مقالة منهجية

تصوير الأوعية الفلورية لتقييم تمدد الأوعية الدموية وطب الشرايين الأم في نماذج تمدد الأوعية الدموية الفئران والأرانب

DOI:

10.3791/59782

⸱

يوليو 24, 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Kantonsspital Aarau, 2Cerebrovascular Research Group, Department for BioMedical Research (DBMR), University of Bern

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نقدم بروتوكولًا لتقييم تدفق تمدد الأوعية الدموية وتمدد الأوعية الدموية في الأوعية الدموية في الجرذان الجانبية في الفئران والأرانب بكفاءة، وذلك باستخدام تصوير الأوعية بالفيديو (FVA) القائم على الفلورسين. مع قيمة تنبؤية إيجابية من 92.6٪، بل هو طريقة بسيطة ولكنها فعالة جدا واقتصادية مع عدم وجود معدات خاصة المطلوبة.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يركز علاج تمدد الأوعية الدموية في الدماغ على تحقيق انسداد كامل، فضلا عن الحفاظ على تدفق الدم في الشريان الأم. وتستخدم الفلورسين الصوديوم والأخضر indocyanine لتمكين مراقبة تدفق الدم وحالة التسريب السفينة، على التوالي. والهدف من هذه الدراسة هو تطبيق FVA للتحقق من تدفق الدم في الوقت الحقيقي، وحالة التسريب السفينة وانسداد تمدد الأوعية الدموية بعد تحريض تمدد الأوعية الدموية الجدار الجانبي في الأرانب والفئران، فضلا عن التحقق من صحة الإجراء في هذه الأنواع.

تم إنشاء عشرين تمدد الأوعية الدموية الجدار الجانبي في 10 الأرانب عن طريق خياطة كيس وعاء الشرياني منزوع الخلايا على الشريان السباتي لأرنب المانحة. وبالإضافة إلى ذلك، تم إنشاء 48 تمدد الأوعية الدموية الجدار الجانبي المجهري في 48 الفئران. خلال المتابعة في شهر واحد بعد الخلق، تم تشريح الشريان الأم / مجمع تمدد الأوعية الدموية وأجري FVA باستخدام الفلورسين الوريدي (10٪، 1 مل) حقن عن طريق قسطرة الوريد الأذن في الأرانب ووريد الفخذ في الفئران. ثم تم حصاد تمدد الأوعية الدموية، وتم تقييم البَرَسّة بشكل مُكُنْكِيّ.

بشكل عياني، أشار 14 من أصل 16 تمدد الأوعية الدموية في الأرانب إلى عدم وجود ضخ الشريان الأم المتبقية مع لومينا مُكَفَّف تماماً، ومع ذلك 11 (79٪) تم الكشف عنها من قبل FVA. واستُبعدت أربع تمددات للأوعية الدموية بسبب مشاكل تقنية. في الفئران، لوحظ التسريب المتبقي لتمدد الأوعية الدموية بشكل عياني في 25 حالة من أصل 48 حالة. من بين 23 دون أدلة العيان من التسريب، أكدت FVA حدوث 22 تمدد الأوعية الدموية (96٪). لم تكن هناك أحداث سلبية مرتبطة بـ FVA. الفلور هو قابل للتطبيق بسهولة وليس هناك حاجة إلى معدات خاصة. وهي طريقة آمنة وفعالة للغاية لتقييم سلامة الشريان الأم وتمدد الأوعية الدموية/ التسريب المتبقي في بيئة تجريبية مع الأرانب والجرذان. FVA باستخدام الفلورسين كعامل تباين يبدو أن تكون فعالة في السيطرة على patency من تمدد الأوعية الدموية والسفينة الكامنة، ويمكن حتى تكييفها لتجاوز الجراحة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

دليل على تمدد الأوعية الدموية الكامل وسلامة الشريان الأم هو من الأهمية القصوى في جراحة تمدد الأوعية الدموية. هناك العديد من الخيارات لتأكيد الأوعية الشريانية الأم وانسداد تمدد الأوعية الدموية، مثل التصوير بالموجات فوق الصوتية دوبلر، تصوير الأوعية الدماغية التقليدية (DSA)، تصوير الأوعية المقطعية المحوسبة (CTA) أو تصوير الأوعية بالرنين المغناطيسي (MRA)1، 2. ومع ذلك، هذه هي أساليب مكلفة وتستغرق وقتا طويلا والتي غالبا ما تكون غير متوفرة في بيئة المختبر. وعلاوة على ذلك، قد تكون لها آثار جانبية ذات صلة مثل التعرض للإشعاع أو الحاجة إلى مزيد من التخدير للالحيوانات التجريبية لتجنب نقل القطع الأثرية.

مع ظهور عدد متزايد من الأجهزة الجديدة داخل الأوعية الدموية، هناك حاجة متتالية لاختبار ما قبل السريرية من هذه الأجهزة. ومع ذلك، غالباً ما تعتمد هذه الدراسات على تحليل ما بعد الوفاة (على سبيل المثال، علم الأمراض الكلية وعلم الأنسجة) وتفتقر إلى المعلومات عن التسريب الديناميكي. وعلاوة على ذلك، بالنسبة للباحث قد يكون من الضروري الحصول على معلومات فورية وموثوق بها خلال إجراء جراحي تجريبي. تصوير الأوعية الفلورية هو فعالة من حيثالتكلفة وسهلة لأداء تقنية التصور 1،3،4.

على هذا النحو، غالباً ما يستخدم التصوير بالأوعية بالفيديو الأخضر indocyanine (ICG) في العمليات الجراحية العصبية السريرية وقد تمت دراسته على نطاق واسع5،6. تصوير الأوعية بالفيديو الفلوري (FVA) هو تقنية بديلة، مع ميزة إضافية لخلق إشارة الفلورة التي تقع ضمن نطاق الطول الموجي للرؤية البشرية، وبالتالي يمكن رؤيتها بالعين المجردة دون كاميرا الأشعة تحت الحمراء الطيف الموسعة 7.الفلورسين تصوير الأوعية والفيديو هو أقل غالبا ما تستخدم في الجراحة الدماغية الوعائية السريرية والتقارير عن FVA في البيئات التجريبية نادرة1،4.

والهدف من هذا التقرير هو إظهار جدوى ونطاق تطبيقات FVA في البحوث الدماغية الأوعية الدموية الفئران والأرانب قبل السريرية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ووُقِّمت القوارض في مرفق لرعاية الحيوانات، واستعرضت لجنة رعاية الحيوان في جامعة برن، سويسرا (BE65/16) التجارب ووافقت عليها. وتم الحفاظ على جميع الحيوانات على نظام غذائي مختبري قياسي مع إمكانية الحصول مجاناً على الغذاء والماء. وقد أجريت جميع التجارب الحيوانية في إطار دراسة متأنية للعمليات الثلاثة (الاستبدال والتخفيض والصقل). وشملت عشرة أرانب بيضاء نيوزيلندا و 48 الفئران ويستار الذكور. تم اتباع المبادئ التوجيهية وصول بدقة8.

ملاحظة: تم إنشاء عشرين تمدد الأوعية الدموية في 10 أرانب عن طريق خياطة كيس وعاء شرياني منزوع الخلايا على الشريان السباتي لأرنب متبرع. وبالإضافة إلى ذلك، تم إنشاء 48 تمدد الأوعية الدموية الجدار الجانبي المجهري في 48 الفئران كما هو موضح قبل4،9. تم إجراء إجراء التصوير والتحليل العياني بعد 4 أسابيع من إنشاء تمدد الأوعية الدموية.

1. إعداد المواد اللازمة لتصوير الأوعية بالفيديو الفلورية

  1. تعديل مصباح يدوي عن طريق تسجيل على مرشح النطاق الأزرق (انظر جدولالمواد)، والتي سوف تعمل كعامل تصفية الإثارة. يجب أن الشعلة ثم تنبعث منها فقط الضوء الأزرق. استخدام الشريط الأسود لتجنب أي تسرب من الضوء غير المصفاة.
  2. تجهيز الكاميرا (على سبيل المثال، تعلق على المجهر) مع مرشح النطاق الأخضر (انظر جدولالمواد)، والتي سوف تعمل كعامل تصفية ضوء الانبعاثات. فقط الضوء الأخضر يجب أن يكون الآن قادرا على المرور من خلال.

2- إعداد أماكن العمل والمواد

  1. تطهير مساحة العمل مع محلول مطهر.
  2. تغطية الجدول مع الستائر المعقمة لمنع التلوث.
  3. استخدام أدوات معقمة للجراحة.

3. إعداد الحيوانات للجراحة

  1. وزن الحيوانات.
  2. حث التخدير وضبط الجرعة وفقا للوزن.
    1. للأرانب، بدء التخدير المتوازن. حماية عيونهم بيد واحدة أثناء الحقن للحد من رد فعل الخوف. تغطية القفص مع ورقة للمساعدة في تخدير الحيوانات.
    2. التخدير الفئران في غرفة الغاز مع 4٪ isoflurane و 96٪ الأكسجين قبل الحقن.
  3. رصد عمق التخدير. قرصة بين أصابع أقدامهم للتأكد من الحيوانات نائما.
    1. إعادة وضع الأرانب على ظهورهم. لا ينبغي أن يكون رد فعل.
    2. للفئران، قرصة ذيولها وضمان عدم ملاحظة أي رد فعل.
  4. تطبيق مرهم على عيون القوارض لمنع الجفاف. سحب ألسنة الفئران لتجنب أي فرصة للابتلاع.
  5. ابدأ بالحفاظ على التخدير.
    1. للأرانب، القسطرة (22 G القسطرة الرابعة المحمية مع منفذ الحقن ، انظر جدول المواد) والوريد الأذن. الحفاظ على التخدير المتوازن. استخدام stopcock ثلاثية لتمكين حقن متعددة في وقت واحد.
    2. بالنسبة للفئران، حقن 50 ملغ / كغ هيدروكلوريد الكيتامين و 0.5 ملغ / كغ ميثيتوميدين هيدروكلوريد intraperitoneally. مراقبة التخدير مع قرصة اصبع القدم الضارة أثناء الجراحة. في حالة رد الفعل، وإدارة التخدير إضافية.
  6. قم بلصق الحيوانات على اللوحة في وضع السوبين وقمنا بتتبع موقع الشق عن كثب. تطهير المنطقة مع بيتاهاتمال.
    1. للأرانب، وتطهير الرقبة ، وخاصة حول العضلات القص.
    2. للفئران، تطهير المنطقة من المثانة إلى القولون المستعرض.
  7. إدارة الأكسجين من خلال قناع طوال الجراحة والحفاظ على درجة حرارة الجسم مع وسادة التدفئة.

4. إعداد الشريان

  1. للحصول على أفضل النتائج، تشريح السفينةالمختارة بدقة من الأنسجة المحيطة 9،10.
    1. للفئران، وتحديد الوريد الذيل (أقل الغازية ، ويفضل أن تستخدم للالحيوانات الباقين على قيد الحياة) أو تشريح الوريد الفخذي لحقن الفلور4،11.
      ملاحظة: بالنسبة للأرانب، لا حاجة إلى مزيد من تشريح الأوعية لحقن الفلورسين حيث يتم بالفعل استخدام الوريد الأذن للتخدير.
  2. وضع وسادة بيضاء تحت وعاء المختار لزيادة التباين مع الأنسجة المحيطة بها.
  3. ركز الكاميرا المثبتة على المجهر على الشريان الممزق.

5. الفلورسين تصوير الأوعية بالفيديو

  1. تغطية حقنة 5 مل مليئة الصوديوم الفلوريسين (100 ملغ / مل، انظر جدولالمواد) مع رقائق الألومنيوم للحماية من التعرض للضوء. إيقاف الأضواء (قدر الإمكان) وحقن الفلورسين الصوديوم عن طريق الوريد. حقن تحت الظلام لمنع تبييض الصور.
    1. للأرانب،حقن 0.3 مل / كغ من الصوديوم الفلوريسين من خلال ثلاثة طريقة stopcock في الوريد الأذن القسطرة.
    2. للفئران، حقن 0.4 مل / كغ من الصوديوم الفلوريفي الوريد الفخذي عن طريق القسطرة أو إبرة 25 غرام.
  2. اغسل الإبرة أو القسطرة بمحلول ملحي بسعة 0.5 مل لضمان حقن جميع الصبغات.
  3. تضيء المجال الجراحي مع مصباح يدوي المعدلة.
  4. بدء التصوير باستخدام الكاميرا المعدلة. يجب أن يكون تدفق الدم مرئيًا بعد بضع ثوانٍ من الحقن (الشكل 1).
    ملاحظة: هنا، استخدمنا معدل الإطار = 50 إطار/ ث، البعد البؤري = 70 مم، وF3.4.

6. التحليل العياني

  1. استئصال تمدد الأوعية الدموية ومجمع الشريان الأم، وتقييم البطنة العيانية عن طريق فتح الشريان الأم بمقص صغير وتقييم تجويف الشريان الأم وفتحة الأنريسم (انظر الشكل1،2)9. قياس أحجام تمدد الأوعية الدموية. ويمكن بعد ذلك تخزين تمدد الأوعية الدموية- الأصل- الشريان-مركب لمزيد من التحليل (على سبيل المثال، علم الأنسجة).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم رصد معدل ضربات القلب وضغط الدم أثناء الجراحة. وكان متوسط معدل ضربات القلب 193/min في الأرانب و 196/min في الفئران. وتراوح وزن جسم الأرانب بين 3.05 و4.18 كجم، وتزن الفئران 335-690 غرام.

كنا قادرين على أداء FVA في ثمانية من أصل عشرة الأرانب (الشكل1). ولم تسجل أربعة فحوص لتمدد الأوعية الدموية في أرنبين مع الكاميرا بسبب صعوبات تقنية. ولم يبلغ عن أي صعوبات تقنية تتعلق بفوا في الجرذان. ومع ذلك، لا يمكن إجراء FVA في فأر واحد بسبب صعوبات ثقب الوريد الفخذي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

FVA هو وسيلة واعدة وغير معقدة لفحص السفن في القوارض ويمكن القيام بها مع الأجهزة التجارية والمعدات الجاهزة. يمكن تنفيذ FVA خلال أي عملية جراحية حيث هناك حاجة إلى تقييم أثناء الجراحة لسلامة السفينة حيث تحتاج الأوعية إلى تشريح مناسب أولاً.

فضل المؤلفون الحقن الوريدي على الحقن الشرياني بسبب انخفاض خطر الأحداث غير المقصودة مثل العدوى، نقص التروية ومتلازمة المقصورة12. حقن عن طريق الوريد تمكن يمكن الاعتماد عليها، محدودة مكانيا، وتلطيخ مركزة للغاية، ويتطلب جرعات صبغ صغيرة

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ويؤكد جميع المؤلفين عدم وجود تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد دعمت هذه الدراسة جزئيا بمنحة بحثية من كانتونسسبيتال آرو، سويسرا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
<قوي>للأرانب < / قوي >
رقائق
ماكينة حلاقة
شريط
أسود فلتر أزرقThorlabs MF475-35
لوحة دافئة
للجسمكاميرا Sony NEX-5R
قسطرة22G Vasofix السلامة
الفلوريسين الصوديومفلوريسين Faure 10٪
لوحة
مرشح أخضرThorlabs MF539-43
وسادة
مضخة التسريبPerfusor Secura
هيدروكلوريدأي منتجات عامة
إبرة25G
محلول جرس
صفائح
المجهر الجراحيOPMI ، Carl Zeiss AG ، Oberkochen ، ألمانيا
حقنة 2 مل ، 5 مل ، 50 مل
شريط
ثلاثي الاتجاهات محبس
ضوء
Xylazinأي منتجات
عامة <قوية > للفئران < / قوية>
رقائق
ماكينة حلاقة
شريط
أسود فلتر أزرقThorlabs MF475-35
لوحة دافئة
للجسمكاميرا Sony NEX-5R
Disinfictant
فلورسين الصوديومفلوريسين فور 10٪
فلتر أخضرThorlabs MF539-43
وسادة
إيزوفلوران
الكيتامين هيدروكلوريدأي منتجات عامة
ميديتوميدين هيدروكلوريدأي منتجات عامة
إبرة25G
صفيحة
الأكسجين
Ringer الحل
صفائح
الأدواتالملقط الصغير ، المقص الصغير ، مقص جراحي حاد
المجهر الجراحيOPMI ، Carl Zeiss AG ، Oberkochen ، حقنة ألمانيا
2 مل ، 5 مل
شريط
ضوء
الألومنيومحيوانيةGlasسلس البول الكيتامين الأكسجين معقمة الأدوات الجراحية ملقط صغير ، مقص صغير ، مقص جراحي حاد الشعلةالألومنيومحيوانيةسلس البولمعقمة الجراحية الشعلة

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kakucs, C., Florian, I. A., Ungureanu, G., Florian, I. S. Fluorescein Angiography in Intracranial Aneurysm Surgery: A Helpful Method to Evaluate the Security of Clipping and Observe Blood Flow. World Neurosurgery. 105, 406-411 (2017).
  2. Ajiboye, N., Chalouhi, N., Starke, R. M., Zanaty, M., Bell, R. Unruptured Cerebral Aneurysms: Evaluation and Management. ScientificWorldJournal. 2015, 954954(2015).
  3. Suzuki, K., et al. Confirmation of blood flow in perforating arteries using fluorescein cerebral angiography during aneurysm surgery. Journal of Neurosurgery. 107 (1), 68-73 (2007).
  4. Gruter, B. E., et al. Fluorescence Video Angiography for Evaluation of Dynamic Perfusion Status in an Aneurysm Preclinical Experimental Setting. Operative Neurosurgery. , Hagerstown. (2019).
  5. Raabe, A., et al. Prospective evaluation of surgical microscope-integrated intraoperative near-infrared indocyanine green videoangiography during aneurysm surgery. Journal of Neurosurgery. 103 (6), 982-989 (2005).
  6. Riva, M., Amin-Hanjani, S., Giussani, C., De Witte, O., Bruneau, M. Indocyanine Green Videoangiography in Aneurysm Surgery: Systematic Review and Meta-Analysis. Neurosurgery. , (2017).
  7. Kuroda, K., et al. Intra-arterial injection fluorescein videoangiography in aneurysm surgery. Neurosurgery. 72, 2 Suppl Operative 141-150 (2013).
  8. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving Bioscience Research Reporting: The ARRIVE Guidelines for Reporting Animal Research. PLOS Biology. 8 (6), 1000412(2010).
  9. Marbacher, S., et al. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. Journal of Visualized Experiments. (92), e51071(2014).
  10. Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. American Journal of Neuroradiology. 32 (4), 772-777 (2011).
  11. Shurey, S., et al. The rat model in microsurgery education: classical exercises and new horizons. Archives of Plastic Surgery. 41 (3), 201-208 (2014).
  12. Foster, S. D., Lyons, M. S., Runyan, C. M., Otten, E. J. A mimic of soft tissue infection: intra-arterial injection drug use producing hand swelling and digital ischemia. World Journal of Emergency Medicine. 6 (3), 233-236 (2015).
  13. Flower, R. W. Injection technique for indocyanine green and sodium fluorescein dye angiography of the eye. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 12 (12), 881-895 (1973).
  14. Yoshioka, H., et al. Advantage of microscope integrated for both indocyanine green and fluorescein videoangiography on aneurysmal surgery: case report. Neurologia medico-chirurgica (Tokyo). 54 (3), 192-195 (2014).
  15. Ichikawa, T., et al. Development of and Clinical Experience with a Simple Device for Performing Intraoperative Fluorescein Fluorescence Cerebral Angiography: Technical Notes. Neurologia medico-chirurgica. 56 (3), 141-149 (2016).
  16. Alander, J. T., et al. A review of indocyanine green fluorescent imaging in surgery. International Journal of Biomedical Imaging. 2012, 940585(2012).
  17. Lane, B., Bohnstedt, B. N., Cohen-Gadol, A. A. A prospective comparative study of microscope-integrated intraoperative fluorescein and indocyanine videoangiography for clip ligation of complex cerebral aneurysms. Journal of Neurosurgery. 122 (3), 618-626 (2015).
  18. Blair, N. P., Evans, M. A., Lesar, T. S., Zeimer, R. C. Fluorescein and fluorescein glucuronide pharmacokinetics after intravenous injection. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 27 (7), 1107-1114 (1986).
  19. Hillmann, D., et al. In vivo optical imaging of physiological responses to photostimulation in human photoreceptors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (46), 13138-13143 (2016).
  20. Golby, A. J. Image-Guided Neurosurgery. , Elsevier Science. (2015).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة