مقالة منهجية

Transcranial التحفيز التيار المباشر (تدكس) في الفئران

DOI:

10.3791/58517

⸱

سبتمبر 23, 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Centro de Tecnologia em Medicina Molecular (CTMM), Faculdade de Medicina, Universidade Federal de Minas Gerais

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Transcranial التحفيز التيار المباشر (تدكس) أسلوب علاجية المقترحة لعلاج الأمراض النفسية. نموذج حيوان ضروري لفهم التغيرات البيولوجية محددة أثارت من قبل تدكس. ويصف هذا البروتوكول طراز ماوس تدكس يستخدم قطب كهربائي مزروع مزمن.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Transcranial التحفيز التيار المباشر (تدكس) أسلوب غير الغازية نيورومودوليشن اقترحت كعلاج بديلة أو تكميلية للعديد من الأمراض العصبية. الآثار البيولوجية تدكس هي لا يفهم تماما، مما يفسر جزئيا بسبب صعوبة الحصول على أنسجة المخ البشري. ويصف هذا البروتوكول طراز ماوس تدكس يستخدم قطب مزمن مزروع السماح لدراسة الآثار البيولوجية طويلة الأمد من تدكس. في هذا النموذج التجريبي، تدكس يتغير التعبير الجيني القشرية، ويقدم مساهمة بارزة في الفهم الأساس المنطقي للاستخدام العلاجي.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Transcranial التحفيز التيار المباشر (تدكس) هو أسلوب غير الغازية، منخفضة التكلفة، والعلاجي، الذي يركز على تعديل الخلايا العصبية من خلال استخدام التيارات المنخفضة الحدة المستمر1. وهناك حاليا اثنين من الأجهزة (أنودال وكاثودال) تدكس. بينما تمارس التحفيز أنودال ضعيفة جداً لتحريك إمكانات العمل الحالي في حقل الكهربائي، وقد أظهرت الدراسات الكهربية أن ينتج هذا الأسلوب التغييرات في اللدونة متشابك2. على سبيل المثال، تبين الأدلة أن تدكس يستحث الآثار التقوية (الكمونية) الطويلة الأجل مثل ذروة زيادة السعة من3،إمكانات بوستسينابتيك ضادات4 والتحوير لاستثارة القشرية5.

على العكس من ذلك، يدفع التحفيز كاثودال تثبيط، أسفر عن غشاء فرط الاستقطاب6. فرضية لهذه الآلية يستند إلى النتائج الفسيولوجية حيث يتم وصف تدكس تعدل التردد إمكانات العمل والمدة في الجسم العصبية3. جدير بالذكر أن هذا التأثير لا مباشرة استحضار إمكانات العمل، على الرغم من أنه يمكن إزاحة عتبة depolarization وتيسير أو تعرقل إطلاق العصبية7. وقد تجلى هذه الآثار المتناقضة سابقا. على سبيل المثال، أنتجت التحفيز أنودال وكاثودال آثار معارضة في الردود مشروط المسجلة عن طريق النشاط الكهربائي في الأرانب8. ومع ذلك، أظهرت الدراسات أيضا أن دورات التحفيز أنودال المطول قد إنقاص استثارة بينما تزايد التيارات كاثودال قد تؤدي إلى استثارة، عرض الآثار الذاتية المتناقضة3.

تجميع المحفزات أنودال وكاثودال على السواء استخدام أزواج قطب كهربائي. على سبيل المثال، يوضع القطب في التحفيز أنودال، "نشطة" أو "اﻷنود" على منطقة الدماغ يكون التضمين حين مسرى "مرجع" أو "كاثود" يقع على منطقة فيها أثر التيار يفترض أن تكون تافهة9. في تحفيز كاثودال، والتصرف في القطب هو المقلوب. كثافة التحفيز تدكس الفعال يعتمد على كثافة الحالية وأبعاد القطب، الذي يؤثر على الكهرباء الميدانية بطريقة مختلفة10. في دراسات نشرت آخر، متوسط كثافة الحالية بين 0.10 إلى 2.0 mA و 0.1 mA mA للإنسان والفئران، على التوالي6،110.8. على الرغم من أن حجم القطب 35 سم2 يستخدم عادة في البشر، هناك لا الفهم الصحيح فيما يتعلق بإبعاد القطب للقوارض وإجراء تحقيق أكثر دقة هو المطلوب6.

وقد اقترح تدكس في الدراسات السريرية بمحاولة تقديم معاملة بديلة أو تكميلية لعدة اضطرابات عصبية والعصبية11 مثل الصرع1213من اضطراب ثنائي القطب، السكتة الدماغية5 ، الاكتئاب14، مرض الزهايمر15،16 من التصلب المتعدد ومرض باركنسون17الرئيسية. وعلى الرغم من تزايد الاهتمام في تدكس واستخدامها في التجارب السريرية، والخلوية مفصلة والتعديلات مقولة الجزيئية في أنسجة المخ والقصير والآثار طويلة الأمد، فضلا عن النتائج السلوكية، هي حتى الآن إلى أن تكون أكثر شدة التحقيق18، 19-نهج البشري مباشر لدراسة مستفيضة تدكس ليست قابلة للتطبيق، استخدام نموذج الحيوان تدكس قد تقدم أفكاراً قيمة في الأحداث الخلوية والجزيئية الكامنة وراء الآليات العلاجية من تدكس نظراً لإمكانية الوصول إلى أنسجة المخ في الحيوانات.

ويقتصر الأدلة المتوفرة بشأن النماذج تدكس في الفئران. تستخدم معظم النماذج التي تم الإبلاغ عنها تخطيطات ترسيخ مختلفة وأبعاد القطب والمواد. على سبيل المثال، وينكلر et al. (2017) مزروع الكهربائي الرئيسي (Ag/AgCl، قطرها 4 ملم) مملوءة بالمياه المالحة، وأنها ثابتة للجمجمة مع الأسمنت ومسامير اﻷكريليك20. يختلف عن النهج الذي نتبعه، كان على قطب الصدر مزروع (البلاتين، 20 x 1.5 مم). نزهي et al. (2017) يستخدم إجراء مشابه جداً لبلدنا، على الرغم من أن الصدر الكهربائي كانت مصنوعة من الأسفنج غارقة في المياه المالحة (الكربون شغلها، 9.5 سم2)21. دراسة أخرى زرعها كل أقطاب في رأس هذا الحيوان، الذي تم التوصل إليه عن طريق استخدام لوحات ثابتة ويغطي رأسه الحيوان الموصلات المائية22. وهنا يصف لنا طراز ماوس تدكس يستخدم قطب مزروع المزمن عن طريق بسيطة إعداد الإجراءات وتدكس الجراحية (الشكل 1).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

واستخدمت مساكن منفردة الذكور البالغين (8-12 أسبوعا) الفئران C57BL/6 في هذه التجربة. الحيوانات تلقي الرعاية المناسبة قبل وأثناء وبعد الإجراءات التجريبية بالطعام والماء متواصلة ad- وافق جميع الإجراءات لجنة الأخلاقيات الحيوان من "الجامعة الاتحادية في ميناس" جيرايس (البروتوكول رقم 59/2014)-

1. وضع قطب كهربائي

  1. المسكنة وفيكساتينج الحيوان على جهاز ستيريوتاكسيك
    1. تعقيم كل الأدوات الجراحية اللازمة.
      ملاحظة. تم تعقيم الأدوات الجراحية لمدة 3 دقائق في 440 درجة مئوية. وكانت مسحات القطن يعقم في 20 رطل/بوصة مربعة (جنيه لكل بوصة مربعة) في 121 درجة مئوية لمدة 20 دقيقة.
    2. ضبط وحدة تحكم منصة الحرارية إلى 37 درجة مئوية.
    3. وزن الحيوان وحساب الجرعة المناسبة لتحريض التخدير. استخدام خليط من الكيتامين وإكسيلازيني بجرعة 100 مغ/كغ الكيتامين و 8 ملغ/كغ xylazine، نظراً إينترابيريتونيلي (حجم الإبرة، ز 31). وينبغي أن تغفو الحيوان داخل 2 إلى 3 دقيقة.
    4. استخدام ماكينة حلاقة كهربائية أو أسلاك شائكة ليحلق أسفل موقع الجراحية.
    5. مكان الحيوان على جهاز ستيريوتاكسيك أكثر حرارة قبل التدفئة لوحة.
    6. عقد رئيس الحيوان وإدراج أشرطة الإذن نصيحة إلى كل من الأذنين للحيوان لإصلاحه إلى منصة ستيريوتاكسيك.
    7. التحقق من وجود لا تحول الرأس الوحشي والحركة الرأسية قليلاً بعد ببطء التحول رأس الحيوان لتحديد المواقع.
    8. بلطف الشريحة قناع التخدير فوق الآنف للماوس وإصلاحه في مكان بتشديد المسمار.
    9. تعيين إيسوفلوراني إلى % 1 مع 1.0 لتر في الدقيقة س2.
    10. تطبيق مرهم العين لعيون الحيوان لمنع جفاف القرنية أثناء الجراحة.
  2. إرفاق عملية الزرع لرأس الحيوان
    1. استخدام مسحات القطن لإعداد الموقع الجراحي مع دعك التناوب ثلاثة بوفيدون (أو الكلورهيكسيدين 2 ٪) وايثانول 70%.
    2. استخدام زوج من ملاقط للتحقق من عمق التخدير باستخفاف عصر أصابع الحيوان والتحقق من فقدان منعكس الحيوان سحب دواسة (قرصه تو).
    3. جعل شق حوالي 3 مم الخلفي لخط الإذن للحيوان وتتوقف عند خط العين. يجب أن يكون الموقع شق حوالي 1 سم في الطول لتكون كبيرة بما يكفي الحصول على عملية الزرع.
    4. بلطف كشط في الجمجمة مع مكشطة العظام لتحسين الغراء والأسمنت التقيد. هذا الضوء توازن بنية أحداث الخدوش الصغيرة.
    5. ضع بعناية هوكس الجراحية للجلد فضفاضة للحفاظ على حقل جراحة مفتوحة وخالية من العوائق مثل الجلد والفراء.
    6. استخدم مسحه القطن عقيمة إلى جفاف فروة الرأس للحيوان.
    7. استخدام مجهر تشريح لتصور الجزء العلوي من الجمجمة للحيوان.
    8. إرفاق إبرة لصاحب ستيريوتاكسيك وتحديد موقع بريجما. ضع الإبرة مباشرة فوق رأسه الحيوان لمس قليلاً في بريجما.
    9. صفر خارج جميع الإحداثيات في التتبع الرقمي وثم رفع الإبرة.
    10. إصلاح الزرع تدكس على حامل ستيريوتاكسيك. ضع الزرع رأس الحيوان وخفضه ببطء إلى المنطقة للاهتمام باستخدام إحداثيات ستيريوتاكسيك السليم.
    11. استخدام إبرة لنشر قطره 1 (حوالي 35 ميكروليتر) الغراء سوبر على قاعدة لعملية الزرع.
    12. تتحرك ببطء على حامل نزولا حتى أنها تمس الجمجمة. تأكد من أن قاعدة زرع تماما على اتصال مع السطح.
    13. إعداد الأسمنت الجراحية وفقا لإرشادات الشركة المصنعة.
    14. وبعد تحديد المواقع بدقة، تطبيق 3 رقيقة، حتى طبقة من الأسمنت عبر في الجمجمة وعلى الجزء السفلي من عملية الزرع. تطبيق إسقاط كل قطره ماء باستخدام فرشاة تطبيق. يجب أن تشكل طبقات هيكل على شكل هيل لمزيد من الدعم الهيكلي للزرع.
    15. اترك المسمار الخيط للزرع نظيفة من الأسمنت للسماح باتصال سلس ودون عائق.
    16. السماح لكل طبقة لتجف لمدة حوالي 4 دقائق.
    17. عندما تجف، بعناية إزالة الحامل حتى أنها بعيدة تماما عن عملية الزرع. دائماً توخي الحذر عند التعامل مع عملية الزرع، نظراً لأنه يمكن استخلاصها عن طريق الخطأ من جمجمة الحيوان.
  3. الانتهاء من الجراحة والرعاية ما بعد العمليات الجراحية
    1. هيدرات الجلد الحيوان في موقع شق مع مسحه القطن غارقة في المياه المالحة.
    2. معطف الجلد على القاعدة زرع تدكس.
    3. استخدام زوج من ملاقط لتجمع الأنسجة وإغلاق الشق مع قطره من الغراء الأنسجة الجراحية الواحدة 0.2 سم أنسجة.
    4. التسلل ليدوكائين 1-2% في موقع شق والأساسية للأنسجة.
    5. هيدرات الماوس مع 500 ميليلتر من حل لاكتات المسابقة تحت الجلد.
    6. ضع الماوس في قفص نظيفة، واحد يضم المعالجون مسبقاً (37 درجة مئوية).
    7. وضع طبق صغير مع حبيبات الغذاء الرطب في قفص للوصول بسهولة إلى الغذاء في الساعات التالية.
    8. تسجيل وزن الحيوان بعد الجراحة.
    9. إعطاء كيتوبروفين الحيوانية (5 مغ/كغ) تحت الجلد بعد الجراحة، وفي غضون الأيام القادمة 2.
    10. رصد انتعاش الحيوان عن كثب لمدة أسبوع واحد على الأقل. تقييم أي علامة الشدة، مثل بيلوريكشن، والافتقار إلى الاستمالة وانخفاض الحركة والخدش الجرح والتهاب في موقع الجراحية.

2-تدكس الإعداد والتحفيز

  1. تدكس الإعداد (انظر الشكل 2)
    ملاحظة. تأكد من أن مشجعا تدكس مشحونة بالكامل.
    1. إرفاق الكابلات اﻷنود والكاثود مشجعا تدكس وجعلها متوفرة قرب موقع التحفيز. إرفاق مسرى نوع pin لصاحب ستيريوتاكسيك.
    2. تعيين المنهاج الحرارية إلى 37 درجة مئوية.
    3. بدوره على مقياس الأكسجين في التدفق على نظام التخدير استنشاق 1 لتر في الدقيقة.
    4. ضع الماوس في قاعة تحريض التخدير.
    5. قم بتشغيل المرذاذ isoflurane إلى 3%. السماح لهذا الحيوان على الخضوع لتأثيرات إيسوفلوراني لمدة 4 دقائق.
    6. أن الحيوان في قاعة التوجيهي، فاستخدام المحاقن معقمة لتعبئة مسرى الجسم بالمحلول الملحي 0.9 في المائة.
    7. إزالة الحيوان من قاعة توجيهي وضع مسرى الجسم في الصدر.
    8. بلطف الشريحة قناع التخدير فوق الآنف للماوس وإصلاحه في المكان. أقل الإخراج isoflurane إلى 1.5 في المائة.
    9. ملء الزرع ومسرى دبوس من نوع مع المالحة وإرفاقها بعناية.
    10. قم بضبط الوقت التحفيز والكثافة الحالية.
    11. التحقق من جودة الاتصال على مشجعا تدكس. الاتصال الأمثل يذهب من 7 إلى 10 على مقياس 1 إلى 10.
  2. التحفيز
    1. ابدأ التحفيز.
    2. مراقبة التعلية الحالي التسجيل 30 s القيمة المحددة، والحفاظ على نفسها ثابتة لفترة ثابتة، ثم، في نهاية الدورة التعلية إلى أسفل مرة أخرى.
    3. قم بتنشيط الزر الصورية لمكافحة الفئران.
    4. مراقبة التعلية الحالية للحصول على 30 ثانية إلى القيمة المحددة، ومن ثم وصولاً إلى 1 لبقية فترة التحفيز مع منحدر نهائي إلى القيمة المحددة في النهاية مع منحدر على التوالي إلى أسفل.
    5. بمجرد اكتمال الدورة التحفيز، بعناية نقل الحيوان إلى قفص المعالجون مسبقاً (37 درجة مئوية) لمدة 10 دقائق.
      ملاحظة. بدء الحيوانات توقظ بعد 3 دقائق.
    6. إيقاف تشغيل النظام التخدير بالاستنشاق.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

عرض البروتوكول الجراحية زرع الاستقرار طويل الأجل لمدة شهر واحد على الأقل، مع لا إشارات تحريضية في الموقع تحفز ولا أي تأثير غير مرغوب فيه. نجا جميع الحيوانات الإجراءات الجراحية الدورتين تدكس (n = 8). في هذه التجربة، تم وضع يزرع تدكس عبر كورتيسيس M1 و M2 (مم +1.0 الأمامي الخلفي والجانبي 0.0 ملم إلى بريجما). أسبوع واحد في وقت لاحق، تدكس (n = 3-4) والشام (n = 3) الفئران قد حفز لمدة خمسة أيام متتالية خلال 10 دقائق في 0.35 اماه. وسجلت قيم جودة الاتصال (CQ) لتقييم جدوى عملية الزرع وتم العثور على...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في السنوات الأخيرة، إدخال تقنيات نيوروستيموليشن الممارسة السريرية كإجراء واعدة لعلاج الاضطرابات النفسية العصبية23. للحد من القيود المفروضة بسبب عدم معرفة آليات نيوروستيموليشن، قدمنا هنا نموذجا ماوس تدكس تحمل قطب التي يمكن استهداف مناطق الدماغ. منذ مسرى مزمن القابلة للغرس، يتيح هذا النموذج الحيواني التحقيق في الآثار البيولوجية طويلة الأمد أثارت من قبل تدكس (على الأقل 1 في الشهر) في أنماط التحفيز المعقدة. ويعرض نموذج الحيوان تدكس وصف التسامح عالية الزرع، وفرصة ضئيلة للإصابة إذا نفذ بشكل صحيح. عموما،...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ونحن نشكر السيد رودريغو دي سوزا للمساعدة في الحفاظ على المستعمرات الماوس. L.A.V.M وزميل ما بعد الدكتوراه الرؤوس. أيد هذا العمل منحة بروني (فابيميج: أبك-00476-14).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
BD Ultra-Fine 50U حقنةBD10033430026للحقن داخل الصفاق.
ماكينة حلاقة (Philips Multigroom)Philips (البرازيل)QG3340/16لتشذيب موقع الجراحة.
< قوية > معدات جراحية < / قوية >
موديل 940 أداة تجسيمية للحيوانات الصغيرة مع وحدة تحكم العرض الرقميةKOPF940للتقييد الجراحي للحيوانات وتحديد المواقع.
موديل 922 قضبان أذن غير ممزقة 60 درجةKOPF922للتقييد الجراحي للحيوانات وتحديد المواقع.
حامل القنيةKOPF1766-APلتحديد موضع الزرع.
ذو تكبير ستيريو دقيق (III) على حامل ذراع الرافعةWPIPZMIII-BSلتوطين بريجما وتحديد موضع الزرع.
نموذج نظام التحكم في درجة الحرارة KOPFTCAT-2LVللتحكم الحراري للحيوانات.
مصدر الضوء البارد WPIWA-12633المنضدي للسطوع البؤري
مع ScavengingVetEquip901820لتوصيل الأيزوفلوران وسلامته.
VaporGuard فلتر امتصاص الفحم المنشطVetEquipتدابيرسلامة نظام التسليم 931401. 
موديل 923-B حامل رأس تخدير غاز الماوسKOPF923-Bلتقييد و O2< / sub > وتسليم الأيزوفلوران.
منظم الأكسجين ، اسطوانة إلكترونية   ؛VetEquip901305ل O2< / sub> التنظيم والتسليم.
خرطوم الأكسجين – أخضر VetEquip931503لتسليم O2< / sub> والإيزوفلوران.
معقم الأشعة تحت الحمراء 800 & ordm; CMarconiMA1201لتعقيم الأدوات.
<أدوات جراحية قوية > < / قوية >
مقص ناعم -أدوات العلوم الدقيقة14058-11للشق.
الخطافات الجراحيةINJEX1636في المنزل المصنعة - تستخدم لتنظيف موقع الجراحة من الجلد والفراء.
ملاقط قياسية أو ملقط-لإمساك الجلد.
<مستهلكات جراحية قوية> < / قوية>
Vetbond3MSC-361931لإغلاق الشق.
مجموعة الأسمنت والحفاز (Duralay)Reliance2OZلتثبيت الزرع.
مسحات قطنية معقمة (تعقيم)JnJ75Uلمطهر موقع الجراحة. 
24 لوحة بئر (لوحة زراعة الأنسجة)SARSTEDT831،836لتحضير الأسمنت.
تطبيق فرشاةparkellS286لخلط الأسمنت وتطبيقه.
<قوي > صيدلانيات < / قوي >
زيلازين (أناسيدان 2٪) سيفاللأدوية (البرازيل)P10160لتحريض التخدير.
الكيتامين (دوبالين 10٪) سيفاللأدوية (البرازيل)P30101لتحريض التخدير.
إيزوفلوران (100٪) كريست& aacute ؛ ليا (البرازيل)100 مللصيانة التخدير.
ليدوكائين (XYLESTESIN 5٪)Cristal Pharma-لرعاية ما بعد الجراحة.
كيتوبروفين (بروفينيد 100 مجم)سانوفي أفينتيس20 مللرعاية ما بعد الجراحة.
اللاكتات من Ringer'sSANOBIOL LAB7898153652145لرعاية ما بعد الجراحة.
TobraDex (ديكساميثازون 1 مجم / جم)Alcon631لتشحيم العين وحمايتها.
<قوي > تحفيز < / قوي >
محفز عبر الجمجمة للحيوانSoterix Medical2100للجيل الحالي.
حامل قطب كهربائي من نوع الدبوس (قاعدة حامل أسطواني) دعمالكهربائي Soterix Medical2100(الزرع).
قطب كهربائي من نوع الدبوس (Ag / AgCl)Soterix Medical2100للتسليم الحالي (قطب كهربائي). 
غطاء قطب كهربائي من نوع الدبوسSoterix Medical2100لحماية الزرع.
قطب الجسم (Ag / AgCl المغلفة)Soterix Medical2100للتسليم الحالي (القطب). 
محلول ملحي (0.9٪)FarmaX7896902206441إجراء وسيط للتسليم الحالي.
الملقط القياسي أو الملقط-لإعداد tDCS.
<قوي > في الوقت الحقيقي تفاعل البوليميراز المتسلسل < / قوي >
BioRad CFX96 نظام الوقت الحقيقيBioRadC1000ل qPCR
SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 × 1 مل)BioRad1725271ل qPCR
Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p / CFX96BioRadHSP9601ل qPCR
Microseal "B" seal pct c / 100BioRad MSB1001ل qPCR
مجهر مجهر لنظام تخدير المختبر ToughCut محلول القطب

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
  2. Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
  3. Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
  4. Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047(2015).
  5. Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
  6. Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
  7. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100(2016).
  8. Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
  9. Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
  10. Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
  11. Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
  12. San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
  13. Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
  14. Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
  15. Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer's disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
  16. Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
  17. Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson's disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
  18. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100(2016).
  19. Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
  20. Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
  21. Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
  22. Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
  23. Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
  24. Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2(2017).
  25. Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180(2015).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة