظة: حجم العينة n = 3.

  1. حدد 3 عينات من كل مادة اختبار بيوفيلم خالية، وتقييم التركيب الكيميائي في مجالات مختلفة 2 لكل عينة باستخدام المسح الإلكتروني المجهري بالإضافة مطياف الطاقة المشتتة، مع جهد شعاع إلكترون من 10 كيلوفولت32.

4-الخصائص المورفولوجية تحليل بيوفيلم البكتيرية عن طريق فحص المجهر الإلكتروني

ملاحظة: حجم العينة n = 1.

  1. إصلاح في بيوفيلم بغمر العينات في 2.5 ٪ glutaraldehyde المخفف في م 0.1 الصوديوم كاكوديلاتي المخزن المؤقت، ودرجة الحموضة 7.0-7.3، عن ح 24.
  2. تغسل العينة في المخزن المؤقت لبرنامج تلفزيوني (pH = 7، 6).
  3. Postfix بيوفيلم مع أكسيد الاوزميوم 1% ح 1.
  4. تغسل العينة في المخزن المؤقت لبرنامج تلفزيوني (pH = 7، 6).
  5. يذوي عينات بيوفيلم بعناية، وإبقائها منغمسين في التركيزات المتزايدة لحلول الإيثانول (50% و 70%، 90%، 95% و 100%).
    ملاحظة: إجراء تبادلات 3 من الإيثانول بتركيز 100%. ويأخذ خطوة الجفاف مجموع حوالي 2 ح.
  6. نقل العينات إلى النقطة الحرجة مجفف وجعل عدة بدائل مع ثاني أكسيد الكربون (CO2) حتى العينات جافة.
  7. إزالة عينات مجففة من الجهاز وجبل لهم على المكلفين بالمسح الإلكتروني المجهري.
  8. الرش-معطف 20 نانومتر طبقة من الذهب على سطح العينة 120 ثانية.
  9. إدراج الأقراص المغلفة بالذهب في دائرة المسح الإلكتروني المجهري. الحصول على الصور من 5 مناطق مختلفة لكل عينة، 20-30 كيلو فولت تحت ضغط متغير و التكبير X 65012.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

ومثلت كثافة استعمار بيوفيلم بعد 48 ساعة نمو في الموقع في هذه الدراسة نسبة من منطقة المستعمر على الأقراص التيتانيوم والزركونيا فيما يتعلق بمجال الممسوحة ضوئياً مجموع العينة باستخدام (الميكروسكوب مولتيفوتون 26.64 مم2). ويمثل الرقم 2 كثافة الاستعمار الجرثومي على سطح المواد التي تم اختبارها 3. ولوحظ كثافة أعلى من بيوفيلم على أسطح المدلى بها وعلى الأقراص التيتانيوم تشكيلة (0.0292 ميكرومتر2 و2من 0.0213 ميكرومتر، على التوالي...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

ووضع البروتوكول، المذكورة في هذه الدراسة لتقييم تكوين بيوفيلم مواد التيتانيوم وزركونيا للدعائم الاصطناعية، بما في ذلك تحليل الجدوى الخلية البكتيرية والخصائص المورفولوجية. من أجل تحقيق هذا الهدف، صمم في الموقع نموذجي لتشكيل بيوفيلم، تتألف من جهاز فموية قادرة على استيعاب عينات مواد الاختبار وإبقائهم في معرضة للبيئة الحيوية الشفوي ح 48. واعتبر الجهاز مريحة وسهلة لإدراج وإزالة وتنظيف بالمتطوعين. حتى الآن، أظهرت أنه أثر ضئيل على علم الصوتيات وعلم الجمال، بسيطة ومنخفضة التكلفة اختﻻق، ويسمح سهولة استرداد العينات دون ال...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

شكر وتقدير

يشكر المؤلفون خوسيه أوغوستو مولين من "مختبر الفحص المجهري متعدد المستخدمين" (مدرسة الطب في ريبيراو بريتو) لمساعدته السخية مع EDS ووزارة شؤون المرأة التحليلات و Hermano تيكسيرا ماتشادو لمساعدته التقنية السخية في طبعة الفيديو.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
Hydrogum 5Zhermack DentalC302070
Durone IVDentsply17130500002
NiCr wire Morelli55.01.070
JET البلمرة التلقائية الأكريليكCl & aacute ؛ ssico
شمع الأسنان Clá ssico
وعاء الضغط Essencedental
Sandpapers 600 حصىNORTONT216
ورق الصنفرة 1200 حصىNORTONT401
ورق الصنفرة 2000 حصىNORTONT402
آلة تلميع المعادنArotec
كحول الأيزوبروبيلSIGMA-ALDRICHW292907
لاصق تذوب الساخنةTECSILPAH M20017
Filmtracer LIVE / DEAD Biofilm Viability KitInvitrogenL10316
أطراف ماصة ، 10 وميكرو ؛ LKASVIK8-10    
أطراف الماصة ، 1,000 & micro ؛ LKASVIK8-1000B   
لوحة 24 بئر  KASVIK12-024
طبق زجاجي ذو قاعحراري حراري علمي150680
مجهر مقلوب AxioObserver ZEISS
Chameleon vision II ليزرمتماسك
موضوعي EC Plan-Neofluar 40x / 1.30 Oil DICZEISS440452-9903-000
مستشعرات SDD - X-Max 20mm & sup2 ؛أكسفورد إنسترومنتس
محلول الجلوتارالديهايدSIGMA-ALDRICHG5882
عازلة كاكوديلات الصوديوم   ؛سيغما ألدريتش97068 
رابع أكسيد الأوزميومSIGMA-ALDRICH201030
Na2HPO4SIGMA-ALDRICHS9638يستخدم لتحضير محلول ملحي مخزن بالفوسفات
KH2PO4SIGMA-ALDRICHP9791 
كلوريد الصوديومMERK1.06404
KclSIGMA-ALDRICHP9333 
الإيثانول المطلق للتحليل EMSUREMERK1.00983
CPD 030 مجفف النقطة الحرجةBAL-TEC
JSM-6610 سلسلة مجهر إلكتروني المسحالضوئي JEOL
SCD 050 Sputter CoaterBAL-TEC

المراجع

  1. Do, T., Devine, D., Marsh, P. D. Oral biofilms: molecular analysis, challenges, and future prospects in dental diagnostics. Clinical, Cosmetic and Investigational Dentistry. 5, 11-19 (2013).
  2. Samaranayake, L., Matsubara, V. H. Normal Oral Flora and the Oral Ecosystem. Dental Clinics of North America. 61 (2), 199-215 (2017).
  3. Larsen, T., Fiehn, N. E. Dental biofilm infections - an update. Acta Pathologica, Microbiologica, et Immunologica Scandinavica. 125 (4), 376-384 (2017).
  4. Marsh, P. D., Do, T., Beighton, D., Devine, D. A. Influence of saliva on the oral microbiota. Periodontology 2000. 70 (1), 80-92 (2016).
  5. Marsh, P. D., Zaura, E. Dental biofilm: ecological interactions in health and disease. Journal of Clinical Periodontology. 44 Suppl 18, S12-S22 (2017).
  6. Zitzmann, N. U., Berglundh, T., Marinello, C. P., Lindhe, J. Experimental peri-implant mucositis in man. Journal of Clinical Periodontology. 28 (6), 517-523 (2001).
  7. Meyer, S., et al. Experimental mucositis and experimental gingivitis in persons aged 70 or over. Clinical and biological responses. Clinical Oral Implants Research. 28 (8), 1005-1012 (2017).
  8. Salvi, G. E., Cosgarea, R., Sculean, A. Prevalence and Mechanisms of Peri-implant Diseases. Journal of Dental Research. 96 (1), 31-37 (2017).
  9. Hahnel, S., Wieser, A., Lang, R., Rosentritt, M. Biofilm formation on the surface of modern implant abutment materials. Clinical Oral Implants Research. 26 (11), 1297-1301 (2015).
  10. Nascimento, C., et al. Bacterial adhesion on the titanium and zirconia abutment surfaces. Clinical Oral Implants Research. 25 (3), 337-343 (2014).
  11. Nakamura, K., Kanno, T., Milleding, P., Ortengren, U. Zirconia as a dental implant abutment material: a systematic review. The International Journal of Prosthodontics. 23 (4), 299-309 (2010).
  12. Scarano, A., Piattelli, M., Caputi, S., Favero, G. A., Piattelli, A. Bacterial adhesion on commercially pure titanium and zirconium oxide disks: an in vivo human study. Journal of Periodontology. 75 (2), 292-296 (2004).
  13. Nascimento, C., et al. Microbiome of titanium and zirconia dental implants abutments. Dental Materials. 32 (1), 93-101 (2016).
  14. Rimondini, L., Cerroni, L., Carrassi, A., Torricelli, P. Bacterial colonization of zirconia ceramic surfaces: an in vitro and in vivo study. The International Journal of Oral & Maxillofacial Implants. 17 (6), 793-798 (2002).
  15. de Avila, E. D., Avila-Campos, M. J., Vergani, C. E., Spolidorio, D. M., Mollo Fde, A. Jr Structural and quantitative analysis of a mature anaerobic biofilm on different implant abutment surfaces. Journal of Prosthetic Dentistry. 115 (4), 428-436 (2016).
  16. de Avila, E. D., et al. Impact of Physical Chemical Characteristics of Abutment Implant Surfaces on Bacteria Adhesion. Journal of Oral Implantology. 42 (2), 153-158 (2016).
  17. de Avila, E. D., et al. Effect of titanium and zirconia dental implant abutments on a cultivable polymicrobial saliva community. Journal of Prosthetic Dentistry. 118 (4), 481-487 (2017).
  18. Lin, N. J. Biofilm over teeth and restorations: What do we need to know? Dental Materials. 33 (6), 667-680 (2017).
  19. Prada-Lopez, I., Quintas, V., Tomas, I. The intraoral device of overlaid disk-holding splints as a new in situ oral biofilm model. Journal of Clinical and Experimental Dentistry. 7 (1), e126-e132 (2015).
  20. Prada-Lopez, I., Quintas, V., Vilaboa, C., Suarez-Quintanilla, D., Tomas, I. Devices for in situ Development of Non-disturbed Oral Biofilm. A Systematic Review. Frontiers in Microbiology. 7, 1055(2016).
  21. Burgers, R., et al. In vivo and in vitro biofilm formation on two different titanium implant surfaces. Clinical Oral Implants Research. 21 (2), 156-164 (2010).
  22. do Nascimento, C., et al. Oral biofilm formation on the titanium and zirconia substrates. Microscopy Research and Technique. 76 (2), 126-132 (2013).
  23. Al-Ahmad, A., et al. In vivo study of the initial bacterial adhesion on different implant materials. Archives of Oral Biology. 58 (9), 1139-1147 (2013).
  24. Al-Ahmad, A., et al. Bacterial adhesion and biofilm formation on yttria-stabilized, tetragonal zirconia and titanium oral implant materials with low surface roughness - an in situ study. Journal of Medical Microbiology. 65 (7), 596-604 (2016).
  25. Thomsen, H., et al. Delivery of cyclodextrin polymers to bacterial biofilms - An exploratory study using rhodamine labelled cyclodextrins and multiphoton microscopy. International Journal of Pharmaceutics. 531 (2), 650-657 (2017).
  26. Lakins, M. A., Marrison, J. L., O'Toole, P. J., van der Woude, M. W. Exploiting advances in imaging technology to study biofilms by applying multiphoton laser scanning microscopy as an imaging and manipulation tool. Journal of Microscopy. 235 (2), 128-137 (2009).
  27. Zipfel, W. R., Williams, R. M., Webb, W. W. Nonlinear magic: multiphoton microscopy in the biosciences. Nature Biotechnology. 21 (11), 1369-1377 (2003).
  28. Stocks, S. M. Mechanism and use of the commercially available viability stain, BacLight. Cytometry Part A. 61 (2), 189-195 (2004).
  29. Johnson, M. B., Criss, A. K. Fluorescence microscopy methods for determining the viability of bacteria in association with mammalian cells. Journal of Visualized Experiments. (79), e50729(2013).
  30. Stiefel, P., Schmidt-Emrich, S., Maniura-Weber, K., Ren, Q. Critical aspects of using bacterial cell viability assays with the fluorophores SYTO9 and propidium iodide. BMC Microbiology. 15, 36(2015).
  31. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  32. Placko, H. E., Mishra, S., Weimer, J. J., Lucas, L. C. Surface characterization of titanium-based implant materials. The International Journal of Oral & Maxillofacial Implants. 15 (3), 355-363 (2000).
  33. So, P. T., Dong, C. Y., Masters, B. R., Berland, K. M. Two-photon excitation fluorescence microscopy. Annual Review of Biomedical Engineering. 2, 399-429 (2000).
  34. Benninger, R. K., Piston, D. W. Two-photon excitation microscopy for the study of living cells and tissues. Current Protocols in Cell Biology. , Chapter 4, Unit 4.11 11-24 (2013).
  35. Gardi, J. E., Nyengaard, J. R., Gundersen, H. J. The proportionator: unbiased stereological estimation using biased automatic image analysis and non-uniform probability proportional to size sampling. Computers in Biology and Medicine. 38 (3), 313-328 (2008).
  36. Melvin, N. R., Poda, D., Sutherland, R. J. A simple and efficient alternative to implementing systematic random sampling in stereological designs without a motorized microscope stage. Journal of Microscopy. 228 (Pt 1), 103-106 (2007).
  37. Neu, T. R., Kuhlicke, U., Lawrence, J. R. Assessment of fluorochromes for two-photon laser scanning microscopy of biofilms. Applied and Environmental Microbiology. 68 (2), 901-909 (2002).
  38. Neu, T. R., Woelfl, S., Lawrence, J. R. Three-dimensional differentiation of photo-autotrophic biofilm constituents by multi-channel laser scanning microscopy (single-photon and two-photon excitation). Journal of Microbiological Methods. 56 (2), 161-172 (2004).
  39. Neu, T. R., Lawrence, J. R. Innovative techniques, sensors, and approaches for imaging biofilms at different scales. Trends in Microbiology. 23 (4), 233-242 (2015).
  40. Lacroix-Gueu, P., Briandet, R., Leveque-Fort, S., Bellon-Fontaine, M. N., Fontaine-Aupart, M. P. In situ measurements of viral particles diffusion inside mucoid biofilms. Comptes Rendus Biologies. 328 (12), 1065-1072 (2005).
  41. Briandet, R., et al. Fluorescence correlation spectroscopy to study diffusion and reaction of bacteriophages inside biofilms. Applied and Environmental Microbiology. 74 (7), 2135-2143 (2008).
  42. Berney, M., Hammes, F., Bosshard, F., Weilenmann, H. U., Egli, T. Assessment and interpretation of bacterial viability by using the LIVE/DEAD BacLight Kit in combination with flow cytometry. Applied and Environmental Microbiology. 73 (10), 3283-3290 (2007).
  43. Bergmans, L., Moisiadis, P., Van Meerbeek, B., Quirynen, M., Lambrechts, P. Microscopic observation of bacteria: review highlighting the use of environmental SEM. International Endodontic Journal. 38 (11), 775-788 (2005).
  44. Hannig, C., Follo, M., Hellwig, E., Al-Ahmad, A. Visualization of adherent micro-organisms using different techniques. Journal of Medical Microbiology. 59 (Pt 1), 1-7 (2010).
  45. Knutton, S. Electron microscopical methods in adhesion. Methods in Enzymology. 253, 145-158 (1995).
  46. Fischer, E. R., Hansen, B. T., Nair, V., Hoyt, F. H., Dorward, D. W. Scanning electron microscopy. Current Protocols in Microbiology. , Chapter 2, Unit 2B.2 (2012).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

مواد التيتانيوممواد الزركونياالمجهر متعدد الفوتوناتالمجهر الإلكتروني الماسحتحليل الغشاء الحيوي الرقيقالحيوية البكتيريةتحضير العيناتنموذج في الموضع
تشكيل بيوفيلم الشفوي في المواد المختلفة لزراعة الأسنان
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.