مقالة منهجية

تحديد كثافة القناة الصفراوية في كبد الفأر

DOI:

10.3791/59587

⸱

أبريل 30, 2019

 , 
1Program in Developmental Biology, Baylor College of Medicine, 2Medical Scientist Training Program (MSTP), Baylor College of Medicine, 3Department of Molecular and Human Genetics, Baylor College of Medicine

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نقدم طريقة بسيطة وحساسة إلى حد ما لتحديد كمية دقيقة من كثافة القناة الصفراوية في كبد الماوس. ويمكن أن تساعد هذه الطريقة في تحديد آثار المعدلات الوراثية والبيئية وفعالية العلاجات المحتملة في نماذج الماوس من الأمراض الصفراوية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يستخدم الماوس على نطاق واسع ككائن حي نموذجي لدراسة الأمراض الصفراوية. لتقييم تطور ووظيفة النظام الصفراوية، يتم استخدام تقنيات مختلفة، بما في ذلك كيمياء المصل، والتحليل النسيجي، وتلطيخ المناعة لعلامات محددة. على الرغم من أن هذه التقنيات يمكن أن توفر معلومات هامة حول النظام الصفراوية، فإنها في كثير من الأحيان لا تقدم صورة كاملة من العيوب التنموية القناة الصفراوية (BD) في جميع أنحاء الكبد كله. ويرجع ذلك جزئيا إلى القدرة القوية لكبد الفأر على استنزاف الصفراء حتى في الحيوانات التي لديها ضعف كبير في التنمية الصفراوية. هنا نقدم طريقة بسيطة لحساب متوسط عدد BDs المرتبطة بكل الوريد المدخل (PV) في أقسام تغطي جميع فصوص الفئران متحولة / المعدلة وراثيا. في هذه الطريقة، يتم تركيب الكبد وتقسيمها بطريقة نمطية لتسهيل المقارنة بين مختلف الأنماط الجينية والظروف التجريبية. يتم تحديد BDs عن طريق الفحص المجهري الخفيف للخلايا الصفراوية الملطخة بالسيتوكيراتين، ثم يتم عدها وتقسيمها على العدد الإجمالي للمركبات الكهربائية الموجودة في قسم الكبد. على سبيل المثال، نبين كيف يمكن لهذه الطريقة أن تميز بوضوح بين الفئران البرية ونموذج الماوس لمتلازمة ألاجيل. الطريقة المعروضة هنا لا يمكن أن تحل محل التقنيات التي تصور بنية ثلاثية الأبعاد للشجرة الصفراوية. ومع ذلك، فإنه يوفر وسيلة سهلة ومباشرة لتقييم كمي تطوير BD ودرجة تشكيل رد الفعل القنواتي في الفئران.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الشجرة الصفراوية هي جزء حاسم من كبد الثدييات، مما يسمح بمرور الصفراء من خلايا الكبد إلى الأمعاء. تتشكل القنوات الصفراوية داخل الكبد (BDs) من قبل الخلايا الأقنية الصفراوية، والتي تميز عن الخلايا الكبدية ثنائية القدرة من خلال الشق وTGFβ إشارة1،2. المواصفات المناسبة والالتزام من الخلايا الصفراوية وتجميعها في BDs ناضجة حاسمة لتطوير شجرة الصفراوية داخل الكبد. كما ينمو الكبد أثناء النمو أو عند تجديد الجهاز، يحتاج النظام الصفراوية لتطوير على طول الكبد لضمان الصرف الصفراويالسليم. وعلاوة على ذلك، فإن عددا من الأمراض المتلازمية وغير المتلازمية تؤدي إلى ندرة الـ BDs intrahepatic3. بالإضافة إلى ذلك، يؤدي عدد من أمراض الكبد الحادة والمزمنة إلى ما يسمى بردود الفعل القنواتية في الكبد، والتي تعرف بأنها وجود عدد كبير من الخلايا التي تعبر عن علامات الصفراوية ولكنها لا تنشأ بالضرورة من الخلايا الصفراوية أو الشكل براءة اختراعBDs 4. في اضطراب متعدد الأنظمة متلازمة ألاجيل (ALGS)، haploinsufficiency من ligand الشق jagged1 (JAG1) يؤدي إلى تشكيل BD الفقراء وركود صفراوي5،6. وقد أثبت مختبرنا مؤخرًا أن خط الماوس Jag1 heterozygousالذي تم إنشاؤه سابقًا هو نموذج حيواني لندرة BD في ALGS8. في هذا النموذج الماوس من ALGS، الخلايا الأقنية لا تزال موجودة. ومع ذلك، فإنها تفشل في الالتزام بالاندماج في ناضجة، وبراءات الاختراع BDs8. ولذلك، فإن تحليل الكبد في نموذج من ندرة BD يتطلب أكثر من وجود واضح أو غياب الخلايا الأقنية. من المهم تقييم درجة وجود الـ BDs الناضجة في الكبد بدقة.

في علم الأمراض التشريحية ، هناك طرق كمية مقبولة لتقييم ما إذا كان هناك ندرة BD9. على سبيل المثال، الدراسات على ALGS في المرضى البشر غالبا ما تحدد درجة BD إلى نسبة الوريد المدخل (PV) عن طريق تحليل ما لا يقل عن 10 أوعية المدخل لكل خزعة الكبد9،10. تحليل شكل والحضور العام أو عدم وجود BDs براءات الاختراع، جنبا إلى جنب مع كيمياء المصل، يمكن أن توفر معلومات قيمة عن تطوير BD في الفئران11،12،13. ومع ذلك، يمكن أن تفقد الفئران عددا كبيرا من BDs مع زيادة متواضعة فقط في مستوى البيليروبين المصل8. وبناء على ذلك، فإن الطريقة الكمية التي تقيّم عدد الـ BDs الموجودة لكل PV يمكن أن توفر مقياساً مباشراً أكثر لدرجة ندرة BD في الفئران. في تقرير صدر مؤخرا، قمنا بتحديد عدد BDs لكل PV عبر جميع فصوص الكبد وأبلغنا عن انخفاض كبير في نسبة BD إلى PV في Jag1 +/– الحيوانات8. خلال تحليلنا، لاحظنا أنه على الرغم من التباين الكبير في درجة الاستجابة الالتهابية وردود الفعل القنواتية، فإن نسبة BD إلى PV لا تظهر الكثير من التباين8. وعلاوة على ذلك، فإن التحديد الكمي لنسبة BD إلى PV سمح لنا بإثبات أن إزالة نسخة واحدة من جين جليكوسيلترانسفيراز Poglut1 في Jag1+/– يمكن للالحيوانات أن تحسن بشكل كبير من ندرة BD8. في خلفية Jag1+/+ ، يؤدي فقدان Poglut1 المشروط في خلايا العضلات الملساء الوعائية إلى زيادة تدريجية في أعداد BD، وهو أمر متواضع (20-30٪) في P7 ولكن يصبح بارزا في البالغين8. مرة أخرى، سمحت لنا هذه التقنية لإظهار أنه حتى في P7، فإن الزيادة في كثافة BD في هذه الحيوانات كبيرة إحصائيا. وتجدر الإشارة إلى أن زيادة كثافة BD في هذا النمط الجيني في أربعة أشهر من العمر تم التحقق من صحتها من خلال تحليل الراتنج المدلى بها أيضا. 8 هذه الملاحظات وغيرها من التقارير التي تقيس كثافة BD في مختلف نماذج الماوس ALGS14،15 دفعتنا إلى دمج هذه الطريقة في استراتيجيتنا الشاملة لتحليل العيوب الصفراوية في مختلف المتحولين والفئران المعدلة وراثيا.

هنا، ونحن بالتفصيل تقنية واضحة التي يمكن استخدامها لدراسة درجة ندرة BD في نماذج الماوس من أمراض الكبد (الشكل1). في هذه الطريقة، يتم استخدام التلطيخ المشترك مع علامات الخلايا الصفراوية سيتوكيراتين (CK) 8 و CK19 (فيما بعد CK واسعة الطيف، wsCK) لتصور BDs والخلايا الأقنية غير المدمجة في كبد الماوس. يتم إضافة جسم مضاد ضد أكتين العضلات ألفا الملساء (αSMA) إلى تلطيخ لعلامات السفن. التحليل المنهجي لنسبة BD إلى PV في قسم يغطي جميع فصوص الكبد يضمن تحليل عدد كبير من PVs لكل النمط الجيني. وبما أن أسلوبنا يعتمد على قياس الـ BDs وPVs في الصور ذات الأبعاد الـ 2، فإنه ليس مناسبًا لدراسة آثار طفرة معينة على البنية ثلاثية الأبعاد للشجرة الصفراوية أو سلامة القنوات الصفراوية الصغيرة. ومع ذلك، فإنه يوفر استراتيجية بسيطة وموضوعية للمحققين لتقييم التطور الصفراوية في الماوس.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم إيواء جميع الحيوانات في منشأة حيوانية حاجزة في كلية بايلور للطب وفقاً للمبادئ التوجيهية للجنة رعاية الحيوانات واستخدامها المؤسسية وبموجب بروتوكولات الحيوانات المعتمدة.

1. مجموعة من أنسجة الكبد الماوس

  1. إعداد الماوس لحصاد الكبد
    1. قتل الفأر باستخدام الأيسوفلوران.
    2. إجراء خلع عنق الرحم للماوس لضمان الوفاة.
    3. قم بعمل شق عرضي ببوصة واحدة تقريبًا تحت القفص الصدري.
    4. كشف كامل السطح البطني للكبد.
  2. جمع كبد الماوس
    1. بعناية، مع مقص صغير، وقطع من خلال الأربطة التي تربط الكبد إلى أجهزة أخرى في البطن.
    2. قطع من خلال BD المشتركة لفصل الكبد من الأمعاء.
    3. إزالة الكبد بعناية عن طريق التمسك المرارة ووضع على الفور في أنبوب 50 مل شغلها إلى ثلاثة أرباع من قبل 4٪ بارافورمالدهايد (PFA).

2. تثبيت وتضمين الكبد في البارافين

  1. تثبيت
    1. إصلاح أنسجة الكبد لمدة 48 ساعة في 4٪ PFA في 4 درجة مئوية.
    2. غسل الأنسجة مع EtOH 70٪ لمدة 1 ساعة في 4 درجة مئوية.
    3. اغسل الأنسجة مرتين مع 95٪ EtOH لمدة 1 ساعة لكل منهما عند 4 درجة مئوية.
    4. اغسل الأنسجة مرتين مع EtOH 100٪ لمدة 1 ساعة لكل منهما عند درجة حرارة 4 درجة مئوية.
  2. مسح
    1. غسل أنسجة الكبد معوكيل المقاصة (جدول المواد) ثلاث مرات لمدة 30 دقيقة لكل منهما في درجة حرارة الغرفة.
      ملاحظة: يجب أن يشعر الكبد جامدة بعد الغسيل الثالث.
  3. التضمين في البارافين
    1. وضع كاسيت الأنسجة في قالب الأنسجة في شمع البارافين لمدة 3 مشهي، 30 دقيقة لكل منهما. يجب تسخين الشمع إلى 60 درجة مئوية.
    2. ملء قالب الأنسجة مع الشمع البارافين إلى ارتفاع ثلاثة أرباع والحفاظ على كتلة التدفئة في 60 درجة مئوية.
    3. ضع الكبد في القالب مع الجانب البطني الذي يواجه.
    4. إزالة بعناية القالب من كتلة التدفئة.
    5. ضع الجزء العلوي من الكاسيت على القالب وأعلى قبالة مع البارافين السائل الساخن.
    6. السماح للقالب وكتلة لتبرد إلى درجة حرارة الغرفة بين عشية وضحاها.
      ملاحظة: يمكن الآن تخزين كتل الأنسجة في درجة حرارة الغرفة.

3. تقسيم أنسجة الكبد

  1. إعداد الكتلة للتقسيم
    1. ضع القالب على الثلج لمدة 5 دقائق قبل إزالة الكتلة من القالب.
    2. وضع كتلة على الجليد مع ورقة الأنسجة مختبر موجودة بين كتلة والجليد.
    3. الحفاظ على كتلة على الجليد عندما لا تقسيم للحصول على أفضل نتائج تقطيع الأنسجة.
  2. تقسيم كتل الكبد
    1. باستخدام ميكروتومي، تبدأ عن طريق تقسيم من خلال سطحية، الجانب الظهري من الكبد. يجب أن تكون المقاطع 5 ميكرومتر.
    2. تحقق من المقاطع السطحية تحت مجهر تشريح للتأكد من أن المقاطع لا يتم استئصالها أو طيها.
    3. خذ قسماً من الكبد يتضمن الفص الكاوي.
      ملاحظة: لبعض الكتل، سيكون لديك الفصوص اليسرى، الوسيطة، اليمنى وcaudate على نفس شريحة الأنسجة.
    4. بالنسبة لتلك الكتل حيث جميع الفصوص الأربعة غير موجودة على نفس الشريحة، استمر في تقطيعها حتى توجد الفصوص اليسرى والوسيطة واليمنى على نفس الشريحة.

4. الكيمياء المناعية لwsCK وαSMA

  1. معالجة الشرائح للكيمياء المناعية
    1. حدد شريحة واحدة لكل نمط جيني ليتم تحليلها.
    2. غسل الشريحة لمدة 15 دقيقة في إكسيلين، 100٪ EtOH، 95٪ EtOH وأخيرا 70٪ EtOH (3 × 5 دقيقة في كل حل).
    3. غسل الشريحة لمدة 5 دقائق في منزوع الأيونات H2O.
    4. تزج الشريحة في محلول استرداد مستضد (يستند إلى تريس، وارتفاع درجة الحموضة).
    5. الحرارة تحت الضغط في طنجرة الضغط لمدة 3 دقائق في 10 رطل لكل بوصة مربعة.
    6. السماح للشريحة لتبرد إلى درجة حرارة الغرفة (حوالي 35 دقيقة).
  2. حجب أقسام الأنسجة
    1. باستخدام قلم باب، قم بمخطط للمقاطع على الشريحة.
    2. تطبيق الفوسفات المخزنة المالحة (PBS) + 0.1٪ توين لتغطية القسم مرتين، 5 دقائق لكل منهما.
    3. جعل حظر العازلة عن طريق خلط مصل الماعز العادي (NGS) في 1:50 في PBS + 0.3٪ تريتون. للحصول على المخزن المؤقت الكافي لكل من حظر وتطبيق الأجسام المضادة الأساسي، 100 μL لكل مقطع كافية.
    4. تطبيق 100 درجة مئوية من حل حظر لكل مقطع.
    5. احتضان الشرائح المغطاة بمحلول الحظر عند درجة حرارة 4 درجة مئوية لمدة ساعة واحدة.
  3. تلطيخ لwsCK وαSMA
    1. تخفيف الأجسام المضادة لمكافحة CK8 ومكافحة CK1916 (الدراسات التنموية Hybridoma البنك، TROMA-I و TROMA-III، على التوالي) 1:20 في حجب العازلة لوصمة عار لwsCK. تمييع الأجسام المضادة لαSMA17 (جدول المواد) إلى 1:200 في نفس المخزن المؤقت.
    2. تطبيق 100 درجة مئوية من محلول الأجسام المضادة المخففة التي تحتوي على جميع الأجسام المضادة الثلاثة لكل قسم.
    3. احتضان الشرائح المغطاة بمحلول الأجسام المضادة عند درجة حرارة 4 درجة مئوية بين عشية وضحاها.
    4. غسل الشرائح مع PBS + 0.1٪ تريتون ثلاث مرات، 5 دقيقة لكل منهما.
    5. تمييع الأجسام المضادة الثانوية (المضادة للفئران اليكسا488 ومكافحة الماوس-Cy5) 1:200 في PBS + 0.3٪ تريتون.
    6. تطبيق 100 درجة مئوية من محلول الأجسام المضادة الثانوي الذي يحتوي على كلا الأجسام المضادة الثانوية على الشرائح.
    7. الحضانة في درجة حرارة الغرفة لمدة 1 ساعة.
  4. DAPI تلطيخ نووي وتصاعد
    1. غسل الشرائح ثلاث مرات، 5 دقائق لكل منهما.
    2. تطبيق 100 € L من DAPI (1:3000) على كل قسم لمدة 10 دقائق.
    3. تطبيق Antifade تصاعدالمتوسطة (جدول المواد) على الشرائح ووضع غطاء زجاجي على رأس أقسام الأنسجة. اترك الشرائح عند درجة حرارة 4 درجات مئوية بين عشية وضحاها. أغلق الشرائح في اليوم التالي.
    4. تخزين الشرائح في 4 درجة مئوية والصورة في غضون أسبوع واحد من تصاعد.

5. التصوير والقياس الكمي للـ BDs

  1. تصوير أقسام الكبد
    1. قبل التصوير، أعمى نفسك إلى النمط الجيني للعينة بمساعدة من عضو المختبر. تأكد من خلو جميع ملفات التصوير من نوع جيني أو معلومات تعريف محددة أخرى إلى جانب رقم الحيوان/العينة.
    2. باستخدام المجهر الفلورسنت، واتخاذ الصور 20X في التكبير 1X من كل قسم وضمان أن يتم تصوير كل PV عبر الكبد. وتشمل الفصوص اليسرى والوسيطة واليمينية والقوقازية.
      ملاحظة: عادة ما نجد 60-90 المسالك المدخل لكل الحيوان اعتمادا على حجم الكبد.
    3. لتحديد هوية PVs، ابحث عن αSMA بالإضافة إلى تلطيخ wsCK. الهياكل التي هي αSMA إيجابية ولكن تفتقر إلى تلطيخ wsCK ليست هياكل المدخل.
  2. تحديد وإحصاء الـ BDs
    1. إنشاء جدول بيانات بالأعمدة التالية: رقم الحيوان/العينة ورقم الصورة وعدد أجهزة المعالجة للنوم وعدد BDs.
    2. من خلال كل صورة، وتحديد وتسجيل عدد من أجهزة الدفع الرباعي لكل صورة.
    3. تحديد BDs براءات الاختراع في كل صورة من خلال وجود الخلايا الأقنية (wsCK +) المحيطة لومن قابلة للتحديد. يجب أن تكون الهياكل متميزة ومفصولة من قبل mesenchyme من خلايا wsCK + الأخرى.
    4. عد كل براءة اختراع BD ووضعها في نفس العمود مثل رقم الصورة.
    5. قم بذلك لكل صورة مأخوذة من PV.
    6. حساب مجموع جميع PVs وجميع BDs في عينة الكبد.
    7. حساب نسبة BD إلى PV لعينة الكبد.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

قمنا بتوثيق العيوب الصفراوية في Jag1+/- الحيوانات، نموذج الماوس من ALGS8. لتحديد نسبة BD إلى PV، قمنا بقسم كبد الماوس P30 وشاركفي تلوينها لCK8 و CK19 (wsCK) جنبا إلى جنب مع علامة الأوعية الدموية αSMA. ثم قمنا بتصوير جميع أجهزة الدفع الرباعي في كل فصوص من فصوص الكبد. كما هو موضح في الشكل 2A، قمنا بتعريف PVs على أنها سفن ملطخة αSMA التي لديها تلطيخ wsCK المجاورة (رؤوس الأسهم). كانت الهياكل الملطخة αSMA دون wsCK الأوردة المركزية ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تحليل تطوير BD وإصلاح في الفئران هو أداة هامة في دراسة مسببات الأمراض وآلية الاضطرابات الصدغية. وبالإضافة إلى ذلك، فإن تطوير علاجات جديدة يعتمد جزئيا ً على إنشاء نمط ظاهري قابل للاستنساخ ويفضل أن يكون قابلاً للقياس الكمي. النمط الظاهري الحالي في نماذج الماوس عادة ما ينطوي على كيمياء المصل، علم الأنسجة الكبد وتلطيخ المناعة لعلامات محددة من نوع الخلية. وعلى الرغم من أن هذه التقنيات تولد معلومات قيمة عن هيكل ووظيفة النظام الصفراوي، فإنها لا توفر مقياسا مباشرا لآثار التلاعب الجيني على عدد من الـ BDs. في علم الأمراض التشريحية...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وليس لدى أصحاب البلاغ أي تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يقر المؤلفون بالدعم المقدم من المعاهد الوطنية للصحة (R01 GM084135 وR01 DK109982)، وجائزة تجريبية/جدوى من مركز تكساس الطبي لأمراض الجهاز الهضمي تحت معهد الصحة الوطنية P30 DK56338، وجائزة مسرّع متلازمة ألاجيل من المؤسسة الطبية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
Isothesia (Isoflurane)هنري شاين11695-6776-2
مجففبيل آرت16-800-552
10٪ PFAعلوم المجهر الإلكتروني15712
50 مل أنبوبThermoScientific339653
70٪ مختبرات الإيثانولDecon2401
95٪ الإيثانولDecon مختبرات2801
100٪ مختبرات إيثانولديكون2701
HistoChoiceVWR Life SciencesH103-4Lعامل مقاصة
أومنيسيت كاسيت الأنسجةفيشر هيلثكير 15-197-710E
ماكروسيتSimportM512
Paraplast X-TRAماكورميك 39503002العلميقالب أنسجة البارافين
فيشر Scientific62528-32
MicrotomeMicromHM 325
Superfrost Plus Microscope SlidesFisher Scientific12-550-15
XyleneFisher ScientificC8H10
مختبرات ناقلاتاسترجاع المستضد القائمة على TrisH-3301
الضغط طباخفوري بوتلوكس ميني
ميني بابينلايف تكنولوجيز8877
بولي أوكسي إيثيلين 20 سوربيتان مونولورات (توين -20)جي تي بيكرX251-07
أوكتيل فينول إيثوكسيلات (تريتون-X-100)جي تي بيكرX198-07
مصل الماعز العاديجاكسون للأبحاث المناعية005-000-121
مضاد ل CK8الدراسات التنموية بنك الورم الهجينسجل الأجسام المضادةTROMA-I
مضاد ل CK19الدراسات التنموية بنك الورم الهجينسجل الأجسام المضادةTROMA-III
مضاد لألفا SMASigma AldrichA2547 ، استنساخ 1A4
مضاد للفئران Alexa488ThermoFisherA21208
مضاد للفأر Cy5Jackson Immunoresearch715-175-151
مختبرات ناقلاتDAPIH-1000
22 × 50 مم < سوب >2 < / sup> زجاج غطاء صغيرVWR علوم الحياة48393 059
مجهر مضانLeicaDMI6000 B
KimwipesKimtech Science05511
مختبرات VECTASHIELDVectorH-1000مضاد للتلاشي تصاعد الوسط
معرف AB531826 معرف AB2133570

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zong, Y., et al. Notch signaling controls liver development by regulating biliary differentiation. Development. 136 (10), 1727-1739 (2009).
  2. Clotman, F., et al. Control of liver cell fate decision by a gradient of TGFβ signaling modulated by Onecut transcription factors. Genes & Development. 19 (16), 1849-1854 (2005).
  3. Karpen, S. J. Update on the etiologies and management of neonatal cholestasis. Clin Perinatol. 29 (1), 159-180 (2002).
  4. Roskams, T. A., et al. Nomenclature of the finer branches of the biliary tree: canals, ductules, and ductular reactions in human livers. Hepatology. 39 (6), 1739-1745 (2004).
  5. Oda, T., et al. Mutations in the human Jagged1 gene are responsible for Alagille syndrome. Nature Genetics. 16 (3), 235(1997).
  6. Li, L., et al. Alagille syndrome is caused by mutations in human Jagged1, which encodes a ligand for Notch1. Nature Genetics. 16 (3), 243(1997).
  7. Xue, Y., et al. Embryonic lethality and vascular defects in mice lacking the Notch ligand Jagged1. Human Molecular Genetics. 8 (5), 723-730 (1999).
  8. Thakurdas, S. M., et al. Jagged1 heterozygosity in mice results in a congenital cholangiopathy which is reversed by concomitant deletion of one copy of Poglut1 (Rumi). Hepatology. 63 (2), 550-565 (2016).
  9. Hadchouel, M. Paucity of interlobular bile ducts. Seminars in Diagnostic Pathology. 9 (1), 24-30 (1992).
  10. Emerick, K. M., et al. Features of Alagille syndrome in 92 patients: frequency and relation to prognosis. Hepatology. 29 (3), 822-829 (1999).
  11. Poncy, A., et al. Transcription factors SOX4 and SOX9 cooperatively control development of bile ducts. Dev Biol. 404 (2), 136-148 (2015).
  12. Hofmann, J. J., et al. Jagged1 in the portal vein mesenchyme regulates intrahepatic bile duct development: insights into Alagille syndrome. Development. 137 (23), 4061-4072 (2010).
  13. McCright, B., Lozier, J., Gridley, T. A mouse model of Alagille syndrome: Notch2 as a genetic modifier of Jag1 haploinsufficiency. Development. 129 (4), 1075-1082 (2002).
  14. Andersson, E. R., et al. Mouse Model of Alagille Syndrome and Mechanisms of Jagged1 Missense Mutations. Gastroenterology. 154 (4), 1080-1095 (2018).
  15. Loomes, K. M., et al. Bile duct proliferation in liver-specific Jag1 conditional knockout mice: effects of gene dosage. Hepatology. 45 (2), 323-330 (2007).
  16. Brulet, P., Babinet, C., Kemler, R., Jacob, F. Monoclonal antibodies against trophectoderm-specific markers during mouse blastocyst formation. Proc Natl Acad Sci U S A. 77 (7), 4113-4117 (1980).
  17. Skalli, O., et al. A monoclonal antibody against alpha-smooth muscle actin: a new probe for smooth muscle differentiation. J Cell Biol. 103 (6 Pt 2), 2787-2796 (1986).
  18. Kamath, B. M., et al. A longitudinal study to identify laboratory predictors of liver disease outcome in Alagille syndrome. Journal of Pediatric Gastroenterology and Nutrition. 50 (5), 526(2010).
  19. Mouzaki, M., et al. Early life predictive markers of liver disease outcome in an International, Multicentre Cohort of children with Alagille syndrome. Liver International. 36 (5), 755-760 (2016).
  20. Shiojiri, N. Development and differentiation of bile ducts in the mammalian liver. Microsc Res Tech. 39 (4), 328-335 (1997).
  21. Crawford, J. M. Development of the intrahepatic biliary tree. Semin Liver Dis. 22 (3), 213-226 (2002).
  22. Kaneko, K., Kamimoto, K., Miyajima, A., Itoh, T. Adaptive remodeling of the biliary architecture underlies liver homeostasis. Hepatology. 61 (6), 2056-2066 (2015).
  23. Schaub, J. R., et al. De novo formation of the biliary system by TGFbeta-mediated hepatocyte transdifferentiation. Nature. 557 (7704), 247-251 (2018).
  24. Sparks, E. E., Huppert, K. A., Brown, M. A., Washington, M. K., Huppert, S. S. Notch signaling regulates formation of the three-dimensional architecture of intrahepatic bile ducts in mice. Hepatology. 51 (4), 1391-1400 (2010).
  25. Tanimizu, N., et al. Intrahepatic bile ducts are developed through formation of homogeneous continuous luminal network and its dynamic rearrangement in mice. Hepatology. 64 (1), 175-188 (2016).
  26. Walter, T. J., Sparks, E. E., Huppert, S. S. 3-dimensional resin casting and imaging of mouse portal vein or intrahepatic bile duct system. J Vis Exp. (68), e4272(2012).
  27. Popper, H., Kent, G., Stein, R. Ductular cell reaction in the liver in hepatic injury. J Mt Sinai Hosp N Y. 24 (5), 551-556 (1957).
  28. Yimlamai, D., et al. Hippo pathway activity influences liver cell fate. Cell. 157 (6), 1324-1338 (2014).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

SMA

مقالات ذات صلة