يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

الحث الموحد للصدمات النزفية مسترشداً بالقياس الأكسجة الدماغية والرصد الهيمودينامي الموسع في الخنازير

7K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/59332

⸱

مايو 21, 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, University Medical Center of the Johannes Gutenberg-University

في هذه المقالة

ملخص

الصدمة النزفية هي مضاعفات حادة في المرضى المصابين بجروح خطيرة، مما يؤدي إلى نقص في إمدادات الأكسجين التي تهدد الحياة. نقدم طريقة موحدة للحث على الصدمة النزفية عن طريق سحب الدم في الخنازير التي تسترشد الهيموديناميكا والأوكسجين الدماغي الدورة الدموية الدقيقة.

الملخص

وتصنف الصدمة النزفية بين الأسباب الرئيسية للوفاة المتصلة بالإصابات الشديدة. يمكن أن يؤدي فقدان حجم الدورة الدموية وناقلات الأكسجين إلى عدم كفاية إمدادات الأكسجين وفشل الجهاز الذي لا رجعة فيه. الدماغ يمارس قدرات التعويض محدودة فقط، وهو على وجه الخصوص في خطر كبير من الأضرار الشديدة نقص الأكسجة. يوضح هذا المقال الحث القابل للاستنساخ من الصدمة النزفية التي تهدد الحياة في نموذج porcine عن طريق سحب الدم المحسوب. نحن الحث صدمة titrate تسترشد التحليل الطيفي الأشعة تحت الحمراء القريبة والرصد الهيمودينامي الموسعة لعرض فشل الدورة الدموية النظامية، فضلا عن استنفاد الأكسجين الدورة الدموية الدماغية. وبالمقارنة مع النماذج المماثلة التي تركز في المقام الأول على أحجام إزالة محددة مسبقاً للتحريض على الصدمات، يسلط هذا النهج الضوء على المعايرة بالمعايرة عن طريق الفشل الناتج في دوران الاقتصاد الكلي والميكرو.

المقدمة

فقدان الدم الهائل هو من بين الأسبابالرئيسية للوفيات المرتبطة بالإصابات 1،2،3. يؤدي فقدان السوائل الدورة الدموية وناقلات الأكسجين إلى فشل الهيمودينامي ونقص الأكسجين الحاد ويمكن أن يسبب فشل الجهاز والوفاة التي لا رجعة فيها. يتأثر مستوى شدة الصدمة بعوامل إضافية مثل انخفاض حرارة الجسم، اعتلال التخثر، والحماض4. ولا سيما الدماغ، ولكن أيضا الكلى تفتقر إلى القدرة على التعويض بسبب ارتفاع الطلب على الأكسجين وعدم القدرة على توليد الطاقة اللاهوائية كافية5،6. لأغراض علاجية، والعمل السريع والفوري أمر محوري. في الممارسة السريرية، إنعاش السوائل مع حل بالكهرباء متوازن هو الخيار الأول للعلاج، تليها إدارة مركزات خلايا الدم الحمراء والبلازما المجمدة الطازجة. مركزات ثرومبوليس، الكاتيكولامينات، وتحسين تخثر الدم وحالة قاعدة الحمض دعم العلاج لاستعادة الظروف الفسيولوجية الطبيعية بعد الصدمة المستمرة. ويركز هذا المفهوم على استعادة ديناميكا الهيمودينامية والدوران الكلي. ومع ذلك، تبين عدة دراسات أن التسريب الدورة الدموية الدقيقة لا يتعافى في وقت واحد مع الدورة الدموية الكلية. خاصة، لا يزال التسريب الدماغي ضعيفًاوقد يحدث المزيد من نقص الأكسجين 7،8.

ويتيح استخدام النماذج الحيوانية للعلماء وضع استراتيجيات جديدة أو تجريبية. والتشريح المماثل، وعلم الأوسمة، وعلم وظائف الأعضاء للخنازير والبشر تمكن من استخلاص استنتاجات بشأن عوامل مرضية محددة. كلا النوعين لديها نظام التمثيل الغذائي مماثلة والاستجابة للعلاجات الدوائية. هذا هو ميزة كبيرة بالمقارنة مع النماذج الحيوانية الصغيرة حيث الاختلافات في حجم الدم، وديناميكا الدم، وعلم وظائف الأعضاء عموما تجعل من المستحيل تقريبا لتقليد السيناريو السريري9. وعلاوة على ذلك، يمكن استخدام المعدات الطبية والمواد الاستهلاكية المأذون بها بسهولة في نماذج البورسيني. بالإضافة إلى ذلك، فمن السهل الحصول على الخنازير من الموردين التجاريين، مما يسمح بتنوع كبير من علم الوراثة والأنماط الظاهرية وخفض التكلفة10. نموذج سحب الدم عن طريق تعليب الأوعية هو شائع جدا11،12،13،14،15.

في هذه الدراسة، نقوم بتوسيع مفهوم تحريض الصدمة النزفية عن طريق سحب الدم الشرياني مع المعايرة الدقيقة للفشل الهيمودينامي وضعف الأكسجين الدماغي. يتم تحقيق الصدمة النزفية إذا انخفض مؤشر القلب ومتوسط الضغط الشرياني أقل من 40٪ من قيمة خطالأساس، والتي ثبت أنها تسبب تدهورا كبيرا في تشبع الأكسجين الإقليمي الدماغي 8. يتم استخدام قياس إخراج القلب (PiCCO) لـ "النبض الانسيابي" (PiCCO) للرصد المستمر للهيمودينامي. أولا، يجب معايرة النظام عن طريق التمدد الحراري عبر الرئة، والتي تمكن من حساب مؤشر القلب لمحتوى مياه الرئة خارج الأوعية الدموية وحجم نهاية الانبساطي العالمي. في وقت لاحق، يتم حساب مؤشر القلب المستمر عن طريق تحليل محيط النبض، كما يوفر معلمات التحميل المسبق الديناميكية مثل ضغط النبض وتباين حجم السكتة الدماغية.

هذه التقنية راسخة في البيئات السريرية والتجريبية. التحليل الطيفي القريب من الأشعة تحت الحمراء (NIRS) هو طريقة تم إنشاؤها سريرياً وتجريبياً لرصد التغيرات في إمدادات الأكسجين الدماغي في الوقت الحقيقي. يتم إرفاق أجهزة الاستشعار ذاتية الالتزام إلى الجبين الأيسر والأيمن وحساب الأوكسجين الدماغي غير الغازية في القشرة الأمامية الدماغية. يتم انبعاث موجة من ضوء الأشعة تحت الحمراء (700 و 900 نانومتر) وكشفها من قبل أجهزة الاستشعار بعد أن تنعكس من أنسجة القشرة. لتقييم محتوى الأكسجين الدماغي، يتم حساب مساهمات الدم الشرياني والوريدي في العلاقات 1:3 ويتم تحديثها في فترات 5 ق. الحساسية في عمق 1-4 سم هو تناقص الأسي وتتأثر الأنسجة توغلت (على سبيل المثال، الجلد والعظام)، على الرغم من أن الجمجمة شفافة لضوء الأشعة تحت الحمراء. هذه التقنية تسهل الإجراءات العلاجية السريعة لمنع المرضى من النتائج السلبية مثل الهذيان أو الإصابة الدماغية تحت الأكسجة وتعمل كمعلمة الهدف في حالة ضعف الناتج القلبي16،17. الجمع بين كلا الأسلوبين أثناء الصدمة التجريبية تمكن من معايرة الدقيق للدوران الكلي، فضلا عن ضعف الدورة الدموية المجهرية الدماغية، لدراسة هذا الحدث الذي يهدد الحياة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وقد وافقت لجنة الدولة والمؤسسات لرعاية الحيوانات على التجارب في هذا البروتوكول (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Germany; الرئيسة: الدكتورة سيلفيا إيش - وولف؛ الرقم المرجعي: 23 177-07/G 14-1-084؛ 02.02.2015) وقد أجريت التجارب وفقا للمبادئ التوجيهية للإبلاغ عن البحوث الحيوانية من التجارب في الجسم الحي (ARRIVE). وقد تم التخطيط للدراسة وإجرائها في الفترة ما بين نوفمبر/تشرين الثاني 2015 ومارس/آذار 2016. بعد أبحاث الأدب الموسعة، تم اختيار نموذج الخنزير كنموذج راسخ للصدمة النزفية. تم تضمين سبعة خنازير ذكرية(Sus scrofa domestica)بوزن متوسط قدره 28 ± 2 كجم وعمر 2-3 أشهر في البروتوكول. وتولى رعاية الحيوانات مربي محلي أوصت به لجنة الدولة والمؤسسات لرعاية الحيوانات. تم الاحتفاظ الحيوانات في بيئتها المعروفة لأطول فترة ممكنة للحد من الإجهاد. تم رفض الغذاء، ولكن ليس الماء 6 ح قبل الموعد المقرر للتجربة، للحد من خطر الطموح. يتم عرض دورة وقت التمثيل في الشكل 1.

1. التخدير، التنبيب، والتهوية الميكانيكية

  1. الخنازير مخدر مع حقن مجتمعة من الكيتامين (4 ملغ · كغ-1)وأزابيروني (8 ملغ · كغ-1)في الرقبة أو العضلات الغلوتين مع إبرة للحقن العضلي (1.2 مم). تأكد من أن الحيوانات تبقى مستقرة حتى التدسيد في مجموعات.
    تحذير: القفازات ضرورية للغاية عند التعامل مع الحيوانات.
  2. نقل الحيوانات مخدر إلى المختبر.
    ملاحظة: الحيوانات تغفو بعمق ولا تستيقظ أثناء المناولة العادية، مثل عندما يتم رفعها إلى قفص النقل. في هذا الإعداد، كان وقت النقل حوالي 20 دقيقة مع شاحنة خاصة لنقل الحيوانات.
  3. مراقبة تشبع الأكسجين المحيطي(SpO 2) مع جهاز استشعار مقطعة إلى ذيل الخنزير أو الأذن مباشرة بعد الوصول.
  4. قم بتطهير البشرة بصبغة التطهير عديمة اللون وانتظر لمدة 3 دقائق قبل إدخال قسطرة الوريد المحيطي (1.2 مم) في وصاير الأذن. ثم، والحث على التخدير عن طريق الحقن الوريدي من الفنتانيل (4 μg·kg-1)وبروبوفول (3 ملغ · كجم-1).
  5. عندما تكون جميع ردود الفعل غائبة وتنتهي صلاحية التنفس العفوي، ضع الخنازير في وضع السوبين على نقالة وأصلحها بالضمادات.
    ملاحظة: مستويات كافية من التخدير يجب أن تؤكد من قبل باحث من ذوي الخبرة من خلال عدم وجود رد فعل الجفن وردود الفعل الأخرى للمحفزات الخارجية.
  6. بدء التهوية غير الغازية على الفور مع قناع تهوية الكلب (حجم 2). استخدم معلمات التهوية التالية: كسر الأكسجينالانطسي (FiO 2) = 1.0; معدل الجهاز التنفسي = 14-16 دقيقة-1؛ ذروة الضغط الانطابي <20 سم H2O, الضغط الإيجابي في نهاية الصلاحية (PEEP) = 5 سم H2O.
  7. الحفاظ على التخدير عن طريق ضخ مستمر من الفنتانيل (0.1-0.2 μg·kg-1·h-1) وبروبوفول (8-12 ملغ·kg-1·h-1) وبدء ضخ محلول بالكهرباء متوازن (5 مل · كجم-1·h-1).
  8. تسهيل التنبيب داخل الرغامى عن طريق تطبيق مرخي العضلات (atracurium 0.5 mg·kg-1).
  9. تأمين مجرى الهواء عن طريق التنبيب مع أنبوب الرغامى المشترك (ID 6-7) وتقديمه. استخدام منظار الحنجرة الشائعة مع شفرة ماكنتوش (حجم 4). شخصان يسهلان الإجراء.
    1. الشخص 1: إصلاح اللسان في الخارج مع قطعة من الأنسجة وفتح مع وضع منحن مع اليد الأخرى.
    2. الشخص 2: إجراء تنظير الحنجرة.
    3. الشخص 2: عندما يأتي في عرض epiglottis، نقل منظار الحنجرة ventrally. رفع epiglottis وتأكد من أن الحبال الصوتية مرئية.
      ملاحظة: إذا كان epiglottis لا تتحرك dorsally، فإنه العصي على الحنك لينة ويمكن تعبئتها من طرف الأنبوب. بدلا من ذلك، يمكن استخدام شفرة مع حجم آخر (3 أو 5) أو نوع (شفرة ميلر).
  10. نقل الأنبوب بعناية من خلال الحبال الصوتية.
    ملاحظة: أضيق نقطة في القصبة الهوائية ليست على مستوى الحبال الصوتية ولكن subglottic. إذا كان إدخال الأنبوب غير ممكن، حاول تدوير الأنبوب أو استخدام أنبوب أصغر.
  11. سحب مقدّم للخروج من الأنبوب، واستخدام حقنة 10 مل لمنع الكفة مع 10 مل من الهواء، والسيطرة على ضغط الكفة مع مدير الكفة (30 سم H2O).
  12. بدء التهوية الميكانيكية بعد توصيل الأنبوب إلى جهاز التنفس الصناعي (PEEP = 5 سم H2O؛ حجم المد والجزر = 8 مل · كجم-1؛ فيو2 = 0.4; نسبة الإلهام إلى انتهاء الصلاحية = 1:2؛ معدل الجهاز التنفسي = متغير لتحقيق ثاني أكسيد الكربون نهاية المد والجزر2 من <6 كيلوباسكال).
    ملاحظة: تجنب تقلبات ثاني أكسيد الكربون2 لتقليل أي آثار تنفسية على التسريب الدماغي.
  13. تأكد من أن موقف الأنبوب صحيح عن طريق الزفير المنتظم والدوري من CO2 عن طريق التصوير بالكبينة، والتحقق من التهوية على الوجهين من خلال التبذير.
    ملاحظة: إذا تم وضع الأنبوب بشكل غير صحيح، فإن تضخم الهواء في المعدة يشكل بسرعة انتفاخًا مرئيًا في جدار البطن، حتى قبل تثبيت الكبناغرافيا. في هذه الحالة ، فإن استبدال الأنبوب وإدخال أنبوب المعدة ضروريان للغاية.
  14. مع شخصين، ضع أنبوب المعدة في المعدة لتجنب الجزر والقيء.
    1. الشخص 1: إصلاح اللسان في الخارج مع قطعة من الأنسجة وفتح مع وضع منحن مع اليد الأخرى.
    2. الشخص 2: إجراء تنظير الحنجرة من الحنجرة porcine.
    3. الشخص 2: تصور المريء.
    4. الشخص 2: دفع أنبوب المعدة داخل المريء مع زوج من الملقط ماجيل حتى يتم استنزاف السائل المعدة.
      ملاحظة: في بعض الأحيان، التصور ليس سهلا. في هذه الحالة، نقل dorsally منظار الحنجرة إلى الأنبوب ودفعها ventrally لفتح المريء. خلال الإجراء ، يتم تغطية جسم الحيوان بالبطانيات لتجنب انخفاض حرارة الجسم. إذا انخفضت درجة حرارة جسم الحيوان، استخدم نظام التدفئة لتثبيت درجة الحرارة على المستوى الفسيولوجي (انظر جدولالمواد). يتم عرض درجة حرارة الجسم على شاشة PiCCO.

2. الأجهزة

  1. استخدام الضمادات لسحب الساقين الخلفيتين لتنعيم طيات في منطقة الفخذ لقسطرة السفينة.
  2. إعداد المواد التالية: حقنة واحدة 5 مل، حقنة واحدة 10 مل، حقنة واحدة 50 مل، إبرة واحدة Seldinger، غمد إدخال (2 مم، 2.7 ملم، 2.7 مم)، أسلاك إرشادية للأغلفة، قسطرة وريدي مركزي مع ثلاثة موانئ (2.3 مم، 30 سم) مع guidewire، وPiCCO القسطرة (1.67 مم، 20 سم).
  3. تطهير المنطقة الأربية مع التطهير الملونة، والانتظار لمدة 2 دقيقة، ومسح التطهير قبالة مع الأنسجة المعقمة. كرر هذا الإجراء 3x. بعد المرة الثالثة، لا تقم بإزالة التطهير.
  4. املأ جميع القسطرة بالحلول المالحة.
  5. تطبيق هلام الموجات فوق الصوتية على التحقيق الموجات فوق الصوتية. تغطية المنطقة الأربية مع الستائر المعقمة fenestrated وتفحص الأوعية الفخذ ية الحق مع الموجات فوق الصوتية. استخدام تقنية دوبلر للتمييز بين الشريان والوريد18.
  6. الدم الأحمر الساطع النابض يؤكد موضع الإبرة الطموحة. افصل الحقنة وأدخل السلك الإرشادي في الشريان الفخذي الأيمن.
  7. تصور المحور الطولي من الوريد الفخذي الأيمن وإدراج إبرة Seldinger تحت الطموح الدائم مع حقنة 5 مل.
  8. يستنشق الدم الوريدي الأحمر الداكن غير النابض.
  9. تصور الشريان الفخذي الأيمن محوريًا والتبديل إلى منظر طولي للشريان عن طريق تدوير المسبار 90 درجة.
  10. ثقب الشريان الفخذي الأيمن تحت التصور بالموجات فوق الصوتية مع إبرة Seldinger تحت الطموح الدائم مع حقنة 5 مل.
    ملاحظة:     ترتبط تقنية Seldinger الموجهة بالموجات فوق الصوتية مع انخفاض كبير في فقدان الدم، وصدمة الأنسجة، واستهلاك الوقت من الطرق الأخرى للوصول إلى الأوعية الدموية19،20.
    1. إذا كان لا يمكن تحديد الموضع الصحيح للإبرة في الأوعية المختلفة على وجه اليقين، خذ تحقيقات الدم وتحليل محتوى غاز الدم مع محلل غاز الدم (انظر جدولالمواد). ارتفاع مستوى الأكسجين هو علامة جيدة على الدم الشرياني، وانخفاض مستوى الأكسجين هو علامة على الدم الوريدي.
  11. أدخل الأسلاك الإرشادية للقسطرة الوريدية المركزية في الوريد الفخذي الأيمن بعد فصل الحقنة وسحب إبرة Seldinger.
  12. تصور كل من الأوعية اليمنى مع الموجات فوق الصوتية للسيطرة على موقف الأسلاك الصحيحة.
  13. دفع غمد إدخال الشرياني (2 ملم) فوق guidewire في الشريان الأيمن وتأمين الموقف مع شفط الدم.
  14. استخدام تقنية Seldinger لوضع الخط الوريدي المركزي في الوريد الفخذي الأيمن. قم بإستنسخ جميع المنافذ واغسلها بمحلول ملحي.
  15. تنفيذ نفس الإجراء على الجانب الأربي الأيسر لإدراج غمد إدخال أخرى في تقنية Seldinger في الشريان الفخذي الأيسر (2.7 مم) والوريد الفخذي (2.7 مم).
  16. قم بتوصيل غمد إدخال الشرياني الأيمن والقسطرة الوريدية المركزية مع نظامين محول لقياس ديناميكا الدم الغازية، ووضع كل من محولات على مستوى القلب للحصول على القيم المناسبة.
  17. قم بتبديل المحولات الثلاثية للمحولات المفتوحة على الغلاف الجوي لمعايرة الأنظمة إلى 0 كما هو منصوص عليه في تعليمات التشغيل.
    ملاحظة: فمن الضروري للغاية لتجنب أي فقاعات الهواء وبقع الدم في النظم لتوليد قيم معقولة.
  18. تبديل جميع التسريبات للحفاظ على التخدير من الوريد المحيطي إلى الخط الوريدي المركزي.
  19. خذ قيم الأساس (ديناميكا الهيمو، قياس التنفس، NIRS (انظر القسم 4) وPiCCO (انظر القسم 3) بعد 15 دقيقة من الاسترداد.
  20. بدء الصدمة النزفية (انظر القسم 5).

3. قياس PiCCO

ملاحظة: للاطلاع على معدات PiCCO، راجع جدول المواد.

  1. أدخل قسطرة PiCCO في غمد إدخال الشرياني الأيمن.
    ملاحظة: في الطب السريري، يتم وضع قسطرة PiCCO مباشرة بواسطة تقنية Seldinger. ومع ذلك، وضع عن طريق غمد مقدّم ممكن أيضا.
  2. قم بتوصيل القسطرة بالأسلاك الشريانية لنظام PiCCO ومحول الشرايين مباشرة مع منفذ PiCCO. ثم إعادة معايرة كما هو موضح في الخطوة 2.17.
  3. قم بتوصيل وحدة القياس الوريدية لنظام PiCCO بغمد الإدخال الوريدي الأيسر.
    ملاحظة: من الضروري ربط المسبارات الوريدية والشريانية على مسافة من بعضها البعض. وإلا، سيتم إزعاج القياس، لأن تطبيق محلول ملحي بارد في النظام الوريدي سيؤثر على القياس الشرياني. لمزيد من التفاصيل حول PiCCO، انظر ماير وسوتنر21.
  4. قم بتشغيل نظام PiCCO وتأكد من قياس مريض جديد.
  5. أدخل حجم الحيوان ووزنه والتبديل في الفئة إلى البالغين.
  6. أدخل اسم البروتوكول ومعرفه وأدخل Exit.
  7. تعيين حجم الحقن إلى 10 مل.
    ملاحظة: حجم محلول الحقن المختار يمكن أن تكون متنوعة. وحدة تخزين أعلى تجعل القيم المقاسة أكثر صلاحية. اختيار حجم صغير لتجنب أي آثار hemodilution من خلال التطبيق المتكرر.
  8. أدخل الضغط الوريدي المركزي.
  9. فتح stopcock ثلاثي ة إلى الغلاف الجوي، انقر على صفر لمعايرة النظام، وانقر على الخروج.
  10. معايرة قياس إخراج القلب المستمر كما هو موضح بعد ذلك وانقر على TD (Thermodilution). إعداد محلول ملحي الفسيولوجية مع درجة حرارة 4 درجة مئوية في حقنة 10 مل وانقر على ابدأ.
  11. حقن 10 مل من محلول ملحي الباردة بسرعة وثبات في وحدة قياس الوريديوالانتظار حتى يتم الانتهاء من القياس ويطلب النظام التكرار.
  12. كرر هذا الإجراء حتى يتم إكمال ثلاثة قياسات.
  13. دع النظام يحسب متوسط جميع المعلمات وانقر على إنهاء.
  14. بعد المعايرة الكاملة، ابدأ القياس على الفور. لمراقبة الحث على الصدمة، ركز على مؤشر القلب المعلمة المشتقة من PiCCO.

4. تشبع الأكسجين الإقليمي الدماغي

ملاحظة: للاطلاع على المعدات اللازمة لمراقبة الأوكسجين الإقليمي الدماغي، انظر جدولالمواد.

  1. حلاقة جبين الخنزير مع الحلاقة المتاح والماء وعصا اثنين من أجهزة الاستشعار الذاتي الالتزام (انظر جدولالمواد) لNIRS على جبين الخنزير.
  2. قم بتوصيل مكبر الصوت المسبق بالشاشة وقم بتوصيل موصلات كابل الاستشعار بالألوان المرمزة بمكبر الصوت المسبق.
  3. أغلق آلية قفل preamp وإرفاق أجهزة الاستشعار إلى كابلات الاستشعار.
    ملاحظة: لتسجيل البيانات في الوقت الحقيقي، يجب توصيل محرك أقراص USB محمول بشاشة NIRS.
  4. قم بتشغيل الشاشة، وانقر على مريضجديد، وأدخل اسم الدراسة، وانقر على تم.
  5. تحقق من الإشارة الواردة. عندما تكون الإشارة مستقرة، انقر على قائمة الأساس وانقر على تعيين خطوط الأساس. إذا تم بالفعل إدخال الأساس، فتأكد من الأساس الجديد بالنقر فوق نعم وانقر فوق علامة الحدث.
  6. اختيار الحدث مع أزرار الأسهم على لوحة المفاتيح ومع الحدث التالي; حدد الحدث 3 التعريفي واضغط على تحديد الحدث.
    ملاحظة: إذا كان الأمر ضرورياً للمزيد من المعلومات، راجع دليل تشغيل نظام تقرير الجرد الوطني22.

5. الحث على الصدمة النزفية

  1. ربط غمد إدخال اليسار مع stopcock شجرة الطريق. ربط منفذ واحد من stopcock ثلاثي ة مع حقنة 50 مل واحد مع زجاجة ضخ فارغة.
    ملاحظة: وبدلاً من ذلك، يمكن جمع الدم المسحوب في أكياس مُصنَّفة لنقل الدم التلقائي في وقت لاحق. هذا هو ميزة رئيسية من سحب الدم التي تسيطر عليها.
  2. قياس وتوثيق المعلمات الهيمودينامية الدقيقة وحساب 40٪ من مؤشر القلب ومتوسط الضغط الشرياني كأهداف الهيموديناميكا. تعيين الحدث 93 فقدان الدم في نظام NIRS كما هو موضح في الخطوة 4.6.
    ملاحظة: يتم تحقيق الصدمة النزفية إذا انخفض مؤشر القلب ومتوسط الضغط الشرياني أقل من 40٪ من قيمة خط الأساس. انخفاض كبير في تشبع الأكسجينالإقليمي الدماغي (crSO 2) بنسبة 20% هو الأفضل لتصوير ضعف الدورة الدموية الدقيقة. متوسط فقدان الدم لتحقيق هذا يكمن في نطاق 25-35 مل · كجم-1.
  3. يستنشق 50 مل من الدم في الحقنة وتبديل التوقّف الثلاثي. دفع الدم في زجاجة فارغة.
  4. لاحظ حجم الدم الذي تمت إزالته.
  5. مراقبة ضغط الدم الشرياني، ومؤشر القلب، وCRSO2 عن كثب. كرر سحب الدم حتى يتم تحقيق ضغط الدم المستهدف ومؤشر القلب (بعد 20-30 دقيقة).
  6. تعيين الحدث 97 انخفاض ضغط الدم في جهاز NIRS كما هو موضح في الخطوة 4.6.
    ملاحظة: لا تسحب الدم بسرعة كبيرة، لأن هذا ينطوي على خطر الفشل الفوري في الدورة الدموية القلبية. بعد الانتهاء من إجراء الحث على الصدمة ، يمكن استخدام الحيوانات لمختلف التدخلات العلاجية.

6. نهاية التجربة والقتل الرحيم

  1. حقن 0.5 ملغ من الفنتانيل في خط الوريد المركزي والانتظار لمدة 5 دقائق.
  2. حقن 200 ملغ من البروبوفول في الخط الوريدي المركزي والقتل الرحيم للالحيوان مع 40 مليمول كلوريد البوتاسيوم.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

بعد بدء الحث الصدمة، يمكن تسجيل وقت قصير من التعويض. مع إزالة الدم المستمر، وتعويض القلب الدورة الدموية المذكورة أعلاه، كما رصدت من قبل انخفاض كبير من CRSO2،ومؤشر القلب، ومؤشر حجم الدم داخل الصدر، ومؤشر حجم نهاية الانبساطي العالمي (الشكل2 ، والشكل 3، والشكل 4)، يحدث. وعلاوة على ذلك، لوحظ عدم انتظام دقات القلب كبيرة وانخفاض ضغطالدم الشرياني كمظاهر شائعة للصدمة ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يصف البروتوكول طريقة واحدة للتحفيز على الصدمة النزفية عن طريق النزيف الشرياني الخاضع للرقابة في الخنازير التي تسترشد بديناميكا الهيمودينامية الجهازية، وكذلك بضعف الدورة الدموية المجهرية الدماغية. وقد تحققت ظروف الصدمة عن طريق سحب الدم المحسوب من 25-35 مل كجم-1 وأكدها مركب المذكورة من المعلمات البديلة مما يدل على فشل كبير في الدورة الدموية القلب. إذا لم يعالج، كان هذا الإجراء قاتلة في غضون 2 ساعة في 66٪ من الحيوانات، مما يؤكد على شدة واستنساخ النموذج. من ناحية أخرى، أعاد إنعاش السوائل الكافية استقرار الدورة الد...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

تم توفير جهاز NIRS دون قيد أو شرط من قبل Medtronic PLC، الولايات المتحدة الأمريكية، لأغراض البحث التجريبي. حصل ألكسندر زيبارت، أندرياس غارسيا باردون، وإريك ك. هارتمان على أتعاب مدرب لدورات تدريب الأطباء من شركة ميدترونيكس بي إل سي. ولم يبلغ أي من المؤلفين عن تضارب المصالح المالية أو غيرها من أشكال تضارب المصالح.

شكر وتقدير

ويرغب أصحاب البلاغ في شكر داغمار ديرفونسكي على دعمها التقني الممتاز.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
3-way-stopcock أزرقBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg ، السويد394602إدارة الأدوية
3-way-way-stopcock redBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg ، السويد394605إدارة الأدوية / تحريض الصدمات
AtracuriumHikma Pharma GmbH ، MartinsriedAM03AC04 *كانولا التخدير
20 جمBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain301300الوصول إلى الأوعية
الدموية Datex Ohmeda S5GE Healthcare Finland Oy, Helsinki,Finland-Hemodynamic Monitor
Desinfection Schü lke & Mayr GmbH, ألمانيا104802Desinfection 
هايدلبرغر فيرل & أومل; Ngerung 75CMFresenius Kabi Deutschland GmbH2873112  إدارة الدواء / تحريض الصدمة
INVOS 5100C CerebralMedtronic PLC ، الولايات المتحدة الأمريكية-Monitore للأكسجين الإقليمي الدماغي   ؛
INVOS Brain / Somatic Oxiametry Adult SensorsMedtronic PLC ، الولايات المتحدة الأمريكية20884521211152مراقبة الأكسجين الإقليمي الدماغي   ؛
أنبوب القصبة الهوائيةTeleflex Medical Sdn. دينار بحريني ، ماليزيا112482التنبيب
أنبوب القصبة الهوائية مقدمة  ؛ Wirutec GmbH ، Sulzbach ، ألمانيا5033062Intubation
Engströ. m CarestationGE Heathcare ، MadisonUSA-Ventilator
FentanylJanssen-Cilag GmbH ، NeussAA0014 *
قفازاتPaul Hartmann ، هايدنهايم ، ألمانيا9422131
الذاتية Incetomat-line 150 سمFresenius ، Kabi GmbH ، باد هومبورغ ، ألمانيا9004112إدارة الأدوية
كيتامينهاملن Pharmaceuticals GmbH ، Zofingen ، SchweizAN01AX03 *Sendation
LaryngoscopeTeleflex Medical Sdn. Bhd ، ماليزيا671067-000020المنطقي للتنبيب
Smith- Medical GmbH ،   ؛ مينيابوليس ، الولايات المتحدة الأمريكيةMX9606شاشة هيموديناميكية
Logicath 7 Fr 3-lumen 30 سمSmith- Medical GmbH ،   ؛ مينيابوليس ، الولايات المتحدة الأمريكيةMXA233x30x70-Eالوصول إلى الأوعية الدموية / إدارة الأدوية
Masimo Radical 7Masimo Corporation ، إيرفين ، الولايات المتحدة الأمريكية-مراقبة ديناميكية
الدم لتهويةهنري شاين ، ميلفيل ، الولايات المتحدة الأمريكية730-246التهوية
حقنة Perfusor الأصلية 50 مل Luer LockB.Braun Melsungen AG ، Melsungen ، ألمانيا8728810Fإدارة المخدرات
PICCO التخفيف الحراري. F5 / 20CM EW MAQUET Cardiovascular GmbH ، راستات ، ألمانياPV2015L20-A & nbsp ؛شاشة هيموديناميكية
مجموعة مقدمة غمد عن طريق الجلد 8,5 و 9 فرن ، 10 سم مع صمام إرقاء متكامل / ميناءجانبي شركة Arrow international inc. ، Reading ، الولايات المتحدة الأمريكيةAK-07903الوصول إلى الأوعية الدموية / تحريض الصدمات
Perfusor FM BraunB.Braun Melsungen AG ، Melsungen ، ألمانيا8713820إدارة الأدوية
كلوريد البوتاسيومFresenius ، Kabi GmbH ، باد هومبورغ ، ألمانيا6178549القتل الرحيم
Propofol 2٪Fresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Germany  AN01AX10 *التخدير
  ؛ النتاج القلبي المحيطي النبضي (PiCCO2< / sub>) أنظمة النبض الطبية ، فيلدكيرشن ، ألمانيا- شاشة هيموديناميكية
Sonosite Micromaxx UltrasoundsystemFujifilm ، Sonosite Bothell ، Bothell ، الولايات المتحدة الأمريكية   ؛-الوصول إلى الأوعية
الدموية غير القابل للصدأ ماكنتوش مقاس 4Teleflex Medical Sdn. دينار بحريني ، بيراك ،   ؛ ماليزيا670000التنبيب
SterofundinB.Braun Melsungen AG ، Melsungen ، ألمانياAB05BB01 *ضخ المنحل بالكهرباء المتوازن
Stresnil 40 مجم / مل & nbsp ؛  Lilly Germany GmbH ، فيسبادن ، ألمانياQN05AD90التخدير
10 ملBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga ، إسبانيا309110حقنة إدارة الأدوية
2 ملBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga ، إسبانيا300928حقنة إدارة المخدرات
20 ملBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga ، إسبانيا300296المخدرات حقنة الإدارة
5 ملBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga ، إسبانيا309050إدارة الدواء
القسطرة الوريدية 22 GB.Braun Melsungen AG ، Melsungen ، ألمانيا4269110S-01الوصول إلى الأوعية
* ATC:   ؛ الكيميائية العلاجية التشريحية / تصنيف الجرعة اليومية المحددة 
التخدير الحماية نظام مراقبة الضغط قناع حقنة الدموية

المراجع

  1. Kutcher, M. E., et al. A paradigm shift in trauma resuscitation: evaluation of evolving massive transfusion practices. JAMA Surgery. 148 (9), 834-840 (2013).
  2. Allen, B. S., Ko, Y., Buckberg, G. D., Sakhai, S., Tan, Z. Studies of isolated global brain ischaemia: I. A new large animal model of global brain ischaemia and its baseline perfusion studies. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 41 (5), 1138-1146 (2012).
  3. Noll, E., et al. Comparative analysis of resuscitation using human serum albumin and crystalloids or 130/0.4 hydroxyethyl starch and crystalloids on skeletal muscle metabolic profile during experimental haemorrhagic shock in swine: A randomised experimental study. European Journal of Anaesthesiology. 34 (2), 89-97 (2017).
  4. Tisherman, S. A., Stein, D. M. ICU Management of Trauma Patients. Critical Care Medicine. , (2018).
  5. Nielsen, T. K., Hvas, C. L., Dobson, G. P., Tonnesen, E., Granfeldt, A. Pulmonary function after hemorrhagic shock and resuscitation in a porcine model. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 58 (8), 1015-1024 (2014).
  6. Bogert, J. N., Harvin, J. A., Cotton, B. A. Damage Control Resuscitation. Journal of Intensive Care Medicine. 31 (3), 177-186 (2016).
  7. Gruartmoner, G., Mesquida, J., Ince, C. Fluid therapy and the hypovolemic microcirculation. Current Opinion in Critical Care. 21 (4), 276-284 (2015).
  8. Ziebart, A., et al. Effect of gelatin-polysuccinat on cerebral oxygenation and microcirculation in a porcine haemorrhagic shock model. Scandinavian Journal Trauma Resuscitation Emergency Medicin. 26 (1), 15(2018).
  9. Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clinical Applications. 8 (9-10), 715-731 (2014).
  10. Alosh, H., Ramirez, A., Mink, R. The correlation between brain near-infrared spectroscopy and cerebral blood flow in piglets with intracranial hypertension. Journal of Applied Physiology. 121 (1985), 255-260 (2016).
  11. Hartmann, E. K., et al. Ventilation/perfusion ratios measured by multiple inert gas elimination during experimental cardiopulmonary resuscitation. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 58 (8), 1032-1039 (2014).
  12. Hartmann, E. K., Duenges, B., Baumgardner, J. E., Markstaller, K., David, M. Correlation of thermodilution-derived extravascular lung water and ventilation/perfusion-compartments in a porcine model. Intensive Care Medicine. 39 (7), 1313-1317 (2013).
  13. Hartmann, E. K., et al. An inhaled tumor necrosis factor-alpha-derived TIP peptide improves the pulmonary function in experimental lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 57 (3), 334-341 (2013).
  14. Ortiz, A. L., et al. The influence of Ringer's lactate or HES 130/0.4 administration on the integrity of the small intestinal mucosa in a pig hemorrhagic shock model under general anesthesia. Journal of the Veterinary Emergency and Critical. 27 (1), 96-107 (2017).
  15. Ziebart, A., et al. Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs. Respiratory Research. 15, 101(2014).
  16. Hoffman, G. M., et al. Postoperative Cerebral and Somatic Near-Infrared Spectroscopy Saturations and Outcome in Hypoplastic Left Heart Syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 103 (5), 1527-1535 (2017).
  17. Hickok, R. L., Spaeder, M. C., Berger, J. T., Schuette, J. J., Klugman, D. Postoperative Abdominal NIRS Values Predict Low Cardiac Output Syndrome in Neonates. World Journal for Pediatric and Congenital Heart Surgery. 7 (2), 180-184 (2016).
  18. Weiner, M. M., Geldard, P., Mittnacht, A. J. Ultrasound-guided vascular access: a comprehensive review. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 27 (2), 345-360 (2013).
  19. Kumar, A., Chuan, A. Ultrasound guided vascular access: efficacy and safety. Best Practice & Research: Clinical Anaesthesiology. 23 (3), 299-311 (2009).
  20. Lamperti, M., et al. International evidence-based recommendations on ultrasound-guided vascular access. Intensive Care Medicine. 38 (7), 1105-1117 (2012).
  21. Mayer, J., Suttner, S. Cardiac output derived from arterial pressure waveform. Current Opinion in Anesthesiology. 22 (6), 804-808 (2009).
  22. Medtronic. Operations Manual INVOS ® System, Model 5100C. , http://www.wemed1.com/downloads/dl/file/id/7947/product/10495/manual_for_mo_s_5100c.pdf (2013).
  23. Wani, T. M., Rafiq, M., Akhter, N., AlGhamdi, F. S., Tobias, J. D. Upper airway in infants-a computed tomography-based analysis. Paediatric Anaesthesia. 27 (5), 501-505 (2017).
  24. Tuna Katircibasi, M., Gunes, H., Cagri Aykan, A., Aksu, E., Ozgul, S. Comparison of Ultrasound Guidance and Conventional Method for Common Femoral Artery Cannulation: A Prospective Study of 939 Patients. Acta Cardiologica Sinica. 34 (5), 394-398 (2018).
  25. Teeter, W. A., et al. Feasibility of basic transesophageal echocardiography in hemorrhagic shock: potential applications during resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). Cardiovascular Ultrasound. 16 (1), 12(2018).
  26. Kontouli, Z., et al. Resuscitation with centhaquin and 6% hydroxyethyl starch 130/0.4 improves survival in a swine model of hemorrhagic shock: a randomized experimental study. European Journal of Trauma and Emergency Surgery. , (2018).
  27. Nikolian, V. C., et al. Improvement of Blood-Brain Barrier Integrity in Traumatic Brain Injury and Hemorrhagic Shock Following Treatment With Valproic Acid and Fresh Frozen Plasma. Critical Care Medicine. 46 (1), e59-e66 (2018).
  28. Williams, T. K., et al. Endovascular variable aortic control (EVAC) versus resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) in a swine model of hemorrhage and ischemia reperfusion injury. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 85 (3), 519-526 (2018).
  29. Aly, S. A., et al. Cerebral tissue oxygenation index and lactate at 24 hours postoperative predict survival and neurodevelopmental outcome after neonatal cardiac surgery. Congenital Heart Disease. 12 (2), 188-195 (2017).
  30. Sorensen, H. Near infrared spectroscopy evaluated cerebral oxygenation during anesthesia. The Danish Medical Journal. 63 (12), (2016).
  31. Cem, A., et al. Efficacy of near-infrared spectrometry for monitoring the cerebral effects of severe dilutional anemia. Heart Surgery Forum. 17 (3), E154-E159 (2014).
  32. Edmonds, H. L. Jr, Ganzel, B. L., Austin, E. H. 3rd Cerebral oximetry for cardiac and vascular surgery. Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 8 (2), 147-166 (2004).
  33. Murkin, J. M., et al. Monitoring brain oxygen saturation during coronary bypass surgery: a randomized, prospective study. Anesthesia & Analgesia. 104 (1), 51-58 (2007).
  34. Hong, S. W., et al. Prediction of cognitive dysfunction and patients' outcome following valvular heart surgery and the role of cerebral oximetry. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (4), 560-565 (2008).
  35. Al Tayar, A., Abouelela, A., Mohiuddeen, K. Can the cerebral regional oxygen saturation be a perfusion parameter in shock? Journal of Critical Care. 38, 164-167 (2017).
  36. Torella, F., Cowley, R. D., Thorniley, M. S., McCollum, C. N. Regional tissue oxygenation during hemorrhage: can near infrared spectroscopy be used to monitor blood loss? Shock. 18 (5), 440-444 (2002).
  37. Yao, F. S., Tseng, C. C., Ho, C. Y., Levin, S. K., Illner, P. Cerebral oxygen desaturation is associated with early postoperative neuropsychological dysfunction in patients undergoing cardiac surgery. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 18 (5), 552-558 (2004).
  38. Slater, J. P., et al. Cerebral oxygen desaturation predicts cognitive decline and longer hospital stay after cardiac surgery. The Annals of Thoracic Surgery. 87 (1), 36-44 (2009).
  39. Brodt, J., Vladinov, G., Castillo-Pedraza, C., Cooper, L., Maratea, E. Changes in cerebral oxygen saturation during transcatheter aortic valve replacement. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 30 (5), 649-653 (2016).
  40. Yoshimura, A., et al. Altered cortical brain activity in end stage liver disease assessed by multi-channel near-infrared spectroscopy: Associations with delirium. Scintific Reports. 7 (1), 9258(2017).
  41. Douds, M. T., Straub, E. J., Kent, A. C., Bistrick, C. H., Sistino, J. J. A systematic review of cerebral oxygenation-monitoring devices in cardiac surgery. Perfusion. 29 (6), 545-552 (2014).
  42. Forman, E., et al. Noninvasive continuous cardiac output and cerebral perfusion monitoring in term infants with neonatal encephalopathy: assessment of feasibility and reliability. Pediatric Research. 82 (5), 789-795 (2017).
  43. Tweddell, J. S., Ghanayem, N. S., Hoffman, G. M. Pro: NIRS is " standard of care " for postoperative management. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 13 (1), 44-50 (2010).
  44. Lewis, C., Parulkar, S. D., Bebawy, J., Sherwani, S., Hogue, C. W. Cerebral Neuromonitoring During Cardiac Surgery: A Critical Appraisal With an Emphasis on Near-Infrared Spectroscopy. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 32 (5), 2313-2322 (2018).
  45. Thudium, M., Heinze, I., Ellerkmann, R. K., Hilbert, T. Cerebral Function and Perfusion during Cardiopulmonary Bypass: A Plea for a Multimodal Monitoring Approach. Heart Surgery Forum. 2 (1), E028-E035 (2018).
  46. Putzer, G., et al. Monitoring of brain oxygenation during hypothermic CPR - A prospective porcine study. Resuscitation. 104, 1-5 (2016).
  47. Weenink, R. P., et al. Detection of cerebral arterial gas embolism using regional cerebral oxygen saturation, quantitative electroencephalography, and brain oxygen tension in the swine. Journal of Neuroscience Methods. 228, 79-85 (2014).
  48. Mader, M. M., et al. Evaluation of a New Multiparameter Brain Probe for Simultaneous Measurement of Brain Tissue Oxygenation, Cerebral Blood Flow, Intracranial Pressure, and Brain Temperature in a Porcine Model. Neurocritical Care. , (2018).
  49. Mikkelsen, M. L. G., et al. The influence of norepinephrine and phenylephrine on cerebral perfusion and oxygenation during propofol-remifentanil and propofol-remifentanil-dexmedetomidine anaesthesia in piglets. Acta Veterinaria Scandinavica. 60 (1), 8(2018).
  50. Nelskyla, A., et al. The effect of 50% compared to 100% inspired oxygen fraction on brain oxygenation and post cardiac arrest mitochondrial function in experimental cardiac arrest. Resuscitation. 116, 1-7 (2017).
  51. Klein, K. U., et al. Intraoperative monitoring of cerebral microcirculation and oxygenation--a feasibility study using a novel photo-spectrometric laser-Doppler flowmetry. European Journal of Trauma and Emergency Surgery. 22 (1), 38-45 (2010).
  52. Ziebart, A., et al. Pulmonary effects of expiratory-assisted small-lumen ventilation during upper airway obstruction in pigs. Anaesthesia. 70 (10), 1171-1179 (2015).
  53. Reisz, J. A., et al. All animals are equal but some animals are more equal than others: Plasma lactate and succinate in hemorrhagic shock-A comparison in rodents, swine, nonhuman primates, and injured patients. The Journal of Trauma and Acute. 84 (3), 537-541 (2018).
  54. Smith, D. M., Newhouse, M., Naziruddin, B., Kresie, L. Blood groups and transfusions in pigs. Xenotransplantation. 13 (3), 186-194 (2006).
  55. Boysen, S. R., Caulkett, N. A., Brookfield, C. E., Warren, A., Pang, J. M. Splenectomy Versus Sham Splenectomy in a Swine Model of Controlled Hemorrhagic. Shock. 46 (4), 439-446 (2016).
  56. Wade, C. E., Hannon, J. P. Confounding factors in the hemorrhage of conscious swine: a retrospective study of physical restraint, splenectomy, and hyperthermia. Circulatory Shock. 24 (3), 175-182 (1988).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

الحث الموحد للصدمات النزفية مسترشداً بالقياس الأكسجة الدماغية والرصد الهيمودينامي الموسع في الخنازير
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.