مقالة منهجية

باستخدام المحفزات البصرية تلوح في الأفق لتقييم الماوس الرؤية

DOI:

10.3791/59766

⸱

يونيو 13, 2019

 ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, Visual and Anatomical Sciences, Wayne State University School of Medicine

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لفحص الرؤية الماوس ، أجرينا اختبار تلوح في الأفق. وضعت الفئران في ساحة كبيره مع شاشه علي السقف. المحفز البصري الذي يلوح في الأفق اثار باستمرار التجميد أو ردود الفعل الطيران في الفئران.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

النظام البصري في الجهاز العصبي المركزي يعالج الإشارات البصرية المختلفة. علي الرغم من ان الهيكل العام قد تميزت من شبكيه العين من خلال نواه ركبي الجانبية إلى القشرة البصرية ، والنظام هو معقد. وأجريت دراسات خلوية وجزيئيه لتوضيح أليات التي تقوم عليها المعالجة البصرية ، التالي ، أليات الامراض. وقد تسهم هذه الدراسات في تطوير النظم البصرية الاصطناعية. للتحقق من صحة نتائج هذه الدراسات ، من الضروري اختبار الرؤية السلوكية. هنا ، ونحن نظهر ان تجربه التحفيز تلوح في الأفق هو اختبار الرؤية الماوس يمكن الاعتماد عليها التي تتطلب الاعداد بسيطه نسبيا. وقد أجريت التجربة التي تلوح في الأفق في الضميمه كبيره مع ملجا في زاوية واحده وشاشه الكمبيوتر الموجودة علي السقف. كاميرا CCD المتمركزة بجانب شاشه الكمبيوتر خدمت لمراقبه سلوك الماوس. تم وضع الماوس في الضميمه لمده 10 دقائق ويسمح للتكيف مع واستكشاف المناطق المحيطة بها. وبعد ذلك ، توقعت الشاشة حافزا يلوح في الأفق للبرنامج 10 مرات. استجاب الفاره إلى المحفزات اما عن طريق التجميد أو عن طريق الفرار إلى مكان الاختباء. تم تسجيل سلوك الماوس قبل وبعد المحفزات تلوح في الأفق ، وتم تحليل الفيديو باستخدام برنامج تتبع الحركة. تغيرت سرعه حركه الماوس بشكل كبير بعد المحفزات تلوح في الأفق. وعلي النقيض من ذلك ، لم يلاحظ اي رد فعل في الفئران العمياء. تظهر نتائجنا ان التجربة البسيطة التي تلوح في الأفق هي اختبار موثوق به لرؤية الماوس.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يبدا النظام البصري في شبكيه العين ، حيث يتم التقاط الإشارات المرئية بواسطة المستقبلات الضوئية ، وتوجيهها إلى الخلايا ثنائيه القطب (2 العصبية النظامالثاني) ، وأخيرا تمريرها إلى الخلايا العقديه (3 الخلية العصبية من النظام الثالث). الشبكية 2nd-و 3 الخلايا العصبية الترتيب الثالث ويعتقد ان تشكل مسارات العصبية المتعددة التي تنقل جوانب معينه من الإشارات البصرية مثل اللون, حركه, أو شكل. يتم نقل هذه الميزات البصرية المتنوعة إلى نواه ركبي الجانبية والقشرة البصرية. وعلي النقيض من ذلك ، ترسل الإشارات البصرية المؤدية إلى حركه العين إلى الكلية العليا. علي الطراز الكلاسيكي ، تم التعرف علي مسارين من الطرق القشرية: المسارات الاحاديه الخلية والخلوية. هذه المسارات ترميز الأجسام المتحركة والثابتة ، علي التوالي ، ووجودها يجسد المفهوم الأساسي للمعالجة المتوازية1،2،3،4،5، 6- في الاونه الاخيره ، أكثر من 15 نوعا من الخلايا ثنائيه القطب7 ،8،9،10،11 والخلايا عقده12،13،14 ،تم الإبلاغ عن15،16 في شبكيه العين من العديد من الأنواع ، بما في ذلك شبكيه العين الرئيسية. وتتميز هذه الخلايا ليس فقط من الجوانب المورفولوجية ، ولكن أيضا عن طريق التعبير عن علامات مميزه والجينات8،10،17،18، مما يوحي بان ميزات مختلفه من تتم معالجه الإشارات المرئية بالتوازي ، وهي أكثر تعقيدا مما كان متوقعا في الأصل.

وقد ساهمت التقنيات الخلوية والجزيئية في فهمنا للمعالجة البصرية واليات الامراض المحتملة التي قد تنشا عن المعالجة البصرية الشاذة. وقد يسهم هذا الفهم في تنميه العينين الاصطناعيتين. علي الرغم من ان الفحوصات والتحاليل الخلوية توفر معرفه متعمقة علي المستوي الخلوي ، فان الجمع بين التجارب السلوكية والتجارب الخلوية سيزيد من فهمنا الحالي للعمليات البصرية الدقيقة. علي سبيل المثال ، وجدت يوشيدا وآخرون19 ان الخلايا العصبية النشوية هي الخلية الرئيسية للكشف عن الحركة في شبكيه العين الماوس. بعد التجارب الخلوية ، قاموا بالتجربة السلوكية لإظهار ان الفئران المتحولة التي كانت الخلايا العصبية التي كانت مختلة لم تستجب للكائنات المتحركة ، التالي تاكيد الخلوية التحقيقات. الاضافه إلى ذلك ، أجريت بيرسون وآخرون20 زرع المستقبلات الضوئية في شبكيه العين الماوس لاستعاده الرؤية في الفئران المريضة. انها أجريت ليس فقط التجارب الخلوية ، ولكن أيضا قياس سلوك الماوس من خلال استخدام التسجيلات استجابه بصريات والمهام المياه المتاهة التالي السماح بيرسون وآخرون للتحقق من ان المستقبلات الضوئية المزروعة الرؤية المستعادة في المكفوفين سابقا الفئران. معا ، والتجارب السلوكية هي أدوات قويه لتقييم الرؤية الماوس.

تتوفر طرق متعددة لقياس رؤية الماوس. هذه الأساليب لها مزايا وقيود. في الجسم المجري يقدم المعلومات حول ما إذا كانت شبكيه العين الماوس ، وخاصه المستقبلات الضوئية وعلي الخلايا ثنائيه القطب ، تستجيب بشكل مناسب للمؤثرات الخفيفة. ويمكن اختبارها اما تحت الاسكتلندي أو ظروف التصوير الضوئي21,22. ومع ذلك ، العرق يتطلب التخدير ، والتي قد تؤثر علي قياس المخرجات23. رد الفعل المنعكس (OKR) أو الاستجابة البصرية (OMR) هو طريقه قويه لتقييم حساسية التباين والدقة المكانية ، سواء المكونات الوظيفية لرؤية الماوس. ومع ذلك ، OKR يتطلب عمليه جراحيه لإرفاق جهاز تثبيت إلى الجمجمة الماوس24. يتطلب ريال عماني لا الجراحة ولا الماوس التدريب. ومع ذلك ، فانه يتطلب التدريب للسماح لمجرب بشكل ذاتي الكشف عن حركات راس الماوس خفيه استجابه لصريف المتحركة في طبل البصرية 25،26. تلميذ يقيس ضوء منعكس انقباض التلميذ استجابه للمؤثرات الخفيفة ، والتي لا تتطلب التخدير والمعارض الموضوعية والردود القوية 19. علي الرغم من ان منعكس التلميذ يحاكي استجابه ضوء الشبكية في الجسم المجري ، يتم التوسط في المنعكس بشكل أساسي من قبل خلايا العقدة الشبكية الحساسة للضوء (ipRGCs) 27. لان iprgcs تمثل اقليه صغيره من rgcs ولا تعمل كخلايا العصابات التقليدية التي تشكل الصورة ، وهذا القياس لا يوفر المعلومات المتعلقة بغالبيه الخلايا عقده.

تجربه الضوء التي تلوح في الأفق لم تكن تعتبر في السابق اختبارا رئيسيا لقياس رؤية الماوس. ومع ذلك ، بل هو أيضا اختبار رؤية قويه وموثوق بها عبر الأنواع المختلفة ، مثل الماوس28،29، الزرد30، الجراد31،32، والإنسان33،34، 35والاهم من ذلك ، فان التجربة التي تلوح في الأفق هي واحده فقط من عدد قليل من الطرق لاختبار مسار تشكيل الصورة-انها ليست مسارا منعكسا-نظرا لان البصرية والنظم الرشيقة في الجهاز العصبي المركزي تشارك في هذه الدائرة36، 37,38. انشانا نظام التحفيز البصري تلوح في الأفق ، وأظهرت قدرته علي استخلاص كشف الحركة في الماوس ، والتي نستخدمها كوكيل لتقييم الذكاء من النظام البصري الماوس.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وأجريت جميع التجارب والرعاية الحيوانية وفقا للبروتوكول الذي وافقت عليه اللجان المؤسسية للعناية بالماشية واستخدامها في جامعه وأين ستيت (البروتوكول رقم 17-11-0399).

1-التحضير للتجربة

  1. بناء الضميمه مفتوحة مستطيله الغطاء لمنزل الماوس اثناء عرض المحفزات البصرية تلوح في الأفق. شيدنا 40 سم × 50 سم × 33 سم الضميمه باستخدام تاطير ألومنيوم وألواح البلاستيكية (الشكل 1ا ، ب). وضع ورقه لتغطيه الطابق بأكمله من الضميمه لضمان سهوله التنظيف بين المحاكمات. أضافه الماوي مبهمه في زاوية من الضميمه مع مدخل الذي يواجه مركز الساحة لسهوله الدخول والخروج.
  2. قم باعداد كاميرا بعدسه ذات زاوية واسعه للتقاط سلوك الماوس. تامين الكاميرا إلى موقف الجدول المثبتة المتاخمة للضميمه. للحصول علي أفضل جوده التقاط الفيديو ، استخدم معدل اطار الكاميرا من 60 FPS أو اعلي.
  3. قم باعداد شاشه كمبيوتر اعلي الحاوية. ونظرا لتعذر مشاهده الشاشة من الخارج ، فقد تم اعداد جهاز عرض ثان ، وهو ما يكرر الصور المعروضة علي الشاشة الرئيسية.
  4. اعداد نمط يلوح في الأفق للإسقاط. أحدي طرق القيام بذلك هي استخدام PsychToolbox3 داخل برنامج MatLab للتعليمات البرمجية لدائره سوداء متوسعة (الشكل 1ج). تعيين التحفيز للبدء في زاوية بصريه من 2 ° وتوسيع إلى 50 درجه مئوية علي 250 مللي ثانيه; تحدد هذه المعلمات سرعه التحفيز (راجع الشكل 1D لحساب الزاوية المرئية). تعيين التعليمات البرمجية لتكرار التحفيز 10 مرات مع فاصل من 1 s.
    ملاحظه: بدا التحفيز كل تكرار فورا عند إنهاء العرض التقديمي السابق. وللحصول علي مزيد من المعلومات عن عرض الحوافز ، يرجى الرجوع إلى الفرع 3.
  5. حدد الفئران التي تهم المحفزات تلوح في الأفق. هنا, استخدام 32 الفئران صحية العينين من خلفيه C57, الذكور والإناث, 4 إلى 14 أسابيع من العمر. أيضا ، استخدام 3 الفئران العمياء (إعتام عدسه العين الشديد في كلتا العينين) لتقييم ما إذا كانت الاستجابة لتحفيز تلوح في الأفق حقا سلوك الموجهة بصريا. هذه الفئران العمياء لم يكن لديها منعكس الضوء العفن وليس رد البصر.

2. الماوس التاقلم

  1. وضع الماوس في الضميمه والسماح لها بحريه استكشاف المناطق المحيطة بها. إذا كان ذلك ممكنا ، في محاولة للحد من التوتر اثناء نقل الحيوانية باستخدام الجانب الخلفي من يدك الحرة كمكان يستريح للماوس بدلا من السماح لها شنق دون دعم. يجب علي الماوس العثور علي الضميمه بأكملها لتكون أمنه وينبغي ان يكتشف مكان الاختباء. إسقاط بعض الكريات الغذائية في الزاوية المقابلة للجوء لتشجيع الماوس علي البقاء خارج الملجا.
  2. السماح للماوس للتاقلم في اي مكان من 7 إلى 15 دقيقه29،39. سمحنا 10 دقيقه من التاقلم قبل بداية التحفيز. وعلاوة علي ذلك ، 10 دقيقه التاقلم قبل يوم واحد من التجربة قد تخفف من الفئران.

3. تلوح في الأفق المحفزات البصرية الإسقاط

  1. قبل إدخال الماوس إلى الساحة ، تاكد من ان رمز التحفيز جاهز للتشغيل لتسهيل تغييرات الاضاءه القليلة قدر الإمكان اثناء وجود الماوس في الحاوية. بمجرد ان البرنامج جاهز للتشغيل ، ضع الماوس برفق في العلبة.
  2. 10 ثوان قبل التحفيز ، بدء التقاط الفيديو.
  3. بدء المحفزات البصرية تلوح في الأفق عندما يكون الماوس بعيدا عن الملجا وتتحرك بحريه في الساحة المفتوحة. انتظر 10 ثوان بعد عرض التحفيز الأخير لإنهاء التسجيل.
    1. بدء عرض التحفيز عندما يكون الماوس في الزاوية الأبعد من الملجا. ومع ذلك ، عندما يبدو الفئران غير راغبه في استكشاف الزاوية البعيدة ، وتقديم التحفيز عندما يكون الماوس في زاوية مختلفه من الساحة. هذا لا يبدو ان يحدث فرقا في الاستجابة السلوكية الحيوانية.
  4. نقل الماوس مره أخرى إلى قفصه الأصلي. تنظيف الضميمه للماوس المقبل عن طريق رش الجدران والملجا مع 70 ٪ الايثانول والمسح عليه. استبدل بطانة الارضيه الورقية إذا كانت متسخة وقم بتغيير موضع الملجا إلى نفس الموقع الاولي إذا تم نقله اثناء نقل الماشية وتنظيف الحاويات.

4-تحليل الفيديو

  1. احفظ مقطع الفيديو لكل ماوس بتنسيق .avi بدون ضغط الملفات من أجل ضمان عدم فقدان البيانات اثناء النقل إلى برنامج التحليل.
    ملاحظه: سيؤدي نقص الضغط إلى حجم ملف أكبر; لذلك ، استخدم القرص الصلب الخارجي للتخزين.
  2. استخدام برنامج تحليل لتتبع حركه الحيوانية في جميع انحاء الساحة قبل, اثناء, وبعد عرض التحفيز. استخدام البرمجيات المتاحة تجاريا (انظر جدول المواد) مع تتبع القدرة اليدوية لتتبع موقف راس الماوس في كل اطار الفيديو ، والتي ولدت X و Y التنسيق كل 1/60 ms. وتشمل البرامج الأخرى لتتبع الحركة فيجي (المعاهد القومية للصحة )40 و EthoVision (noldus).
  3. حساب السرعة والمسافة من الماوس من الملجا. إذا كانت صوره الساحة مشوه بسبب زاوية الفيديو ، قم بتصحيح تنسيق X و Y قبل الحساب (الشكل 2).
  4. قارن المعلمات قبل وبعد بداية التحفيز التي تلوح في الأفق لتحديد كيفيه استجابه الماوس للمؤثرات ، سواء عن طريق التجميد أو الفرار أو إظهار اي تغيير في السلوك29. حدد التجميد كحلقات حيث كانت السرعة اقل من 20 مم/ثانيه ل0.5 ثانيه أو أكثر. تحديد الرحلة كحلقات حيث زادت السرعة إلى 400 مم/ثانيه أو أكبر وانتهيت بالماوس في الملجا. واستندت تعاريف التجميد والتحليق إلى تلك التي وضعها فرانسكي وآخرون29

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم وضع الماوس مع عيون صحية في الضميمه ويسمح للتاقلم لمده 10 دقيقه. تم الحفاظ علي الساحة مع جهاز العرض علي السقف تحت ظروف ضوء قصر النظر (7 × 105 الفوتونات/μm2/s). خلال فتره التاقلم ، استكشف الفار الفضاء ووجد القبه المعتمة كملجا. عندما انتقل الماوس بعيدا عن الملجا ، بدا التقاط الفيديو ، تليها بدء التحفيز البصري. وردا علي الحافز الذي يلوح في الأفق ، ركض معظم الفئران إلى القبه (استجابه الرحلة) ، والتي لوحظت في 30 من أصل 31 الفئران (97 ٪). وأظهرت بعض الفئران الاستجابات المجمدة قبل ان يهربوا (19/31 فئران ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

مع نظام المحفزات البصرية تلوح في الأفق ، والاغلبيه (97 ٪) من الفئران العين صحية أظهرت استجابه الطيران. ولم يظهر أحد الفئران ال 29 استجابه واضحة للرحلة. ومع ذلك ، مشي الماوس نحو القبه وبقيت بالقرب منه حتى تلوح في الأفق اختفت ، مشيرا إلى ان الماوس كان علي الأقل حذرا عندما وقعت المحفزات تلوح في الأفق. ولذلك ، أثارت المحفزات تلوح في الأفق باستمرار ردود الخوف الفطرية في الفئران صحية العينين. ومن ناحية أخرى ، لم تظهر ثلاثه فئران عمياء اي ردود علي النتائج المرتقبة. معا ، فاننا نثبت ان التجارب التي تلوح في الأفق هي اختبار رؤية م...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وليس لدي المؤلفين ما يفصحون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد تم دعم هذا العمل من قبل المعاهد القومية للصحة R01 EY028915 (TI) ومنح RPB.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
شاشة مقاس 10.1 بوصة (2 درجة ؛ عرض)ElecrowElecrow 10.1 بوصة Raspberry Pi 1920x1080p دقة عرض
14 بوصة كمبيوتر محمول من فئة الأعمال 5490Dell84 / rcrc961481-4860836
20 بوصة × 50 بوصة بطانات ماصةيعمل Fisher ScientificAL2050بشكل جيد لحماية أرضية الساحة ، ويمكن استخدام أي نوع من شاشات البطانة
مقاس 21.5 بوصة (1 درجة ؛ عرض)أيسرAcer R221Q العطاء 21.5 بوصة IPS Full
شاشة CCD كاميراLumenera CorporationInfiniyy3S-1URممتازة للدراسات السلوكية بسبب ارتفاع معدل الإطارات في الثانية (60 إطارا في الثانية)
الضميمة (إطارات الألينوم وألواح PVC)80/20 Inc.4x cat. # 9010 ، 4x cat. # 9005 ، 1x cat. # 9000 ، 5x cat. # 65-2616ممتاز ، يستخدم علامة تبويب البناء السريع للعثور على PVC والمفاصل والإطار
الإيثانولفيشر العلمي22-032-601
برنامج Excel SpreadsheetMicrosoft Officeسهل الاستخدام وواسع النطاق لبرنامج Microsoft Office
FreearmAmazonلتركيب الكاميرا على الطاولة ، ويمكن استخدام أي قابل للتركيب ذراع قابل للتمديد
ImagePro Premiere 3DMedia Cyberneticsالإصدار 9.3برنامج جيد ، يمكن أن يستخدم بعض التحديثات مع ميزة التتبع الآلي
برنامج Matlab (Psychotoolbox 3) MathWorksMatlab R2018b 64 بت (9.5.0.944444)برنامج ممتاز لإنشاء محفزات نمط من أي ظروف
SteamPix sorftwareNorpixStreamPix 7 64 بت كاميراواحدةيعمل بشكل جيد ، بعض المشاكل مع إسقاط الإطار ولكن خدمة العملاء الجيدة
WD My Book محرك الأقراص الصلبة الخارجيويسترن ديجيتالWDBBGB0080HBK القرص الصلب 8 تيرابايت USB 3.0ضروري في حالة استخدام ملفات .avi بدون برنامج ترميز ضغط بسبب الحجم الكبير للملفات
عدسة بزاوية عريضةNavitarNMV-5M23ممتازة وضرورية لالتقاط الساحة بأكملها
HDيستخدم

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Enroth-Cugell, C., Robson, J. G. The contrast sensitivity of retinal ganglion cells of the cat. The Journal of Physiology. 187 (3), 517-552 (1966).
  2. Boycott, B. B., Wässle, H. The morphological types of ganglion cells of the domestic cat's retina. The Journal of Physiology. 240 (2), 397-419 (1974).
  3. Livingstone, M. S., Hubel, D. H. Segregation of form, color, movement, and depth: anatomy, physiology, and perception. Science. 240 (4853), 740-749 (1988).
  4. Livingstone, M. S., Hubel, D. H. Psychophysical evidence for separate channels for the perception of form, color, movement, and depth. The Journal of Neuroscience. 7 (11), 3416-3468 (1987).
  5. Wässle, H. Parallel processing in the mammalian retina. Nature Reviews Neuroscience. 5 (10), 747-757 (2004).
  6. Awatramani, G. B., Slaughter, M. M. Origin of transient and sustained responses in ganglion cells of the retina. The Journal of Neuroscience. 20 (18), 7087-7095 (2000).
  7. Ghosh, K. K., Bujan, S., Haverkamp, S., Feigenspan, A., Wässle, H. Types of bipolar cells in the mouse retina. The Journal of Comparative Neuroscience. 469 (1), 70-82 (2004).
  8. Wässle, H., Puller, C., Muller, F., Haverkamp, S. Cone contacts, mosaics, and territories of bipolar cells in the mouse retina. The Journal of Neuroscience. 29 (1), 106-117 (2009).
  9. Helmstaedter, M., et al. Connectomic reconstruction of the inner plexiform layer in the mouse retina. Nature. 500 (7461), 168-174 (2013).
  10. Shekhar, K., et al. Comprehensive Classification of Retinal Bipolar Neurons by Single-Cell Transcriptomics. Cell. 166 (5), 1308-1323 (2016).
  11. Wu, S. M., Gao, F., Maple, B. R. Functional architecture of synapses in the inner retina: segregation of visual signals by stratification of bipolar cell axon terminals. The Journal of Neuroscience. 20 (12), 4462-4470 (2000).
  12. Sun, W., Li, N., He, S. Large-scale morphological survey of mouse retinal ganglion cells. The Journal of Comparative Neuroscience. 451 (2), 115-126 (2002).
  13. Volgyi, B., Chheda, S., Bloomfield, S. A. Tracer coupling patterns of the ganglion cell subtypes in the mouse retina. The Journal of Comparative Neuroscience. 512 (5), 664-687 (2009).
  14. Kong, J. H., Fish, D. R., Rockhill, R. L., Masland, R. H. Diversity of ganglion cells in the mouse retina: Unsupervised morphological classification and its limits. The Journal of Comparative Neuroscience. 489 (3), 293-310 (2005).
  15. Sumbul, U., et al. A genetic and computational approach to structurally classify neuronal types. Nature Communications. 5, 3512(2014).
  16. Baden, T., et al. The functional diversity of retinal ganglion cells in the mouse. Nature. 529 (7586), 345-350 (2016).
  17. Lindstrom, S. H., Ryan, D. G., Shi, J., DeVries, S. H. Kainate receptor subunit diversity underlying response diversity in retinal Off bipolar cells. The Journal of Physiology. 592, Pt 7 1457-1477 (2014).
  18. Euler, T., Haverkamp, S., Schubert, T., Baden, T. Retinal bipolar cells: elementary building blocks of vision. Nature Reviews Neuroscience. 15 (8), 507-519 (2014).
  19. Yoshida, K., et al. A key role of starburst amacrine cells in originating retinal directional selectivity and optokinetic eye movement. Neuron. 30 (3), 771-780 (2001).
  20. Pearson, R. A., et al. Restoration of vision after transplantation of photoreceptors. Nature. 485 (7396), 99-103 (2012).
  21. Saszik, S. M., Robson, J. G., Frishman, L. J. The scotopic threshold response of the dark-adapted electroretinogram of the mouse. The Journal of Physiology. 543, Pt 3 899-916 (2002).
  22. Reuter, J. H., Sanyal, S. Development and degeneration of retina in rds mutant mice: the electroretinogram. Neuroscience Letters. 48 (2), 231-237 (1984).
  23. Woodward, W. R., et al. Isoflurane is an effective alternative to ketamine/xylazine/acepromazine as an anesthetic agent for the mouse electroretinogram. Documenta Ophthalmologica. 115 (3), 187-201 (2007).
  24. Cahill, H., Nathans, J. The optokinetic reflex as a tool for quantitative analyses of nervous system function in mice: application to genetic and drug-induced variation. PLoS One. 3 (4), 2055(2008).
  25. Prusky, G. T., Alam, N. M., Beekman, S., Douglas, R. M. Rapid quantification of adult and developing mouse spatial vision using a virtual optomotor system. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45 (12), 4611-4616 (2004).
  26. Lu, Q., Ganjawala, T. H., Hattar, S., Abrams, G. W., Pan, Z. H. A Robust Optomotor Assay for Assessing the Efficacy of Optogenetic Tools for Vision Restoration. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 59 (3), 1288-1294 (2018).
  27. Xue, T., et al. Melanopsin signalling in mammalian iris and retina. Nature. 479 (7371), 67-73 (2011).
  28. Yilmaz, M., Meister, M. Rapid innate defensive responses of mice to looming visual stimuli. Current Biology. 23 (20), 2011-2015 (2013).
  29. De Franceschi, G., Vivattanasarn, T., Saleem, A. B., Solomon, S. G. Vision Guides Selection of Freeze or Flight Defense Strategies in Mice. Current Biology. 26 (16), 2150-2154 (2016).
  30. Temizer, I., Donovan, J. C., Baier, H., Semmelhack, J. L. A Visual Pathway for Looming-Evoked Escape in Larval Zebrafish. Current Biology. 25 (14), 1823-1834 (2015).
  31. Guest, B. B., Gray, J. R. Responses of a looming-sensitive neuron to compound and paired object approaches. Journal of Neurophysiology. 95 (3), 1428-1441 (2006).
  32. McMillan, G. A., Gray, J. R. A looming-sensitive pathway responds to changes in the trajectory of object motion. Journal of Neurophysiology. 108 (4), 1052-1068 (2012).
  33. Vagnoni, E., Lourenco, S. F., Longo, M. R. Threat modulates neural responses to looming visual stimuli. Eur The Journal of Neuroscience. 42 (5), 2190-2202 (2015).
  34. Coker-Appiah, D. S., et al. Looming animate and inanimate threats: the response of the amygdala and periaqueductal gray. Social Neuroscience. 8 (6), 621-630 (2013).
  35. Tyll, S., et al. Neural basis of multisensory looming signals. Neuroimage. 65, 13-22 (2013).
  36. Wei, P., et al. Processing of visually evoked innate fear by a non-canonical thalamic pathway. Nature Communications. 6, 6756(2015).
  37. Shang, C., et al. Divergent midbrain circuits orchestrate escape and freezing responses to looming stimuli in mice. Nature Communications. 9 (1), 1232(2018).
  38. Salay, L. D., Ishiko, N., Huberman, A. D. A midline thalamic circuit determines reactions to visual threat. Nature. 557 (7704), 183-189 (2018).
  39. Vale, R., Evans, D., Branco, T. A Behavioral Assay for Investigating the Role of Spatial Memory During Instinctive Defense in Mice. Journal of Visualized Experiments. (137), 56988(2018).
  40. Tungtur, S. K., Nishimune, N., Radel, J., Nishimune, H. Mouse Behavior Tracker: An economical method for tracking behavior in home cages. Biotechniques. 63 (5), 215-220 (2017).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Looming Visual StimuliMouse Vision TestVisual Behavior AssayMotion Tracking SoftwareVelocity AnalysisOpen Lid EnclosureCCD Camera SetupComputer Monitor StimulusBlind Mouse ControlPupil Light Reflex

مقالات ذات صلة