مقالة منهجية

تقنية تثبيت داخلي مصغرة الغازية لدراسة التقلص المرن الركبة الناجمعن التعطيل في الفئران

DOI:

10.3791/59260

⸱

مايو 20, 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Joint and Trauma Surgery, The Third Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 2Department of Plastic Surgery, The Third Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 3Department of Bone Surgery, Tungwah Hospital of Sun Yat-sen University, 4Department of Othopaedic Surgery, The Eighth Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هنا، نقدم بروتوكول لوصف تقنية طفيفة التوغل لشل مفصل الركبة في نموذج الفئران. هذا البروتوكول القابل للاستنساخ، استنادا إلى طريقة فصل الفجوة العضلية ومهارة الشق المصغر، هو مناسبة لدراسة الآلية الجزيئية الكامنة وراء تقلص المفاصل المكتسبة.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

التقلص المشترك، الناجم عن تجميد المفاصل لفترات طويلة، هو تعقيد شائع في جراحة العظام. حاليا، استخدام تثبيت داخلي لتقييد حركة مفصل الركبة هو نموذج مقبول على نطاق واسع لتوليد التقلص التجريبي. ومع ذلك، فإن زرع التطبيق يسبب حتما صدمة جراحية للالحيوانات. تهدف إلى تطوير نهج أقل الغازية، ونحن الجمع بين طريقة فصل الفجوة العضلية مع مهارة شق صغير ذكرت سابقا خلال العملية الجراحية: تم إجراء اثنين من شقوق الجلد مصغرة على الفخذ الجانبي والساق، تليها أداء الفجوة العضلية الفصل لفضح سطح العظام. تم تعطيل مفصل ركبة الفئران تدريجيا من قبل تثبيت داخلي مسبق البناء في ما يقرب من 135 درجة مرونة الركبة دون التدخل في الأعصاب الأساسية أو الأوعية الدموية. كما هو متوقع، تسمح هذه التقنية البسيطة بإعادة التأهيل السريع بعد العملية الجراحية في الحيوانات. وقد تأكد الموقف الصحيح للتثبيت الداخلي من خلال تحليل الأشعة السينية أو التصوير المقطعي المحوسب الدقيق. تم تقييد نطاق الحركة بشكل كبير في مفصل الركبة المعطلة من تلك التي لوحظت في مفصل الركبة الغير الأضلاع مما يدل على فعالية هذا النموذج. إلى جانب ذلك، كشف التحليل النسيجي تطور الترسيب الليفي والتصاق في كبسولة مفصل الركبة الخلفية متفوقة مع مرور الوقت. وهكذا، قد يكون هذا النموذج المصغر الغازية مناسبة لتقليد تطوير التقلص المشترك الركبة المعطلة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتم تعريف التقلصات المشتركة على أنها تقييد في النطاق السلبي للحركة (ROM) من المفصل الدياري1،2. وقد حققت العلاجات الحالية التي تهدف إلى منع وعلاج التقلص المشترك بعض النجاح3،4. ومع ذلك، فإن الآلية الجزيئية الكامنة وراء التقلص المشترك المكتسبة لا تزال غير معروفة إلى حد كبير5. ومسببات التقلصات المشتركة في مختلف المجتمعات الاجتماعية متنوعة للغاية وتشمل العوامل الوراثية، وحالات ما بعد الصدمة، والأمراض المزمنة، والجمود لفترات طويلة6. ومن المقبول على نطاق واسع أن الجمود مسألة حاسمة في تطوير العقد المشترك المكتسب7. الأشخاص الذين يعانون من تقلص مشترك كبير قد يؤدي في نهاية المطاف إلى الإعاقة البدنية8. وبالتالي، فإن وجود نموذج حيواني مستقر وقابل للاستنساخ ضروري للتحقيق في الآليات الباثولوجية المحتملة للتقلص المشترك المكتسب.

يتم تحقيق نماذج التقلص المشترك في الركبة التي تم بناؤها حاليًا باستخدام قوالب الجص غير الغازية، والتثبيتات الخارجية، والتثبيتات الداخلية. وذكرت واتانابي وآخرون إمكانية استخدام الجص يلقي تجميد على مفاصل الركبة الفئران9. من خلال ارتداء سترة خاصة، يتم تعطيل جانب واحد من مفصل الطرف السفلي من الفئران من قبل المدلى بها. يمكن أن يبقى مفصل ركبة الفئران مُثنيًا تمامًا دون أي صدمة جراحية10و11. ومع ذلك ، تتأثر حركات مفصل الورك والكاحل أيضا ً بهذا الشكل من الجمود ، مما قد يزيد من درجة ضمور العضلات في الفيمور الرباعيأو الجهاز الهضمي12. وبالإضافة إلى ذلك ، يجب تجنب وذمة واحتقان الأطراف الخلفية عن طريق استبدال المدلى بها في نقاط زمنية محددة ، مما قد يؤثر على استمرارية الجمود. طريقة أخرى مقبولة لإنشاء نموذج تقلص مفصل الركبة هو استخدام التثبيت الجراحي الخارجي. ناغاي وآخرون الجمع بين أسلاك كيرشنر والأسلاك الفولاذية في المثبت الخارجي، الذي شل مفصل الركبة إلى ما يقرب من 140 درجة من flexion13. في هذه الطريقة، يتم استخدام الراتنج لتغطية السطح لمنع خدوش الجلد. على الرغم من أن تجميد التثبيت الخارجي قوي وموثوق به14،15، قد تزيد المسارات دبوس الأسلاك Kirschner عن طريق الجلد خطر العدوى16. في تجربتنا الخاصة، قد يؤدي استخدام تقنية التثبيت الخارجي إلى تقليل النشاط اليومي للفئران بسبب زيادة سلوك اللعق المشروط.

بدلا من ذلك، وصف Trudel وآخرون نموذجا مقبولا جيدا من التقلص المشترك في مفصل الركبة الفئران على أساس التثبيت الداخلي الجراحي17 (تم تعديل هذه الطريقة من تلك التي يستخدمها إيفانز والزملاء18). وتجدر الإشارة إلى أن هذه الطريقة تسلط الضوء على أهمية استخدام تقنية الشق المصغر لتقليل الجروح الجراحية إلى أدنى حد. وقد ثبت التطوير الفعال للتقلص المشترك في هذا النموذج19. ومع ذلك، فإن البروتوكول حول كيفية إجراء تشريح الحد الأدنى لفضح سطح العظام لا يزال غير واضح20. أيضا، لا يفهم تماما موقف دقيق حيث المسمار هو الحفر. زرع التثبيت الداخلي من خلال طريقة تحت الجلد أو دون عضلي لا يزال مثيرا للجدل21. لحل هذه المشاكل، قمنا بتعديل هذه الطريقة من خلال تضمين طريقة فصل فجوة العضلات المناسبة، والتي تسمح بالتعرض المصغر ة الغازية لسطح العظام ووضع الغرس من خلال قناة دون عضلية. أدى هذا البروتوكول إلى إعادة التأهيل السريع بعد الجراحة في الفئران بعد الجراحة. وضعت الحيوانات مجموعة محدودة مشتركة من الحركة بعد تجميد المفاصل، والتي كانت متسقة مع التغيرات المورفولوجية من التصاق القبعات التي تم الحصول عليها من التحليل النسيجي. كما نقوم بوصف الموقع المحتمل الدقيق للمسامير المحفورة كما يؤكد تحليل الأشعة السينية أو تحليل التصوير المقطعي المحوسب. وهكذا، تهدف هذه الدراسة إلى وصف بالتفصيل تقنية الحد الأدنى من الغازية في نموذج تقلص مفصل الركبة التي تم إنشاؤها من قبل طريقة فصل الفجوة العضلية جنبا إلى جنب مع طريقة شق صغير. ونحن نعتقد أن تقنيات طفيفة التوغل يمكن أن تقلل من الصدمة الحيوانية وتحاكي بشكل فعال العملية المرضية للتقلص المرن المشترك.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد تم تنفيذ جميع الإجراءات وفقا لدليل رعاية واستخدام الحيوانات المختبرية، وتمت الموافقة عليها من قبل المستشفى الثالث التابع لجامعة صن يات سن الرعاية المؤسسية للحيوانية والاستعمال (رقم الإذن: 02-165-01). وقد أجريت جميع التجارب الحيوانية وفقا للمبادئ التوجيهية للوصول.

1. التحضير قبل الجراحة

ملاحظة: يبين الشكل 1 تصميم العملية الجراحية.

  1. تعطيل جامدة مفصل الركبة مع لوحة من البلاستيك واثنين من مسامير معدنية في ما يقرب من 135 درجة flexion.
    ملاحظة: إجراء الجراحة في عظم الفخذ القريب والساق البعيدة دون انتهاك المكون المشترك.
  2. إعداد المواد والأدوات للتثبيت الداخلي.
    1. بناء لوحات البولي بروبلين البلاستيكية الصف الطبية عن طريق قطع حقنة 5 مل (الشكل2أ)باستخدام مقص الجراحية لتناسب الأبعاد التالية: طول، 25 ملم؛ العرض، 10 ملم؛ سمك، 1 ملم (الشكل2ب). تنعيم محيط اللوحة مع مشرط عموديا. شطف لوحة مع محلول ملحي معقمة لغسل الحطام من قبل ثلاث مرات.
      1. تعقيم مع الإيثانول 75٪ لمدة 4 ساعة تليها الأشعة مع الأشعة فوق البنفسجية لمدة 3 ساعة.
    2. قبل الحفر ثقوب في لوحة من البلاستيك: إعداد باليد التي عقدت الحفر الكهربائية منخفضة السرعة مع سرعة حوالي 0-4000 دورة في الدقيقة (الشكل2C). حفر اثنين من الثقوب في كلا طرفي اللوحة، وأقطار هي 1 ملم و 0.9 ملم، على التوالي (الشكل2D). تطابق طرفي اللوحة مع M 1.4 مم × 8 مم و M 1.2 مم × 6 مم مسامير الصلب، على التوالي (الشكل2e).
      1. مسح مع الإيثانول 75٪ وتعقيم مع ضوء الأشعة فوق البنفسجية لمدة 3 ساعة قبل الاستخدام.
  3. إعداد الأدوات الجراحية: 1 مستقيم البعوض نوع المشبك الهيموستاتيك، 1 ملقط منحني ة ناعمة، 2 المناقفيال الجفن، 1 إبرة حامل، 1 ملقط الأنسجة، 1 مقص خياطة، 1 مقص الأنسجة الدقيقة ومشرط 1 (الشكل2f). تعقيم الأدوات الجراحية عن طريق الأوتوكلاف في 121.3 درجة مئوية لمدة 20 دقيقة والتجفيف.
  4. الحيوانات التجريبية
    1. استخدام محددة خالية من مسببات الأمراض (SPF) الصف ناضجة هيكليا الذكور Sprague-Dawley (أو Wistar) الفئران، وزنها بين 250 - 350 غرام في التجربة.
      ملاحظة: اختر الفئران الإناث أو الذكور للتجربة.
    2. وضع الفئران في أقفاص والحفاظ في 12 ساعة ضوء / 12 ح غرفة المختبر المظلمة دورة التي تسيطر عليها. توفير ما يكفي من الغذاء والماء.

2. الجراحة

  1. ضبط درجة الحرارة. وضع وسادة الاحترار على منصة جراحية في غرفة العمليات ترموستات.
  2. التخدير وإعداد الجلد
    1. وزن الفئران مع مقياس الإلكترونية وسجل.
    2. كبح جماح الفئران وإجراء حقن داخل اقابية من البنتوباربيتال الصوديوم (30 ملغ / كغ) للتخدير المستحث. تقييم أن الحيوان هو التخدير بما فيه الكفاية باستخدام قرصة اصبع القدم22. إدارة العينين مع زيوت التشحيم لحماية القرنية من التجفيف أثناء الجراحة.
    3. حلاقة الجزء السفلي من الجسم من الفئران بما في ذلك الطرفين الخلفيين مع المقص الكهربائية وتطهير مع صبغة من اليود البوفيدون مرتين و 75٪ الإيثانول ثلاث مرات.
    4. وضع الفئران أفقيا، وتغطيمع الستائر الجراحية فضح جانب واحد الساق الخلفية والورك.
    5. تطهير المنطقة الجراحية مرة أخرى مع اليود البوفيدون.
  3. تعطيل مفصل الركبة مع التثبيت الداخلي باستخدام تقنية الغازية المصغرة.
    ملاحظة: حافظ على الشق رطبًا بشكل صحيح مع محلول ملحي معقم أثناء العملية. تتطلب الجراحة عادة جراحين اثنين.
    1. وضع علامة على اتجاه شق الجلد. في نهاية القاصي من عظم الفخذ أكبر trochanter، رسم خط على طول إسقاط سطح الجسم من الفجوة العضلية بين lateralis vastus والعضلة ذات الرأسين femoris (الشكل3a). Incise البشرة الجلد على طول خط الرسم حوالي 1.5 سم (الشكل3b).
    2. تشريح بصراحة الفجوة العضلية بين الجوانب الشاسعة والعضلة ذات الرأسين femoris مع ملقط الأنسجة حتى يتعرض رمح الفخذ ما يقرب من 1 سم في الطول (الشكل3c). استخدام الجرار لتسهيل الفصل المستمر للفجوة العضلية.
    3. Incise الجلد البشرة تقريبا 1 سم على طول إسقاط سطح الجسم من الفجوة العضلية بين الساقية الأمامية وfibularis طويلة على الطرف السفلي القاصي (الشكل3D). تشريح بصراحة الفجوة العضلية حتى يتعرض الساق ما يقرب من 1 سم في الطول (الشكل3e).
    4. فصل الأنسجة الرخوة من قبل الجرار وملقط على نحو سلس، والحفاظ على عمودي وحفر ثقب قطرها 1.0 ملم في رمح الفخذ بسرعة 1500 دورة في الدقيقة باستخدام الحفر الكهربائية (الشكل3F). موقف الحفر السليم هو تقريبا 8 ملم تحت الحافة السفلى من trochanter أكبر. بسرعة اضغط على الجرح لوقف النزيف.
      ملاحظة: يمكن أن يؤدي قطر الحفر السليم إلى تجنب الكسور أثناء الجراحة.
    5. حفر ثقب قطر هـ٠,٩ ملم في الساق حوالي ٤ ملم تحت حافة الانصهار الظنبي (الشكل4أ). إجراء الحفر بعناية لمنع سحق العضلات أو الأوتار.
    6. استخدام مستقيم البعوض نوع المشبك الهيموستاتيك لتشكيل مسار تحت العضلات من ثقب الساق إلى ثقب عظم الفخذ. النفق تحت العضلي يمر تحت الجهاز الهضمي في نهاية الساق وفوق الجلوتوس ميديوس، تحت العضلة ذات الرأسين femoris في نهاية الفخذ.
    7. استخدام واحد M 1.4 مم × 8 مم المسمار الصلب لتأمين نهاية واحدة من لوحة من البلاستيك (مع ثقب قطرها 1.0 ملم) في عظم الفخذ القريب (الشكل4b). استخدام واحد M 1.2 مم × 6 مم المسمار الصلب لتأمين نهاية أخرى من لوحة من البلاستيك (مع ثقب قطر0.9 ملم) في الساق البعيدة (الشكل4c). تأكد من مفصل الركبة دون تشوه فاروس.
  4. إغلاق الجرح: خياطة myofascia، اللفافة العميقة، والأنسجة تحت الجلد باستخدام 4-0 الغرز القابلة للامتصاص (الشكل4D). أغلق الجلد بخيوط البولي أميد (الشكل4f).

3 - إدارة ما بعد الجراحة

  1. تطبيق التسكين بعد العملية الجراحية من خلال الحقن تحت الجلد من البوبرينورفين (0.03 ملغ / مل) في 0.05 ملغ / كغ. إضافة 5 ملغ / مل النيومايسين في مياه الشرب لمدة 5 أيام بعد الجراحة.
  2. حقن خليط التسكين (بوبرينورفين وكاربروفين) على التوالي في 0.05mg/kg و 5 ملغ / كغ تحت الجلد مرتين في اليوم لمدة 72 ساعة على الأقل بعد العملية.
  3. تحقق مما إذا كان الطرف الخلفي لديه الإفراط في وذمة في حالة إصابة الأوعية الدموية. تأكد من أن الفئران يمكن أن تسير بشكل طبيعي في حالة إصابة الأعصاب أثناء الجراحة.

4. الفحص بعد الجراحة

  1. مراقبة الشفاء من الشق الجراحي وفحص جسديا مفصل الركبة لتقييم العلامات المبكرة للعدوى كل يوم بعد الجراحة. تحقق من درجة تورم الكاحل والمفصل النقيلي في حالة الوذمة المستمرة.
    ملاحظة: يمكن أن تسبب العدوى المبكرة بعد العملية الجراحية التفذيب للجروح وتورم الساق وتأخر تئام الجروح.
  2. إجراء التصوير بالأشعة السينية للأطراف الخلفية للتأكد من أن وضعت مسامير بشكل صحيح في اليوم الأول بعد العملية الجراحية.
    ملاحظة: تحليل المسح الضوئي ميكرو CT هو خيار بديل آخر لعرض الموقع المناسب واتجاه مسامير الصلب.
  3. قياس النطاق السلبي للحركة (ROM) لتقييم تطور التقلص. اتخاذ قياس ROM مفصل الركبة في مجموعات زمنية مختلفة بعد العملية الجراحية كما هو موضح سابقا20.
    1. باختصار، قتل الفئران وجلد الأطراف الخلفية. إزالة تعطيل وقياس زاوية مفصل الركبة باستخدام مقياس ارتهرومتر الميكانيكية في اثنين من عزم الدوران (667 أو 1,060 غرام / سم)23.
    2. حساب ROM نتيجة للتقلص الكلي، وتقلص myogenic، والعقد arthrogenic بشكل منفصل على أساس أهداف التحقيق24.
      ملاحظة: تعيين مجموعات زمنية مختلفة (أي 1 و2 و4 و8 و16 و32 أسبوعاً) وفقاً لأهداف البحث. يمكن أن يكون مفصل الركبة الغير صالح للإصابة (غير جراحي أو شام) بمثابة عنصر تحكم2.
  4. التحليل النسيجي لكبسولات مفصل الركبة الخلفي.
    1. إعداد الأنسجة المشتركة. تشريح أنسجة مفصل الركبة وإصلاحه مع 4٪ بارافورمالدهايد. الشارات وتضمينها في البارافين كما ذكرت سابقا25. قطع المقاطع (5 ميكرومتر) على مستوى ميدكونديلار الأوسط في الطائرة المترهلة.
      ملاحظة: اختيار لأداء مختلف التلطيخ التقييم بما في ذلك HE، ألدهيد-فوكسين-ماسون غولدنر (AFMG)، Elastica-ماسون، أو تلطيخ الكيمياء المناعية للدراسة النسيجية في كبسولة مشتركة على أساس أهداف دراستك15، 26.
    2. مراقبة التغيرات الهيسوفمورمترية في كبسولات مفصل الركبة الخلفي. صورة المنطقة الخلفية من مفصل الركبة. مراقبة الترسيب الليفي والتغيرات التصاق بين تقاطع diaphysis-synovium والغضروف المفصلي6.
      ملاحظة: تعتبر التغيرات المرضية للكبسولة المشتركة عاملاً مسببًا للأمراض لتقلص مفصل الركبة. قياس طول، سمك، والمناطق الكبسولة من الكبسولة الخلفية كما هو موضح سابقا وفقا لمحتوى البحوث27.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لاحظنا أن الفئران تلقت جراحة طفيفة التوغل يمكن أن تعود إلى النظام الغذائي العادي يوم واحد فقط بعد الجراحة. وعلى وجه الخصوص، فقد تندب الشق الجراحي دون التبرئة (الشكل5أ). تورم الكاحل والمفاصل metacarpophalangeal في الطرف الخلفي المنطوق قد اختفى تماما تقريبا يومين بعد الجراحة (الشكل 5ب) بالمقارنة مع الجانب المقابل (الشكل5ج). لم يتم العثور على أي من علامات العدوى المبكرة في الفئران. الفئران يمكن أن تقف و...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تهدف هذه الدراسة إلى توضيح طريقة تجميد مفصل الركبة خطوة بخطوة باستخدام تقنية صغيرة الغازية التي تسمح بإعادة التأهيل السريع بعد الجراحة في الحيوانات بعد الجراحة. تقليديا، ويعتقد أن نهج فصل الفجوة العضلية أن تكون تقنية طفيفة التوغل في جراحة العظام. كما هو متوقع، وجدنا أن الفئران يمكن أن تعود إلى اتباع نظام غذائي طبيعي والأنشطة بعد يوم واحد فقط بعد الجراحة، وهو ما يتفق مع الدراسة السابقة. وعلاوة على ذلك، لم تحدث أي إصابة في الشريان أو العصب بعد الجراحة، مما يدل على أن طريقة فصل فجوة العضلات تضمن طريقة كافية وآمنة للتعرض للع...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد تم دعم هذا العمل بمنح من المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم 81772368)، ومؤسسة العلوم الطبيعية لمقاطعة قوانغدونغ (رقم 2017A030313496)، ومشروع خطة العلوم والتكنولوجيا في مقاطعة قوانغدونغ (رقم 2016A020215225)؛ رقم 2017B090912007). ويشكر المؤلفون الدكتور فاي زانغ، دكتوراه في إدارة جراحة العظام، المستشفى الثامن التابع لجامعة صن يات سين على مساعدته التقنية أثناء التعديل.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
Anerdianشنغهاي Likang المحدودة310173البوبرينورفين المضاد للبكتيريا
 شنغهاي شينديك للأدوية المحدودة/تسكين الألم 
كاربروفينMCEHY-B1227تسكين الألم 
مفك البراغي المتقاطعSTANLEYPH0 * 125mmشد البراغي المثقاب
الكهربائيWEGO185ثقب الحفر (مع مثقاب الفولاذ المقاوم للصدأ 0.9 مم ؛ 1.0 مم)
أدوات الجراحة المجهريةRWD/أدوات جراحية للعظام للحيوانات
NeomycinSigmaN6386المضادة للبكتيريا
الصوديوم بنتوباربيتالسيجماP3761  ؛ تخدير
مسامير الفولاذ المقاوم للصدأWEGOm1.4 * 8 ؛ m1.2 * 6برغي (جزء من التثبيت الداخلي)   ؛
حقنة WEGO3151474للوحة البلاستيكية (جزء من التثبيت الداخلي)   ؛
μ-CT ALOKALatheta LCT-200في الجسم الحي التصوير المقطعي المحوسب
يستخدم

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Akeson, W. H., Amiel, D., Woo, S. L. Immobility effects on synovial joints the pathomechanics of joint contracture. Biorheology. 17 (1-2), 95-110 (1980).
  2. Trudel, G., Uhthoff, H. K., Brown, M. Extent and direction of joint motion limitation after prolonged immobility: an experimental study in the rat. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 80 (12), 1542-1547 (1999).
  3. Arsoy, D., et al. Joint contracture is reduced by intra-articular implantation of rosiglitazone-loaded hydrogels in a rabbit model of arthrofibrosis. Journal of Orthopaedic Research. , (2018).
  4. Glaeser, J. D., et al. Anti-Inflammatory Peptide Attenuates Edema and Promotes BMP-2-Induced Bone Formation in Spine Fusion. Tissue Engineering. Part A. , (2018).
  5. Fergusson, D., Hutton, B., Drodge, A. The epidemiology of major joint contractures: a systematic review of the literature. Clinical Orthopaedics and Related Research. 456, 22-29 (2007).
  6. Wong, K., Trudel, G., Laneuville, O. Noninflammatory Joint Contractures Arising from Immobility: Animal Models to Future Treatments. BioMed Research International. 2015, 848290(2015).
  7. Clavet, H., Hebert, P. C., Fergusson, D., Doucette, S., Trudel, G. Joint contracture following prolonged stay in the intensive care unit. CMAJ : Canadian Medical Association Journal. 178 (6), 691-697 (2008).
  8. Dehail, P., et al. Joint contractures and acquired deforming hypertonia in older people: Which determinants? Annals of Physical and Rehabilitation Medicine. , (2018).
  9. Watanabe, M., Kojima, S., Hoso, M. Effect of low-intensity pulsed ultrasound therapy on a rat knee joint contracture model. Journal of Physical Therapy Science. 29 (9), 1567-1572 (2017).
  10. Goto, K., et al. Development and progression of immobilization-induced skin fibrosis through overexpression of transforming growth factor-ss1 and hypoxic conditions in a rat knee joint contracture model. Connective Tissue Research. 58 (6), 586-596 (2017).
  11. Sasabe, R., et al. Effects of joint immobilization on changes in myofibroblasts and collagen in the rat knee contracture model. Journal of Orthopaedic Research. 35 (9), 1998-2006 (2017).
  12. Sakakima, H., Yoshida, Y., Sakae, K., Morimoto, N. Different frequency treadmill running in immobilization-induced muscle atrophy and ankle joint contracture of rats. Scandinavian Journal of Medicine & Science in Sports. 14 (3), 186-192 (2004).
  13. Nagai, M., et al. Contributions of biarticular myogenic components to the limitation of the range of motion after immobilization of rat knee joint. BMC Musculoskeletal Disorders. 15, 224(2014).
  14. Matsuzaki, T., Yoshida, S., Kojima, S., Watanabe, M., Hoso, M. Influence of ROM Exercise on the Joint Components during Immobilization. Journal of Physical Therapy Science. 25 (12), 1547-1551 (2013).
  15. Kaneguchi, A., Ozawa, J., Kawamata, S., Yamaoka, K. Development of arthrogenic joint contracture as a result of pathological changes in remobilized rat knees. Journal of Orthopaedic Research. 35 (7), 1414-1423 (2017).
  16. Hargreaves, D. G., Drew, S. J., Eckersley, R. Kirschner wire pin tract infection rates: a randomized controlled trial between percutaneous and buried wires. Journal of Hand Surgery. 29 (4), 374-376 (2004).
  17. Trudel, G. Differentiating the myogenic and arthrogenic components of joint contractures. An experimental study on the rat knee joint. International Journal of Rehabilitation Research. 20 (4), 397-404 (1997).
  18. Evans, E. B., Eggers, G. W. N., Butler, J. K., Blumel, J. Experimental Immobilization and Remobilization of Rat Knee Joints. Journal of Bone and Joint Surgery. 42 (5), 737-758 (1960).
  19. Hagiwara, Y., et al. Expression patterns of collagen types I and III in the capsule of a rat knee contracture model. Journal of Orthopaedic Research. 28 (3), 315-321 (2010).
  20. Trudel, G., Uhthoff, H. K. Contractures secondary to immobility: is the restriction articular or muscular? An experimental longitudinal study in the rat knee. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 81 (1), 6-13 (2000).
  21. Hagiwara, Y., et al. Increased elasticity of capsule after immobilization in a rat knee experimental model assessed by scanning acoustic microscopy. Upsala Journal of Medical Sciences. 111 (3), 303-313 (2006).
  22. Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats. Journal of Visualized Experiments. (115), (2016).
  23. Trudel, G., O'Neill, P. A., Goudreau, L. A. A mechanical arthrometer to measure knee joint contracture in rats. IEEE Transactions On Rehabilitation Engineering. 8 (1), 149-155 (2000).
  24. Campbell, T. M., et al. Using a Knee Arthrometer to Evaluate Tissue-specific Contributions to Knee Flexion Contracture in the Rat. Journal of Visualized Experiments. (141), (2018).
  25. Moriyama, H., et al. Alteration of knee joint connective tissues during contracture formation in spastic rats after an experimentally induced spinal cord injury. Connective Tissue Research. 48 (4), 180-187 (2007).
  26. Onoda, Y., et al. Joint haemorrhage partly accelerated immobilization-induced synovial adhesions and capsular shortening in rats. Knee Surgery, Sports Traumatology, & Arthroscopy. 22 (11), 2874-2883 (2014).
  27. Trudel, G., Jabi, M., Uhthoff, H. K. Localized and adaptive synoviocyte proliferation characteristics in rat knee joint contractures secondary to immobility. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 84 (9), 1350-1356 (2003).
  28. Jiang, S., et al. Endoplasmic reticulum stress-dependent ROS production mediates synovial myofibroblastic differentiation in the immobilization-induced rat knee joint contracture model. Experimental Cell Research. 369 (2), 325-334 (2018).
  29. Pithioux, M., et al. An Efficient and Reproducible Protocol for Distraction Osteogenesis in a Rat Model Leading to a Functional Regenerated Femur. Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Muscle Gap SeparationMini Invasive SurgeryRat Knee JointX Ray ImagingMicro CT ScanningRange Of Motion AnalysisHistological AnalysisFibrous Deposition

مقالات ذات صلة