مقالة منهجية

نموذج زرع الشريان الاورطي لعنق الرحم من murine باستخدام تقنيه الكفة المعدلة غير الخياطة

DOI:

10.3791/59983

⸱

نوفمبر 2, 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of General, Visceral, and Transplant Surgery, Ludwig Maximilian University of Munich, 2Walter-Brendel-Centre of Experimental Medicine, Ludwig Maximilian University of Munich, 3Department of General, Visceral and Cancer Surgery, University Hospital of Cologne, University of Cologne

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هنا ، نقدم بروتوكولا لزرع الابهر غير المتجانس في الفئران باستخدام تقنيه الكفة غير الخياطة في نموذج murine عنق الرحم. ويمكن استخدام هذا النموذج لدراسة الامراض الاساسيه لاعتلال الاوعيه الدموية المزمنة الطعوم (CAV) ويمكن ان تساعد في تقييم العوامل العلاجية الجديدة من أجل منع تشكيلها.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

مع الأخذ ببروتوكولات مثبطه للمناعة قويه ، والتقدم المتميزة ممكنة في الوقاية والعلاج من نوبات الرفض الحاد. غير انه لم يتسن خلال العقود الماضية ملاحظه سوي تحسن طفيف في النتائج الطويلة الأجل للأعضاء الصلبة المزروعة. في هذا السياق ، لا يزال اعتلال الاوعيه الدموية المزمن (CAV) يمثل السبب الرئيسي لفشل الأعضاء المتاخر في زراعه القلب والكلي والرئة.

وحتى الآن ، لا يزال المرض الكامن وراء تطور CAV غير واضح ، موضحا سبب فقدان استراتيجيات العلاج الفعالة حاليا والتاكيد علي الحاجة إلى نماذج تجريبية ذات صله من أجل دراسة الفيزيولوجيا المرضية الكامنة التي تؤدي إلى تشكيل CAV. يصف البروتوكول التالي نموذجا لزرع الابهر العنقي غير المتجانس باستخدام تقنيه الكفة غير الخياطة المعدلة. في هذه التقنية ، يتم وضع شريحة من الابهر الصدري في الشريان السباتي المشترك الأيمن. مع استخدام تقنيه الكفة غير الخياطة ، يمكن إنشاء نموذج سهل التعلم والاستنساخ ، والتقليل إلى ادني حد ممكن من عدم تجانس الاوعيه الدموية المجهرية الصغيرة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

علي مدي العقود الستة الماضية ، تطورت زراعه الأعضاء الصلبة من اجراء تجريبي إلى معيار الرعاية لعلاج فشل الجهاز في المرحلة النهائية1. ونظرا لتحسن عوامل مضادات الميكروبات والتقنيات الجراحية والتقدم في الأفواج المثبطة للمناعة ، فان معدل النجاح المبكر لزراعه الأعضاء الصلبة قد ازداد بشكل ملحوظ علي مدي العقود الماضية2.

غير ان معدلات البقاء علي قيد الحياة الطويلة الأجل لم تتحسن تحسنا كبيرا بنفس الطريقة3. تطوير CAV هو العامل الرئيسي الذي يحد من البقاء علي المدى الطويل4,5,6. ويتميز هذا المرض من خلال تشكيل طبقه الورم العضوي المتمركزة التي تتكون من خلايا العضلات الملساء ، مما يؤدي إلى تضييق تدريجي للسفينة وسوء التغذية علي التوالي من الجهاز الصلبة المزروعة. في المتلقيين زرع القلب ، يمكن تشخيص آفات CAV في ما يصل إلى 75 ٪ من المرضي 3 سنوات بعد زرع7.

الفيزيولوجيا المرضية من CAV ليست مفهومه تماما حتى الآن. ويبدو ان تكون مرتبطة بالعديد من العوامل المناعية وغير المناعية ، مما يؤدي إلى تلف البطانية مع التنشيط البطانية اللاحقة والخلل الوظيفي8. حتى الآن ، لا يوجد خيار العلاج السببية للوقاية من CAV ، والتاكيد علي الحاجة إلى نموذج الحيوانية الصغيرة استنساخه من أجل دراسة تشكيل والعلاج المحتمل من CAV.

مع استخدام نماذج زرع الشريان الابهري ، CAV مثل آلافات يمكن ان ينظر اليها بعد 4 أسابيع من الزرع. هذه آلافات تتكون أساسا من خلايا العضلات الملساء الاوعيه الدموية ، التالي ، تشبه علم الامراض البشرية. بسبب مجموعه واسعه من الوراثية وضرب الفئران ، واستخدام نماذج الماوس في زرع الامراض المرتبطة يوفر فرصه فريدة لتحديد الخيارات العلاجية الجديدة وفهم تنميتها. بسبب القطر الصغير للسفن المزروعة ومع ذلك ، عاده ما يرتبط استخدام نماذج الماوس مع منحنيات التعلم الطويل ومعدل المضاعفات الاوليه العالية9. مع إدخال تقنيه الكفة غير خياطه ، ويمكن تسهيل هذا الجزء الأكثر تحديا من العملية والحفاظ علي قطر من اناستاموسيس ثابت10،11.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وأجريت جميع التجارب وفقا للمبادئ التوجيهية لقانون رعاية الماشية المانيه (تيرشغ). (AZ: 55.2-1-54-2532. Vet_02-80-2015).

1-الإسكان الحيواني

  1. للتجارب ، استخدم الذكور C57BL/6 و BALB/c الفئران وزنها 20-25 g مع C57BL/6 الفئران كما المتلقي الحيوانية والفئران BALB/c كالماشية المانحة.
  2. شراء الماشية والمنزل في منشاه خاليه من العوامل المسببة للمرض ، وفقا للمبادئ التوجيهية FELASA لرصد الصحة12.
  3. الحفاظ علي الفئران في أقفاص Makrolon القياسية مع إثراء المواد التعشيش. توفير الوصول إلى المياه والمواد الغذائية المغلفة في يوم/ليله دوره من 12 ساعة.
  4. الحفاظ علي درجه حرارة الغرفة في 22 ± 2 درجه مئوية والرطوبة النسبية في 55 ± 5 ٪.

2-اعداد المستفيدين

  1. أولا ، تخدير الحيوانية المتلقية (C57BL/6) مع حقنه داخل الصفاق من ميدازولام (5 ملغم/كغ ؛ 5 ملغم/مل) ، medetomidin (0.5 ملغم/كغ ؛ 1 ملغم/مل) ، الفنتانيل (0.05 ملغم/كغ ؛ 0.05 ملغم/مل).
    ملاحظه: يجب الوصول إلى العمق الصحيح للتخدير في 5-10 دقيقه.
    1. قرصه القدمين الخلفية مع ملقط للتحقق من ردود الفعل لتاكيد عمق التخدير.
  2. كليب كل شعر المنطقة الجانبية عنق الرحم مع مقص الشعر الكهربائية للحيوانات الصغيرة وتطبيق مرهم العيون مع مسحات القطن لمنع العينين من الجفاف اثناء العملية.
  3. وضع الحيوانية في موقف ضعيف علي وساده التدفئة تحت المجهر والشريط بلطف ساقيه إلى طاوله التشغيل مع شرائط الجص الحساسة الجلد.
  4. أماله راسه إلى الوراء وفرك الحقل المنطوق عده مرات مع الكحول.
  5. اجراء شق الجلد من شق الوداجي إلى أسفل الفك السفلي الأيمن مع مقص صغير.
  6. أزاله الفص السفلي الأيمن من الغدة الفكه عن طريق الحذر ثنائي القطب من عنله السفينة والختان اللاحق مع المقص المجهري.
  7. قم بازاله العضلة الصحيحة من الجزء العلوي والسفلي والاستئصال اللاحق مع المقص المجهري للوصول إلى الشريان السباتي الشائع.
  8. تعبئة الشريان السباتي المشترك باقصي ما يمكن من الانتفاخ والتقارب بقدر الإمكان عن طريق سحب النسيج الضام المحيطة بالاضافه إلى الملقط الناعم.
  9. اربط اثنين من الاربطه الحريرية 7-0 مع الحد الأدنى من المسافة بين كل منهما حول منتصف الشريان السباتي المشترك والشريان السباتي المشترك مع المقص المجهري الدقيق بين الحروف المركبة.
  10. تمرير القريب ، النهاية ligated من خلال الكفة وإصلاحه مع المشبك الشريان الصغيرة.
    ملاحظه: تم قطع الأصفاد التي تم استخدامها في هذا الاجراء مع المقص الصغير من أنابيب بوليميد مع القطر الخارجي من 0.610 ملم وسمك الجدار من 0.0254 مم. وكان الأصفاد المكتملة طول ~ 2 ملم مع نصف واحد ، والذي يستخدم لعمليه النفخ ، ويجري اسطوانه كامله والنصف الآخر ، والتي فرضت ، كونها نصف اسطوانه.
  11. أزاله الاربطه مع المقص الدقيقة ، علي مقربه من الاربطه قدر الإمكان ، ومسح التجويف مع heparinized المالحة (50 وحده دوليه/مل) مع 30 G ابره ، في حين الحرص علي عدم الاضرار الجدران السفينة.
  12. Distend التجويف مفتوحة باستخدام الموسعات الاوعيه الدموية الجميلة و إيفرت الجذع السباتي علي الكفة عن طريق سحب بلطف علي أنبوب بوليميد.
  13. إصلاح الشريان السباتي علي الفور مع حلقه الحرير 7-0 المربوطة مسبقا فضفاضة.
    ملاحظه: فضفاضة قبل التعادل 4 7-0 الحلقات الحريرية مع قطر حوالي 1.5 مم قبل الجراحة لجعل النفخ-الاجراء أكثر سلاسة وأسهل.
  14. تنفيذ نفس الاجراء (2.10-2.13) في الطرف الآخر من الشريان السباتي.
  15. تعيين الحيوانية المتلقي جانبا وترطيب حقل المنطوق مع المالحة حتى يتم شرح الجزء الابهري.

3-عمليه المانحين

  1. تخدير الماوس المتبرع (BALB/c) بنفس الطريقة التي الحيوانية المتلقي.
    1. قرصه القدمين الخلفية مع ملقط للتحقق من ردود الفعل لتاكيد التخدير الكافي.
  2. قص جميع الشعر من منطقه البطن والصدر مع مقص الشعر الكهربائية للحيوانات الصغيرة وتطبيق مرهم العيون مع مسحات القطن لمنع العينين من الجفاف اثناء العملية.
  3. وضع الحيوانية في موقف ضعيف علي وساده التدفئة تحت المجهر والشريط بلطف ساقيه إلى طاوله التشغيل مع شرائط الجص الحساسة الجلد.
  4. فرك الحقل المنطوق عده مرات مع الكحول.
  5. قم باجراء بضع البطن البطني بمقص صغير وادفع الأمعاء إلى اعلي قليلا للكشف عن الوريد الأجوف السفلي (IVC).
  6. حقن الوريد الأجوف السفلي (IVC) مع 1 مل من المحلول الملحي heparinized باستخدام ابره 30 G.
  7. قطع الابهر البطني و IVC تحت الشرايين الكلوية مع مقص صغير لإفراز الحيوانية المتبرعة. وضع بشكل فضفاض ضغط في البطن لامتصاص الدم.
  8. اجراء بضع الصدر في تحويل الثنائية من الأضلاع مع مقص وأماله جدار القفص الصدري الامامي مع المشبك الجراحية لفضح المنصف.
  9. قطع ال IVC والمريء مباشره فوق الحجاب الحاجز مع المقص الصغير.
  10. أزاله القلب والرئتين عن طريق أماله لهم التصاعدي مع ملقط عقد قطع IVC/المريء ومن ثم الاعفاء منها مع المقص الصغير من قاعدتها للوصول إلى الشريان الابهر الصدري في المنصف الظهري.
  11. تعبئة الشريان الابهر الصدري من الانسجه المحيطة به عن طريق سحب الانسجه الضامة المحيطة والدهون مع ملقط غرامه في حين يجري الحرص علي عدم تلف اي الشرايين الوربيه.
  12. كوي جميع الفروع من الشريان الابهر الصدري مع ملقط الحذر ثنائي القطب والمكوس الجزء الابهر بين الحجاب الحاجز وقوس الابهر باستخدام المقص الصغير.
  13. امسح الجزء الابهري المثير مع محلول ملحي heparinized بابره 30 جرام ، مع الحرص علي عدم اتلاف جدران الاوعيه ، وأزاله اي دم أو جلطات متبقية ، ونقل الطعم إلى الحيوانية المتلقية.
    ملاحظه: ضع الطعم الابهري مباشره في الموضع الصحيح تقريبا في المستلم اثناء النقل. إذا كان هناك مشاكل مربكه نهايات مختلفه من الطعم في الحيوانية المتلقية ، والاربطه فضفاضة حول نهاية البعيدة يمكن ان تساعد.

4-الغرس

  1. اسحب الطرف القريب من الجزء الابهري المتبرع فوق الكفة القريبة علي راس الشريان السباتي الذي تمت معالجته بالملقط الدقيق وأصلحه علي الفور باستخدام حلقه حريريه غير مربوطه مسبقا 7-0.
  2. تقليم البعيدة ، والنهاية الحرة لكسب الطعم الابهري مع المقص الصغير بحيث طول الطعم يناسب المسافة بين الأصفاد اثنين.
  3. كرر الخطوة 4.1 علي الطرف الآخر من الشريان الابهر مع الكفة الأخرى لإكمال الانسمام.
  4. قم بازاله المشبك البعيد للسماح بالترويه الارتجاعية.
  5. بعد تحقيق الأرقاء ، وأزاله المشبك القريب لإكمال الانسمام.
  6. وأخيرا ، إغلاق الجرح مع 6-0 خياطه مستمرة.

5. الرعاية بعد الجراحة

  1. راقب الفاره بشكل وثيق في أول 6 ساعات بعد العملية ثم عده مرات في اليوم لأول 72 ساعة بعد الزرع للكشف عن اي مضاعفات علي الفور.
  2. لتسكين بعد العملية الجراحية ، حقن الماوس المزروعة مع البوبرينورفين (0.05-0.1 مغ/كغ) جلد مباشره بعد الزرع ثم كل 12 ح ل 72 h لتوفير المناسبة ، وعلي المدى الطويل تسكين.

6. تفسيرات الطعم الابهري

  1. تخدير الحيوانية المزروعة مع حقنه داخل الصفاق من ميدازولام (5 مغ/كغ; 5 مغ/مل), medetomidin (0.5 مغ/كغ; 1 مغ/مل) و الفنتانيل (0.05 ملغم/كغ; 0.05 ملغم/مل) 4 أسابيع بعد الزرع.
    1. قرصه القدمين الخلفية مع ملقط للتحقق من ردود الفعل لتاكيد التخدير الكافي.
  2. قص جميع الشعر في منطقه البطن والصدر وعنق الرحم مع مقص الشعر الكهربائية للحيوانات الصغيرة.
  3. وضع الحيوانية في موقف ضعيف علي وساده التدفئة تحت المجهر والشريط بلطف ساقيه إلى طاوله التشغيل مع شرائط الجص الحساسة الجلد.
  4. فرك الحقل المنطوق عده مرات مع الكحول.
  5. قم باجراء بضع البطن البطني بمقص صغير وادفع الأمعاء إلى اعلي قليلا للكشف عن الوريد الأجوف السفلي (IVC).
  6. حقن الوريد الأجوف السفلي (IVC) مع 1 مل من المحلول الملحي heparinized باستخدام ابره 30 G.
  7. قطع الابهر البطني و IVC تحت الشرايين الكلوية مع مقص صغير لإفراز الحيوانية المتبرعة. وضع بشكل فضفاض ضغط في البطن لامتصاص الدم.
  8. اصنع شقا جلديا من الشق الوداجي إلى الفك السفلي الأيمن مع مقص صغير يقابل الشق الجلدي الذي تم اجراؤه اثناء عمليه الزرع.
  9. حدد الطعم الابهري المزروع مع الكفة البعيدة والقريبة وقم بازاله اي نسيج محيط بالملقط.
  10. باستخدام المقص الصغير ، تقطع من خلال الشريان السباتي المشترك البعيد والقريب إلى الطعم الابهري مع الأصفاد من أجل توضيح الطعم الابهري مع نهايات الكفة اثنين.
  11. قطع الجزء الابهري في نصف والحفاظ علي العينات لمزيد من التحليلات (الأقسام المجمدة ، البارافين جزءا لا يتجزا من المواد المجمدة المفاجئة)13،14.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في نموذج الزرع غير المتوافق بالبالكامل ، يمكن رؤية طبقه نيومورال المتمركزة بعد 4 أسابيع من الزرع (الشكل 2). هذه الطبقة تتكون في المقام الأول من خلايا العضلات الملساء الاوعيه الدموية كما ايمونوهيستولوجيكال تلطيخ ل SM22 (علامة انتقائية لخلايا العضلات الملساء الوعائية الناضجة) كشف. كما ذكر من قبل, هذه الخلايا العضلية الملساء الاوعيه الدموية هي باثولوجية للآفات ينظر في المزمنة الطعوم الوعائية. لمزيد من التحليلات ، يجب ان تقسم شرائح الابهر وملطخه بالمطاط المطاطي فان جييسون-تلطيخ. هنا ، يمكن بسهول...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

اعتلال الاوعيه الدموية المزمنة الطعوم هو السبب الرئيسي لفقدان الطعم في وقت متاخر بعد زرع الأعضاء الصلبة من القلب والمحتملة الكلي والرئة الطعوم8. حتى الآن ، لا يمكن وضع نظام علاجي السببية من أجل منع تشكيل CAV.

الفيزيولوجيا المرضية لCAV متعددة العوامل وتنطوي علي الجوانب المناعية وغير المناعية16. استخدام نماذج القوارض في زرع كانت ضرورية في فهم الفيزيولوجيا المرضية الاساسيه لعمليات رفض الكسب غير المزروع في زرع الأعضاء الصلبة وساعد علي تحديد النهج الع...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ويعلن صاحبا البلاغ انهما لا يملكان مصالح مالية متنافسة.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الفئران Balb-c (H2-d)نهر تشارلز# 028القطب للحيوان المتبرع
ERBEICC 50 / 20195-023كي ثنائي القطب
C57BL / 6J (H-2b) سلالةنهر تشارلز# 027هالسي للحيوان
المتلقي FST12501-12حامل إبرة
ملقط البعوضAESCULAPBH111Rالمشبك المنحني
البوليميد الطبيةنوردسون الطبية141-0031الكفة المواد
Micro SerrefinesFST18055-04مشبك الوعاء الصغير
Micro-Adson Corpps (مسننة)FST11018-12الملقط
القياسي Micro-Serrefine Clamp تطبيق الملقطFST18057-14Clipapplicator
رز & ملقط T - أطراف SuperGrip (بزاوية 45 درجة ؛)رز & T00649-11ملقط ناعم
S & ملقط توسيع الوعاء T - بزاوية 10 درجة ؛ (قطر الطرف 0.2 مم)رز & T00125-11Vedilatator
Schott VisiLED SetSchottMC 1500 / S80-55مجلي خفيف
ZEISSSteREO Discovery.V8مجهر
مقص دقيق للطالب / مقص جراحي - حاد حادFST91460-11 / 14001-12قياسي Sissors
Vannas-T & uuml. مقص زنبركي بينجن (منحني ، 8.5 سم)FST15004-08Microsissors (منحني)
Vannas-T & uuml ؛ بينجن مقص زنبركي (مستقيم ، 8.5 سم)FST15003-08Microsissors (مستقيم)
سلالة نظام الكي ثنائي حاملي إبرة أنابيب مجهر

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Rana, A., et al. Survival benefit of solid-organ transplant in the United States. JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).
  2. Rana, A., Godfrey, E. L. Outcomes in Solid-Organ Transplantation: Success and Stagnation. Texas Heart Institute Journal. 46 (1), 75-76 (2019).
  3. Meier-Kriesche, H. U., Schold, J. D., Srinivas, T. R., Kaplan, B. Lack of improvement in renal allograft survival despite a marked decrease in acute rejection rates over the most recent era. American Journal of Transplantation. 4 (3), 378-383 (2004).
  4. Bagnasco, S. M., Kraus, E. S. Intimal arteritis in renal allografts: new takes on an old lesion. Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (3), 343-347 (2015).
  5. Hollis, I. B., Reed, B. N., Moranville, M. P. Medication management of cardiac allograft vasculopathy after heart transplantation. Pharmacotherapy. 35 (5), 489-501 (2015).
  6. Verleden, G. M., Raghu, G., Meyer, K. C., Glanville, A. R., Corris, P. A new classification system for chronic lung allograft dysfunction. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 127-133 (2014).
  7. Ramzy, D., et al. Cardiac allograft vasculopathy: a review. Canadian Journal of Surgery. 48 (4), 319-327 (2005).
  8. Skoric, B., et al. Cardiac allograft vasculopathy: diagnosis, therapy, and prognosis. Croatian Medical Journal. 55 (6), 562-576 (2014).
  9. Koulack, J., et al. Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection. Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).
  10. Rowinska, Z., et al. Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video. Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).
  11. Dietrich, H., et al. Mouse model of transplant arteriosclerosis: role of intercellular adhesion molecule-1. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (2), 343-352 (2000).
  12. Mähler Convenor, M., et al. FELASA recommendations for the health monitoring of mouse, rat, hamster, guinea pig and rabbit colonies in breeding and experimental units. Laboratory Animals. 48 (3), 178-192 (2014).
  13. Ollinger, R., et al. Blockade of p38 MAPK inhibits chronic allograft vasculopathy. Transplantation. 85 (2), 293-297 (2008).
  14. Thomas, M. N., et al. SDF-1/CXCR4/CXCR7 is pivotal for vascular smooth muscle cell proliferation and chronic allograft vasculopathy. Transplant International. 28 (12), 1426-1435 (2015).
  15. Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112 (7), 1030-1039 (2005).
  16. Segura, A. M., Buja, L. M. Cardiac allograft vasculopathy: a complex multifactorial sequela of heart transplantation. Texas Heart Institute Journal. 40 (4), 400-402 (2013).
  17. McDaid, J., Scott, C. J., Kissenpfennig, A., Chen, H., Martins, P. N. The utility of animal models in developing immunosuppressive agents. European Journal of Pharmacology. 759, 295-302 (2015).
  18. Shi, C., Russell, M. E., Bianchi, C., Newell, J. B., Haber, E. Murine model of accelerated transplant arteriosclerosis. Circulation Research. 75 (2), 199-207 (1994).
  19. Koulack, J., et al. Importance of minor histocompatibility antigens in the development of allograft arteriosclerosis. Clinical Immunology and Immunopathology. 80 (3 Pt 1), 273-277 (1996).
  20. Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
  21. Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753(2014).
  22. Nakao, A., Ogino, Y., Tahara, K., Uchida, H., Kobayashi, E. Orthotopic intestinal transplantation using the cuff method in rats: a histopathological evaluation of the anastomosis. Microsurgery. 21 (1), 12-15 (2001).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Murine Aortic TransplantationHeterotopic Cervical ModelChronic Allograft VasculopathyVascular Micro AnastomosisAortic Segment InterpositionHeparinized Saline FlushVan Gieson StainingSM22 ImmunofluorescenceWarm Ischemic Time

مقالات ذات صلة