يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

فحص لسلامة حاجز الدم في الدماغ في دروسوفيلا melanogaster

8.1K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/60233

⸱

سبتمبر 18, 2019

 ,  , 
1Department of Biology, Loyola University Chicago

في هذه المقالة

ملخص

سلامة حاجز الدم في الدماغ أمر بالغ الأهمية لوظيفة الجهاز العصبي. في دروسوفيلا melanogaster، يتكون حاجز الدم في الدماغ من الخلايا الغليفية أثناء تكوين الجنين في وقت متأخر. يصف هذا البروتوكول طرق اختبار تكوين حاجز الدم في الدماغ وصيانته في أجنة D. melanogaster واليرقات النجمية الثالثة.

الملخص

تطوير الجهاز العصبي السليم يشمل تشكيل حاجز الدم في الدماغ، وحاجز الانتشار الذي ينظم بإحكام الوصول إلى الجهاز العصبي ويحمي الأنسجة العصبية من السموم ومسببات الأمراض. وقد ارتبطت العيوب في تشكيل هذا الحاجز مع الاعتلال العصبي، وقد لوحظ انهيار هذا الحاجز في العديد من الأمراض العصبية. ولذلك، من الأهمية بمكان تحديد الجينات التي تنظم تشكيل وصيانة حاجز الدم في الدماغ لتحديد الأهداف العلاجية المحتملة. من أجل فهم الأدوار الدقيقة التي تلعبها هذه الجينات في التنمية العصبية، فمن الضروري تقييم آثار التعبير الجيني المتغير على سلامة حاجز الدم في الدماغ. وقد تم العثور على العديد من الجزيئات التي تعمل في إنشاء حاجز الدم في الدماغ ليتم حفظها عبر الأنواع eukaryotic، بما في ذلك ذبابة الفاكهة، Drosophila melanogaster. وقد ثبت أن ذباب الفاكهة نظام نموذج ممتاز لدراسة الآليات الجزيئية التي تنظم تطوير الجهاز العصبي ووظيفته. يصف هذا البروتوكول إجراء خطوة بخطوة للتدقيق في سلامة حاجز الدم في الدماغ خلال المراحل الجنينية واليرقات من تطور D. melanogaster.

المقدمة

أثناء التنمية، والاتصالات الخلية والتفاعلات حاسمة لإنشاء هيكل الأنسجة والأعضاء والوظيفة. في بعض الحالات، هذه التفاعلات الخلية الخلية ختم الأجهزة من البيئة المحيطة لضمان وظيفة الجهاز السليم. هذا هو الحال بالنسبة للجهاز العصبي، الذي هو معزول عن طريق حاجز الدم في الدماغ (BBB). وقد تم ربط خلل في BBB في البشر إلى الاضطرابات العصبية بما في ذلك الصرع، وقد لوحظ انهيار الحاجز في الأمراض العصبية بما في ذلك التصلب المتعدد والتصلب الجانبي الضموري1. في الثدييات ، يتكون BBB من تقاطعات ضيقة بين الخلايا البطانية2،3. الحيوانات الأخرى، بما في ذلك ذبابة الفاكهة، دروسوفيلا melanogaster، لديها BBB تتألف من الخلايا الغليفية. هذه الخلايا الغليظة تشكل حاجزا نفاذيا انتقائيا للسيطرة على حركة المواد الغذائية، ومنتجات النفايات، والسموم، والجزيئات الكبيرة داخل وخارج الجهاز العصبي4. وهذا يسمح للحفاظ على التدرج الكهروكيميائي اللازم لإطلاق إمكانات العمل، مما يسمح للتنقل والتنسيق4. في D. melanogaster، وglia حماية الجهاز العصبي من الغنية بالبوتاسيوم ، مثل الدم الهيمولمف5.

في الجهاز العصبي المركزي (CNS) والجهاز العصبي المحيطي (PNS) من D. melanogaster، طبقتين غليال الخارجي ، وglia subperineurial وglia العجان ، فضلا عن شبكة خارجية من المصفوفة خارج الخلية ، لاميلا العصبية ، تشكل الهيمولمفي الدماغ وحاجز العصب الهيمولمفي6, يشار إلى BBB في جميع أنحاء هذه المقالة. خلال التنمية subperineurial glia تصبح polyploidوتوسيع لتحيط الجهاز العصبي5،6،7،8،9،10،11 . وsubperineurial glia شكل تقاطعات الحاجز، والتي توفر حاجز الانتشار الرئيسي بين الهيمولمف والجهاز العصبي5،6،12. هذه التقاطعات هي مشابهة جزيئيا لتقاطعات تشبه الحاجز وجدت في paranodes من myelinating glia في الفقاريات، وأنها تؤدي نفس وظيفة تقاطعات ضيقة في BBB من الثدييات13،14، 15 , 16 سنة , 17.الفجوة غليا النجان، تنمو، والتفاف حول glia subperineurial لتنظيم انتشار الأيض والجزيئات الكبيرة6،10،18،19. اكتمال تشكيل BBB من قبل 18.5 ساعة بعد وضع البيض (AEL) في 25 درجة مئوية5،8. وقد حددت الدراسات السابقة الجينات التي هي المنظمين الحرجة لتشكيل BBB20،21،22. لفهم الأدوار الدقيقة لهذه الجينات بشكل أفضل، من المهم دراسة تأثير طفرة هذه المنظمين المحتملين على سلامة BBB. في حين حددت الدراسات السابقة نُهج اصالية في الأجنة واليرقات، إلا أن بروتوكولاً شاملاً لهذا الفحص لم يُوصف بعد5و7. يصف هذا البروتوكول خطوة بخطوة طرق لـ "وصف سلامة BBB" أثناء مراحل اليرقات الجنينية والثالثة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

1. جمع العينات

  1. جمع الأجنة
    1. في كل قفص لجمع الأجنة، استخدم ما لا يقل عن 50 أنثى عذراء مع 20-25 ذكرًا للمجموعات. احتضان هذه الذبابات في زجاجة مع طعام الذرة أجار(جدول المواد)لمدة 1-2 أيام قبل بدء المجموعات23.
      ملاحظة: ويمكن استخدام المزيد من الذباب، ولكن ينبغي الاحتفاظ بنسبة الإناث إلى الذكور في 2:1.
    2. قبل الدافئة أطباق عصير التفاح أجار(الجدول 1)في 25 درجة مئوية بين عشية وضحاها.
      ملاحظة: وهذا مطلوب للتنظيم السليم للأجنة. إذا كانت لوحات تجف بسرعة، إضافة وعاء مع الماء إلى الحاضنة لزيادة الرطوبة من الغرفة.
    3. التخدير الذباب من الخطوة 1.1.1 مع CO2 ونقل الذباب إلى قفص جمع. وضع طبق أجار عصير التفاح المستحم مسبقا مع مسحة صغيرة من معجون الخميرة على نهاية مفتوحة وآمنة إلى القفص مع الأكمام الحمراء(جدول المواد). من أجل مسح الأجنة القديمة، والسماح للذباب لوضع الأجنة / البيض على طبق أجار عصير التفاح لمدة 1 ساعة في 25 درجة مئوية.
    4. إزالة قفص جمع من الحاضنة. عكس الجانب شبكة قفص أسفل والاستفادة الذباب وصولا الى الجزء السفلي من القفص. استبدل عصير التفاح بطبق أجار جديد من عصير التفاح المُسخّن مسبقاً بطبق صغير من عجينة الخميرة. تجاهل اللوحة الأولى.
    5. السماح للذباب لوضع الأجنة / البيض على طبق عصير التفاح الجديد أجار لمدة 1 ساعة في 25 درجة مئوية. تجاهل هذه اللوحة بعد جمع 1 ح والمضي قدما إلى الخطوة التالية لجمع الأجنة للحقن.
    6. لجمع 17 جنينًا في مرحلة متأخرة (20-21 ح AEL)، اسمح للذباب من النمط الجيني المطلوب من الخطوات 1.1.1−1.1.5 بوضع على أطباق أجار جديدة من عصير التفاح المُسخّن مسبقاً مع مسحة صغيرة من عجينة الخميرة عند درجة حرارة 25 درجة مئوية لمدة ساعة واحدة. ، لذلك ستكون الأجنة 20-21 ساعة من العمر في وقت التصوير.
      ملاحظة: يمكن تكرار هذه الخطوة كما هو مطلوب لجولات متعددة من جمع العينات والحقن والتصوير.
    7. جمع الأجنة من لوحات في مصفاة الخلية مع شبكة النايلون 70 ميكرومتر عن طريق إضافة الفوسفات المخزنة المالحة (PBS) مع 0.1٪ السطحي غير الأيونية (PBTx؛ الجدول 1) لتغطية سطح اللوحة وتخفيف الأجنة من السطح باستخدام فرشاة الطلاء.
    8. الأجنة Dechorionate التي تم جمعها في مصفاة الخلية في محلول التبييض 50٪(الجدول 1)في طبق بيتري 100 ملم لمدة 5 دقائق مع التحريض في بعض الأحيان في درجة حرارة الغرفة. شطف الأجنة 3X عن طريق دوامة مصفاة الخلية في PBTx في طبق بيتري، وذلك باستخدام طبق جديد من PBTx في كل مرة.
    9. إذا كانت جميع الأجنة من النمط الجيني الصحيح، انتقل مباشرة إلى الخطوة 1.1.10. إذا كان توليد الأجنة من النمط الجيني الصحيح يتطلب صليبمع الذباب heterozygous، حدد الأجنة من النمط الجيني الصحيح باستخدام وجود أو عدم وجود الكروموسومات موازن ملحوظ الفلورسنت. استخدام مجهر مجسم مع قدرات الفلورسنت لاختيار النمط الجيني.
      ملاحظة: الكروموسومات موازن ملحوظ مع بروتين الفلورسنت مشوهالأصفر. Kruppel-Gal4، بروتين الفلورسنت الأخضر UAS (GFP)؛ وتويست-Gal4، UAS-GFP تعمل بشكل جيد لاختيار النمط الجيني في وقت متأخر من التكوين الجنيني(الجدول 2)24،25،26.
    10. باستخدام ماصة زجاجية، نقل الأجنة في PBTx إلى لوح هلام أجاروز 2٪(الجدول 1). إزالة السائل الزائد مع ورقة فلتر. محاذاة ~ 6-8 الأجنة على لوح هلام أجاروز 2٪ مع الخلفي إلى الجانب الأيمن والظهري التي تواجه(الشكل 1B).
      ملاحظة: يقع الميكروبيل، وهو الثقب الصغير الذي تدخل من خلاله الحيوانات المنوية إلى البويضة، في الطرف الأمامي للجنين. النهاية الخلفية أكثر تقريبًا. تظهر القصبة الهوائية باللون الأبيض وتقع في الجنين، مما يسمح بالتمييز بين الجانبين الدسير والبطني للجنين(الشكل 1B).
    11. إعداد شريحة مع قطعة واحدة من الشريط على الوجهين. اضغط بقوة على الشريحة على رأس الأجنة لنقلها إلى الشريط على الوجهين.
    12. إزالة الأجنة عن طريق الحضانة في درجة حرارة الغرفة لمدة 25 دقيقة ~ (لا يتم استخدام المجففة). بعد الجفاف، تغطية الأجنة مع زيت الهالوكربون.
      ملاحظة: قد تختلف فترات الجفاف حسب درجة الحرارة والرطوبة والتهوية في الغرفة. وينبغي استخدام فترة الحضانة لإعداد جهاز للحقن والمجهر البؤري للتصوير، على النحو المبين في القسمين 2 و 3 من هذا البروتوكول.
  2. جمع اليرقات
    1. إعداد صليب مع 5-10 الذباب الإناث العذراء من النمط الجيني المطلوب ونصف عدد الذكور من النمط الجيني المطلوب في قارورة مع دقيق الذرة أجار الغذاء والحضانة في 25 درجة مئوية23.
    2. بعد 5-7 أيام، اعتمادا ً على النمط الجيني، جمع يرقات النجوم الثالثة المتجولة من القارورة برفق مع ملقط. شطف اليرقات في 1X PBS لإزالة المواد الغذائية عالقة في اليرقات. نقل اليرقات إلى طبق أجار عصير التفاح للكتابة الجينية كما هو موضح في الخطوة 1.1.9 إذا لزم الأمر.
    3. لف اليرقات على الأنسجة باستخدام فرشاة الطلاء لتجفيفها. نقل 6-8 يرقات إلى شريحة تم إعدادها بشريط على الوجهين باستخدام ملقط.

2. إعداد الإبر وحقن العينات

  1. سحب الإبر على سحب micropipette قبل بدء هذا البروتوكول. أنابيب الشعرية الآمنة في سحب إبرة وسحب وفقا لشكل إبرة القياسية والمعلمات لحقن D. melanogaster (الجدول 3)27. تخزين الإبر في طبق بيتري عن طريق الرسو في الطين حتى استخدامها للحقن.
  2. تحميل إبرة مع 5 ميكرولتر من 10 kDa dextran المترافقة إلى sulforhodamine 101 كلوريد حمض(جدول المواد)باستخدام 20 ميكرولتر هلام تحميل ماصة تلميح خلال فترة جفاف 25 دقيقة للأجنة (الخطوة 1.1.12)، أو مباشرة بعد نقل اليرقات إلى الشريحة (الخطوة 1.2.3).
  3. تحميل الإبرة في حامل إبرة ووضع في micromanipulator المضمون إلى قاعدة الصلب(جدول المواد).
    ملاحظة: يجب أن تكون الإبرة موازية تقريبا لمرحلة المجهر لحقن الأجنة وزاوية إلى أسفل قليلا لحقن اليرقات.
  4. تعيين جهاز الحقن(جدول المواد)إلى 50 رطل لكل بوصة مربعة، 5-10 مللي ثانية مع مجموعة من 10.
    ملاحظة: قد يكون من الضروري تغيير هذه الإعدادات لجهاز حقن معين قيد الاستخدام.
  5. ضع الشريحة على خشبة المسرح وفرشاة حافة الإبرة على حافة الشريط على الوجهين في زاوية 45 درجة لإنشاء طرف زاوية مكسورة.
    ملاحظة: بالنسبة للأجنة فمن الضروري فقط لكسر غيض بما فيه الكفاية للسماح لتدفق dextran 10 kDa. إبرة مثالية لديها طرف زاوية قليلا وفقط قطرة صغيرة من الصبغة سوف يخرج مع كل حقن. بالنسبة لليرقات ، من الضروري كسر الطرف أكثر ، ولكن مع طرف زاوية لاختراق جدار الجسم اليرقات. سوف يخرج قطرة أكبر من الصبغة.
  6. ضخ دواسة القدم حتى الصبغة في غيض من الإبرة.
  7. محاذاة الإبرة بحيث تكون موازية للجنين أو زاوية إلى الأسفل قليلا نحو اليرقة.
  8. نقل الإبرة لثقب الطرف الخلفي للعينة وحقن العينة عن طريق ضخ دواسة القدم. حقن ~ 2 مل من الصبغة في الأجنة، و ~ 220 نمل من الصبغة في اليرقات.
    ملاحظة: يجب أن يفيض الجنين أو اليرقة بالصبغة إذا كان الحقن ناجحاً.
  9. لاحظ وقت الحقن لأغراض الحضانة. احتضان الأجنة لمدة 10 دقائق في درجة حرارة الغرفة. اليرقات الحاضنة لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة.
  10. مواصلة أسفل الشريحة لحقن عينات إضافية، مشيرا إلى وقت الحقن لكل عينة.
    ملاحظة: اعتماداً على السرعة التي يمكن بها إجراء التشريح اللاحقة وخطوات التصوير، يمكن حقن 4-8 عينات في كل مرة.

3. إعداد عينات للتصوير

  1. تصوير الأجنة
    1. بعد الحقن، قم بإعداد الأجنة للتصوير. تطبيق هلام النفط مع قضيب القطن يميل على الجانبين الأيمن والأيسر من العينات على الشريحة كفاصل لمنع الأضرار التي لحقت الأجنة عند وضع غطاء.
    2. عينات من الصور باستخدام مجهر بؤري في جميع أنحاء عمق الجنين مع هدف 20X. حساب النسبة المئوية لمجموع العينات مع صبغ لوحظ في الحبل العصبي البطني (VNC) باستخدام المعادلة التالية: ٪ من العينات مع BBB للخطر = عدد العينات مع تراكم الصبغة في VNC / العدد الإجمالي للعينات التي تم فحصها.
  2. تشريح اليرقات وتصويرها
    1. إعداد الشرائح لعينات اليرقات في وقت مبكر. جبل اثنين من الأغطية متباعدة ما يقرب من 0.5 سم وبصرف النظر إلى الشريحة مع طلاء الأظافر.
      ملاحظة: تعمل الأغطية كفواصل للدماغ، لذلك لا يتم تلفها أثناء عملية التركيب.
    2. بعد الحضانة 30 دقيقة، تشريح اليرقات في 1X PBS مباشرة على الشريحة التي سيتم استخدامها في التصوير. أولا، استخدام زوج واحد من الملقط للاستيلاء على اليرقات في منتصف الطريق أسفل الجسم اليرقات، واستخدام زوج ثان من الملقط لفصل النصفين الأمامي والخلفي من اليرقات.
    3. بعد ذلك، استخدم زوج ًا واحدًا من الملقط للإمساك بالمنطقة الأمامية عند السنانير، واستخدم زوجًا ثانيًا من الملقط لعكس جدار الجسم على طرف الملقط الذي يستحوذ على السنانير الفمية. سوف يتعرض الدماغ وVNC.
    4. فصل الدماغ وVNC من جدار الجسم عن طريق قطع الأعصاب، وإزالة جدار الجسم من الشريحة(الشكل 1C، D). قم بإزالة الأقراص التخيلية إذا رغبت في ذلك.
    5. تغطية العينة مع 10 ميكرولتر من الجلسرين 80٪ ووضع غطاء على رأس العينة للتصوير.
    6. صورة من خلال عمق أنسجة الجهاز العصبي باستخدام هدف 20X. حساب النسبة المئوية لمجموع العينات مع صبغ لوحظ في VNC.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

الطرق الموصوفة هنا تسمح بتصور سلامة BBB في جميع أنحاء الجهاز العصبي المركزي في D. melanogaster الأجنة واليرقات(الشكل 1). عند الانتهاء من تشكيل BBB في وقت متأخر من تكوين الأجنة، يعمل BBB لاستبعاد جزيئات كبيرة من الدماغ وVNC5. يستفيد هذا البروتوكول من هذه الوظيفة لـ "تشكيل BBB". عندما تم حقن الأجنة من النوع البري (أوريغون R) في وقت متأخر من المرحلة 17 (20-21 ساعة) مع 10 kDa dextran المترافقة مع sulforhodamine 101 حمض كلوريد الفلورسنت صبغة، تم استبعاد جزيء dextr...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يقدم هذا البروتوكول وصفاً شاملاً للخطوات اللازمة للتدقيق في سلامة BBB خلال المراحل الجنينية المتأخرة والثالثة من تطور الميلانينوغاستر. وقد تم وصف نُهج مماثلة في أماكن أخرى للتحقق من سلامة BBB أثناء التنمية، وكذلك في مراحل البالغين5و7و29و30. ومع ذلك، فإن وصف الإجراءات في أقسام المواد والأساليب غالباً ما يكون واسع النطاق في طبيعته ويفتقر إلى التفاصيل الكافية لسهولة التنفيذ، مما يستلزم اس...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

وليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

ويشكر المؤلفان الدكتور ف. براين بيكيت والدكتور رودني دايل على استخدام معدات للحقن. تم تمويل هذا العمل من خلال تمويل البحوث من جامعة لويولا شيكاغو إلى دكتوراه في الد، D.T.، وJ.J.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
10 كيلو دالتون سلفورهودامين 101 كلوريد حمض (تكساس ريد) يجب تخفيف ديكسترانثيرموفيشر ScientificD1863ديكستران في معقمة ddH2< / sub>O بتركيز 25 مجم / مل.
20 & مو L أطراف ماصة تحميل الجلEppendorf22351656
100٪ إيثانول (200 برهان)Pharmco-Aaper11000200
الخميرة الجافة النشطةRed Star
AgarFisher ScientificBP1423
AgaroseFisher ScientificBP160-500
DeWaltD55140
عصير التفاح موتالتفاح الطبيعي
المبيضالمنزلي1-5٪ هيبوكلوريت
زجاج البورسليكات الشعيرات الدمويةالعالمية أدواتالدقة 1B100F-4
سدادات زجاجةفيشر ScientificAS-277
مصافي الخلاياBD Falcon352350
مجهر متحد البؤرأوليمبوسFV1000باستخدام هدف 20x (UPlanSApo 20x / 0.75)
قضيب قطني ذو رؤوسPuritan19-062614
شريط على الوجهين 1/2 "سكوتش
دومون ؛ نمط # 5 ؛ .05 × .01 مم تلميحRobozRS-5015
يطير زجاجات الطعامفيشر ScientificAS-355
قارورة طبابةالطعام فيشر ScientificAS-515
دواسة القدمTreadlite IIT-91-S
جل العجلاتBio-Rad1704422
Gel TrayBio-Rad Glass 1704436 Bio-Rad
ماصةVWR14673-010
جلسرينفيشر ScientificBP229-1
سكرتم شراؤه من محل البقالة.
زيت الهالوكربونالعلمي ، Inc.FLY-7000
مصدر الضوءSchottAce I
مناور حاملالعالم للأدوات الدقيقةM10
Micromanipulatorالعالم أدوات الدقةKITE-R
مجتذبMicropipette Sutter Instrument Co.P-97
حامل إبرةالعالم أدوات الدقةMPH310
مجموعات مرشح Nightseaعلم المجهر الإلكترونيSFA-LFS-CYلتصور
نظام محول YFP Nightsea الكامل مع علم المجهر الإلكتروني برأس الضوء باللون الأزرقالملكي SFA-RBلتصور
فرشاة الرسمGFP ببساطة خلاط إزميل Simmons# 6
PipetterFisher Scientific13-683C
مضخة هوائيةالعالمية للأدوات الدقيقةPV830يشار إلى هذا أيضا باسم الحاقن الدقيق أو منظم الضغط. نظرا لأن النموذج المستخدم في دراستنا لم يعد متاحا ، فهذا بديل واحد.
كلوريد البوتاسيومفيشر العلميBP366-500
فوسفات البوتاسيوم ثنائي القاعدةفيشر العلميBP363-500
أقفاص جمع الأجنة الصغيرةجينيسي ساینستيفيني59-100
كلوريد الصوديومفيشر العلميBP358-212
فوسفات الصوديوم ثنائي القاعدة اللامائيفيشر العلميBP332-500
لوحة قاعدة فولاذيةالدقة العالمية5052
مجهر مجسمكارل زايسستيمي 2000تستخدم لتشريح الأنسجة.
مجهر مجسم مع مصدر الضوء المنقولBaytronixيستخدم للحقن.
Tegosept (حمض p-hydroxybenzoic ، إستر الميثيل)Genesee Scientific20-258
Triton X-100Fisher ScientificBP151-500قارورة خافضة للتوتر السطحي غير أيونية
فيشر ScientificAS-273
ضاغط الهواء عصير تم تصوير عينات ملاقط محبب مختبر أدوات سدادات

المراجع

  1. Obermeier, B., Daneman, R., Ransohoff, R. M. Development, maintenance and disruption of the blood-brain barrier. Nature Medicine. 19 (12), 1584-1596 (2013).
  2. Brightman, M. W., Reese, T. S. Junctions between intimately apposed cell membranes in the vertebrate brain. Journal of Cell Biology. 40 (3), 648-677 (1969).
  3. Tietz, S., Engelhardt, B. Brain barriers: Crosstalk between complex tight junctions and adherens junctions. Journal of Cell Biology. 209 (4), 493-506 (2015).
  4. Hindle, S. J., Bainton, R. J. Barrier mechanisms in the Drosophila blood-brain barrier. Frontiers in Neuroscience. 8, 414(2014).
  5. Schwabe, T., Bainton, R. J., Fetter, R. D., Heberlein, U., Gaul, U. GPCR signaling is required for blood-brain barrier formation in drosophila. Cell. 123 (1), 133-144 (2005).
  6. Stork, T., et al. Organization and function of the blood-brain barrier in Drosophila. Journal of Neuroscience. 28 (3), 587-597 (2008).
  7. Unhavaithaya, Y., Orr-Weaver, T. L. Polyploidization of glia in neural development links tissue growth to blood-brain barrier integrity. Genes & Development. 26 (1), 31-36 (2012).
  8. Schwabe, T., Li, X., Gaul, U. Dynamic analysis of the mesenchymal-epithelial transition of blood-brain barrier forming glia in Drosophila. Biology Open. 6 (2), 232-243 (2017).
  9. Von Stetina, J. R., Frawley, L. E., Unhavaithaya, Y., Orr-Weaver, T. L. Variant cell cycles regulated by Notch signaling control cell size and ensure a functional blood-brain barrier. Development. 145 (3), dev157115(2018).
  10. von Hilchen, C. M., Beckervordersandforth, R. M., Rickert, C., Technau, G. M., Altenhein, B. Identity, origin, and migration of peripheral glial cells in the Drosophila embryo. Mechanisms of Development. 125 (3-4), 337-352 (2008).
  11. Beckervordersandforth, R. M., Rickert, C., Altenhein, B., Technau, G. M. Subtypes of glial cells in the Drosophila embryonic ventral nerve cord as related to lineage and gene expression. Mechanisms of Development. 125 (5-6), 542-557 (2008).
  12. Bellen, H. J., Lu, Y., Beckstead, R., Bhat, M. A. Neurexin IV, caspr and paranodin--novel members of the neurexin family: encounters of axons and glia. Trends in Neurosciences. 21 (10), 444-449 (1998).
  13. Baumgartner, S., et al. A Drosophila neurexin is required for septate junction and blood-nerve barrier formation and function. Cell. 87 (6), 1059-1068 (1996).
  14. Banerjee, S., Pillai, A. M., Paik, R., Li, J., Bhat, M. A. Axonal ensheathment and septate junction formation in the peripheral nervous system of Drosophila. Journal of Neuroscience. 26 (12), 3319-3329 (2006).
  15. Bhat, M. A., et al. Axon-glia interactions and the domain organization of myelinated axons requires neurexin IV/Caspr/Paranodin. Neuron. 30 (2), 369-383 (2001).
  16. Faivre-Sarrailh, C., et al. Drosophila contactin, a homolog of vertebrate contactin, is required for septate junction organization and paracellular barrier function. Development. 131 (20), 4931-4942 (2004).
  17. Salzer, J. L., Brophy, P. J., Peles, E. Molecular domains of myelinated axons in the peripheral nervous system. Glia. 56 (14), 1532-1540 (2008).
  18. von Hilchen, C. M., Bustos, A. E., Giangrande, A., Technau, G. M., Altenhein, B. Predetermined embryonic glial cells form the distinct glial sheaths of the Drosophila peripheral nervous system. Development. 140 (17), 3657-3668 (2013).
  19. Matzat, T., et al. Axonal wrapping in the Drosophila PNS is controlled by glia-derived neuregulin homolog Vein. Development. 142 (7), 1336-1345 (2015).
  20. Limmer, S., Weiler, A., Volkenhoff, A., Babatz, F., Klambt, C. The Drosophila blood-brain barrier: development and function of a glial endothelium. Frontiers in Neuroscience. 8, 365(2014).
  21. Ho, T. Y., et al. Expressional Profiling of Carpet Glia in the Developing Drosophila Eye Reveals Its Molecular Signature of Morphology Regulators. Frontiers in Neuroscience. 13, 244(2019).
  22. DeSalvo, M. K., et al. The Drosophila surface glia transcriptome: evolutionary conserved blood-brain barrier processes. Frontiers in Neuroscience. 8, 346(2014).
  23. BDSC Cornmeal Food. , Bloomington Drosophila Stock Center. Available from: https://bdsc.indiana.edu/information/recipes/bloomfood.html (2017).
  24. Le, T., et al. A new family of Drosophila balancer chromosomes with a w- dfd-GMR yellow fluorescent protein marker. Genetics. 174 (4), 2255-2257 (2006).
  25. Casso, D., Ramirez-Weber, F. A., Kornberg, T. B. GFP-tagged balancer chromosomes for Drosophila melanogaster. Mechanisms of Development. 88 (2), 229-232 (1999).
  26. Halfon, M. S., et al. New fluorescent protein reporters for use with the Drosophila Gal4 expression system and for vital detection of balancer chromosomes. Genesis. 34 (1-2), 135-138 (2002).
  27. Miller, D. F., Holtzman, S. L., Kaufman, T. C. Customized microinjection glass capillary needles for P-element transformations in Drosophila melanogaster. BioTechniques. 33 (2), 366-372 (2002).
  28. Luong, D., Perez, L., Jemc, J. C. Identification of raw as a regulator of glial development. PLoS One. 13 (5), e0198161(2018).
  29. Pinsonneault, R. L., Mayer, N., Mayer, F., Tegegn, N., Bainton, R. J. Novel models for studying the blood-brain and blood-eye barriers in Drosophila. Methods in Molecular Biology. 686, 357-369 (2011).
  30. Love, C. R., Dauwalder, B. Drosophila as a Model to Study the Blood-Brain Barrier. Blood-Brain Barrier. Barichello, T. , Humana Press. New York, NY. 175-185 (2019).
  31. Lin, D. M., Goodman, C. S. Ectopic and increased expression of Fasciclin II alters motoneuron growth cone guidance. Neuron. 13 (3), 507-523 (1994).
  32. Sepp, K. J., Schulte, J., Auld, V. J. Peripheral glia direct axon guidance across the CNS/PNS transition zone. Developmental Biology. 238 (1), 47-63 (2001).
  33. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118 (2), 401-415 (1993).
  34. Devraj, K., Guerit, S., Macas, J., Reiss, Y. An In Vivo Blood-brain Barrier Permeability Assay in Mice Using Fluorescently Labeled Tracers. Journal of Visualized Experiments. 132, e57038(2018).
  35. Fairchild, M. J., Smendziuk, C. M., Tanentzapf, G. A somatic permeability barrier around the germline is essential for Drosophila spermatogenesis. Development. 142 (2), 268-281 (2015).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

جمع الأجنةحقن اليرقاتمقترن الديكسترانالمجهر البؤريتجفيف الأجنةتشريح اليرقاتالتعبير الجيني
فحص لسلامة حاجز الدم في الدماغ في دروسوفيلا melanogaster
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.