مقالة منهجية

الجراحة الفراغية لغرس صفائف ميكروالكترود في المارموسيت المشتركة (Callithrix jacchus)

9.5K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/60240

⸱

سبتمبر 29, 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Edmond and Lily Safra International Institute of Neuroscience, Santos Dumont Institute, 2Neuroscience Program, University of Colorado Anschutz Medical Campus, 3Department of Physiological Sciences, Health Sciences Center, Federal University of Espírito Santo

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

ويقدم هذا العمل بروتوكولا لتنفيذ المجسم ، وغرس العصبية من صفائف ميكروالكترود في marmoset المشتركة. هذه الطريقة علي وجه التحديد تمكن التسجيلات الكهربائية في الحيوانية يتصرف بحريه ولكن يمكن تكييفها بسهوله لأي تدخل الجراحة العصبية الأخرى مماثله في هذا النوع (علي سبيل المثال ، قني لأداره المخدرات أو أقطاب لتحفيز الدماغ).

الملخص

Marmosets (Callithrix jacchus) هي الرئيسيات الصغيرة غير البشرية التي تكتسب شعبيه في البحوث الطبية الحيوية وما قبل السريرية ، بما في ذلك أعصاب. هذه الكائنات أقرب بكثير من البشر من القوارض كما انها تعرض السلوكيات المعقدة ، بما في ذلك مجموعه واسعه من النطق والتفاعلات الاجتماعية. هنا ، يوصف اجراء الجراحة العصبية الفراغية فعاله لغرس صفائف القطب التسجيل في marmoset المشتركة. هذا البروتوكول أيضا تفاصيل الخطوات قبل وبعد العملية الجراحية للعناية بالماشية المطلوبة لاجراء هذه الجراحة بنجاح. وأخيرا ، يظهر هذا البروتوكول مثالا علي الإمكانيات الميدانية المحلية والتسجيلات النشاط الطفرة في marmoset يتصرف بحريه 1 أسبوع بعد العملية الجراحية. عموما ، يوفر هذا الأسلوب فرصه لدراسة وظيفة الدماغ في اليقظة والتصرف بحريه marmosets. ويمكن استخدام نفس البروتوكول بسهوله من قبل الباحثين العاملين مع الرئيسيات الصغيرة الأخرى. الاضافه إلى ذلك ، فانه يمكن تعديلها بسهوله للسماح للدراسات الأخرى التي تتطلب يزرع ، مثل تحفيز الأقطاب الكهربائية ، والحقن المجهري ، وغرس optrodes أو دليل cannulas ، أو استئصال مناطق الانسجه المنفصلة.

المقدمة

المارموسيين المشتركة (callithrix jacchus) تكتسب الاعتراف باعتبارها نموذجا كائنا حيا هاما في العديد من مجالات البحث ، بما في ذلك العلوم العصبية. هذه الرئيسيات العالم الجديد تمثل نموذجا الحيوانية التكميلية الهامه لكل من القوارض وغيرها من الرئيسات غير البشرية (NHPs) ، مثل المكاك الريسوس. مثل القوارض ، وهذه الكائنات الصغيرة ، وسهله للتلاعب ، واقتصاديه نسبيا لرعاية وتولد1،2،3،4، بالمقارنة مع nhps أكبر. وعلاوة علي ذلك ، فان هذه الكائنات لديها ميل للتوامه والخصوبة العالية بالنسبة إلى الأخرى nhps1،2،3. ميزه أخرى لل marmoset علي العديد من الرئيسيات الأخرى هو ان البيولوجيا الجزيئية الحديثة أدوات3،4،5،6،7 والجينوم المتسلسلة2 ,3,4,5, 8 وقد استخدمت لتعديل وراثيا لهم. كلا الطرق في الحيوانية باستخدام لينتيفيروس5، وضرب الخروج الحيوانية باستخدام الزنك الاصبع نوكليسيس (zfns) والنسخ المنشط مثل المنحرف المستجيب (talens)7، وقد أثمرت الحيوانية مؤسس قابله للحياة.

ميزه [أين رلايشن تو] قوارض ان [مرمويتس], كرئيسيات, [فيلوجيني] قريبه إلى أناس3,5,6,9,10,11. مثل البشر ، المارموسيين هي الحيوانية التي تعتمد علي النظام البصري متطورة للغاية لتوجيه الكثير من سلوكهم10. وعلاوة علي ذلك ، تظهر المارموسيين التعقيد السلوكي ، بما في ذلك مجموعه واسعه من السلوكيات الاجتماعية مثل استخدام النطق المختلفة3، مما يسمح للباحثين لمعالجه الاسئله غير ممكن في الأنواع الأخرى. من منظور [نيوروسكينتيفيك] ، وقد المارموسيين العقول lissenكيفالونيا ، علي عكس ماكاك أكثر شيوعا المستخدمة9. وعلاوة علي ذلك ، المارموسيين لديها الجهاز العصبي المركزي علي غرار البشر ، بما في ذلك القشرة الاماميه أكثر تطورا للغاية9. معا, كل هذه الخصائص وضع المارموسيين كنموذج قيمه لدراسة وظيفة الدماغ في الصحة والمرض.

وهناك طريقه شائعه لدراسة وظيفة المخ تنطوي علي زرع أقطاب كهربائيه في مواقع محدده تشريحيا عن طريق جراحه المخ والأعصاب الفراغية. وهذا يسمح للتسجيل الزمني للنشاط العصبي في المناطق المستهدفة المختلفة في مستيقظا وبحريه التصرف الحيوانية12,13. جراحه الأعصاب الفراغية هي تقنيه لا غني عنها تستخدم في العديد من خطوط البحث ، لأنها تسمح بالاستهداف الدقيق للمناطق العصبية. بالمقارنة مع الأدب المكاك والقوارض ، هناك عدد اقل من الدراسات المنشورة التي تصف جراحه المخ والأعصاب الفراغية الخاصة بالمارموسيت ، وهي تميل إلى تقديم تفاصيل متفرقة عن الخطوات التي تنطوي عليها الجراحة. وعلاوة علي ذلك ، فان أولئك الذين لديهم تفاصيل أكبر تركز أساسا علي إجراءات تسجيل الفيزيولوجيا الكهربية في الماشية المقيدة الراس14و15و16و17.

من أجل تسهيل اعتماد أوسع من المارموسيين ككائن نموذجي في بحوث علوم الأعصاب ، والطريقة الحالية يحدد الخطوات المحددة اللازمة لجراحه الأعصاب المجسمة الناجحة في هذا النوع. بالاضافه إلى غرس صفائف التسجيل ، كما هو مفصل في الطريقة الحالية ، يمكن تكييف نفس التقنية للعديد من الغايات التجريبية الأخرى ، بما في ذلك غرس الأقطاب الكهربائية المحفزة لعلاج الامراض18 أو القيادة السببية دائره السلوك19؛ غرس دليل cannulas لاستخراج والكمية من الناقلات العصبية20، وحقن الكواشف ، بما في ذلك تلك التي للحث علي نماذج المرض12 أو لدراسات تتبع الدوائر15؛ استئصال المناطق النسيجية المنفصلة21؛ غرس من [اوبترودس] ل أوبتوجينيتيك دراسات22; غرس النوافذ البصرية للتحليل المجهري القشري23؛ وغرس صفائف الكتروكورتيغرافي (ECoG)24. التالي ، فان الهدف العام لهذا الاجراء هو تحديد الخطوات الجراحية التي ينطوي عليها غرس صفائف ميكروالكترود للتسجيلات الكهربية الفسيولوجية المزمنة في السلوك الحر للمارموسيتس.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وأجريت تجارب حيوانيه وفقا لدليل المعاهد الصحية الوطنية لرعاية واستخدام المختبرات الحيوانية ووافقت عليها لجنه الأخلاقيات التابعة لمعهد سانتوس دومونت (البروتوكول 02/2015 العاص).

1. اعداد الجراحة

  1. نعلق كل صفيف القطب الكهربائي إلى حامل القطب متوافق مع الإطار الفراغي لاستخدامها.
  2. ربط واحد حامل القطب إلى الجزئية المجسمة وتعيين واحد ميكروواير إلى الإحداثيات البينية. كرر هذا لصفائف القطب اضافيه وأصحاب ، إذا لزم الأمر.
    ملاحظه: يمكن استخدام الإحداثي البيني لأي ميكروواير لحساب إحداثيات الغرس للمجموعة بأكملها ، لان المسافة النسبية بين الأسلاك المجهرية ثابته. عندما الصفيف لديه حزم مع أطوال مختلفه ، والتنسيق بين الاذنين من أطول سلك هو الأكثر ملاءمة لاستخدامها لوضع الصفر بين الاذنين.
  3. فصل أصحاب القطب من الجزئي الفراغية وتعقيم الجمعيات (القطب الكهربائي تعلق علي حامل القطب) في الاشعه فوق البنفسجية (الاشعه فوق البنفسجية) مجلس الوزراء لمده لا تقل عن 2 ساعة.
  4. نعلق ابره 24 G إلى حامل المسبار المجسم ، توصيله إلى الجزئية وتعيين الإحداثيات بين الاذنين لغيض من الابره.
    ملاحظه: قبل اجراء العملية الجراحية ، يجب ان تكون الإحداثيات الخاصة بجميع الجمجمات محدده مسبقا كمحيط 200 μm2 أكبر من الموضع الامامي (AP) والوسيط الوسيط (ML) لموقع الغرس المستهدف للمجموعة. استخدام 24 G ابره التحقيق الجمعية حامل لتحديد موقف الجمجمة في جمجمته استنادا إلى الإحداثيات الصفر بين الاذنين.
  5. فصل حامل المسبار من الجزئي وتعقيم الجمعية في مجلس الوزراء الاشعه فوق البنفسجية لمده لا تقل عن 2 ح.
  6. جمع 6 − 8 مسامير التيتانيوم أو الفولاذ المقاوم للصدا. لحام الأسلاك الارضيه إلى نصفهم.
  7. تنظيم وتعقيم جميع الاداات والمعدات والمستهلكات المتبقية اللازمة للجراحة.

2-إجراءات ما قبل الجراحة

ملاحظه: تم استخدام اثنين من الذكور البالغين المارموسيين (callithrix jacchus) وزنها 320-370 ز في هذه الدراسة. تاكد من ان الحيوانية لم تؤكل لمده 6 ساعات قبل تحريض التخدير.

  1. تخدير الحيوانية مع الحقن العضلي من الاتروبين (0.05 ملغم/كغ) للحد من إفراز اللعاب والإفرازات القصبية. التحقق من عدم وجود ردود دواسة.
  2. بعد 5 دقائق تطبيق الكيتامين (10 − 20 مغ/كغ) عضل.
  3. حلق راس الحيوانية باستخدام مقص الحلاق الكهربائية.
  4. أداره ترامادول (2 مغ/كغ) عضل كمسكن عام.
  5. الحدس الحيواني.
    1. باستخدام قناع ، وفضح marmoset إلى ايزوفلونان في 1 − 2 ٪ الأكسجين مع معدل تدفق من 1 − 5 لتر/دقيقه للحث علي التخدير العميق. عندما يتم تخدير الحيوانية بعمق ، والحد من والحفاظ علي ايزوفلونان إلى 1 − 3 لتر/دقيقه.
    2. ارفق شريط مطاطي بالجدول الجراحي
    3. ضع المارموسيت في وضعيه الضعيف مع الراس نحو الفني وضع الحزام المطاطي في فم المرموسيت خلف الأنياب.
      ملاحظه: من الأفضل وضع الراس بحيث يشير السطح الظهري نحو الارضيه ووجهها نحو الفني.
    4. باستخدام مسبار ذو رؤوس قطنية ، تنظف المسحة لسان المارموسيت ، وتمسكه في يد واحده لإبقاء الفم مفتوحا.
    5. رش 10 ٪ ليدوكائين علي طرف أنبوب الرغامي.
    6. ادخل أنبوب الرغامي داخل القصبة الهوائية غير المقيد ، والقطر 2.0 ملم إلى الرغامي حتى علامة 4.0 سم عند مدخل القصبة الهوائية.
    7. نعلق الأنبوب إلى الجمعية التخدير مع الاصطناعي التنفس الصناعي تعيين إلى 40 التنفس/دقيقه وتاكيد التوسع السليم وانكماش الصدر.
      ملاحظه: في هذا الوقت يجب ان يتم تسليم الايزوفلونان والأكسجين عبر أنبوب الرغامي ، وليس القناع.
    8. قم بازاله الشريط المطاطي من فم المرموسيت بحيث يمكن تسجيل أنبوب الرغامي في الفك.
  6. ضع المارموسيت في موضع معرض بما يتماشى مع الإطار الفراغي وأصلح راس الحيوانية في الإطار الفراغي.
    1. أولا ، ادخل طرف شريط الاذن الأيمن في القناة السمعية اليمني للحيوان.
    2. بعد ذلك ، ادخل طرف شريط الاذن اليسرى في القناة السمعية اليسرى.
    3. توسيط راس الحيوانية في مركز الإطار الفراغي وإصلاح قضبان الاذن في المكان.
    4. ادراج اللسان في فم الحيوانية وضبط ارتفاعه بحيث يلامس الحنك الحيوانية. وفي الوقت نفسه ، ضع القضبان المدارية علي السطح السفلي للعظام المدارية.
    5. تاكد من محاذاة السطح السفلي للعظام المدارية أفقيا مع وسط قضبان الاذن.
  7. قم بتوصيل مقياس التاكسج النبض المحمول بيد المارموسيت. ضمان ان معدل ضربات القلب هو داخل 154-180 يدق/دقيقه (bpm) لمده الجراحة. في كثير من الأحيان معدل ضربات القلب فوق 200 bpm يعني الحيوانية هو الاستيقاظ. تاكد من ان تشبع الأكسجين فوق 95%. قد تنخفض أحيانا إلى 90 ٪ دون ضرر.
    ملاحظه: يجب انخفاض معدل ضربات القلب أدناه 154 bpm ، وتقليل ايزوفلونان.
  8. وضع مسبار درجه الحرارة المستقيم متصلا لوحه التدفئة هوثرميك في فتحه الشرج ، مع تعيين درجه الحرارة المطلوبة ل 37 درجه مئوية. الشريط هذا الاستشعار إلى الذيل للحفاظ علي انها ثابته في المكان.
  9. تطبيق زيوت التشحيم العينية معقمه للعيون.
  10. تنظيف وتطهير راس الحيوانية مع الكلورههيكسيدين واليود البوفيدون قبل تغطيه الحيوانية مع مجال الجراحة.
    ملاحظه: تنفيذ جميع الإجراءات الجراحية التالية في ظل ظروف معقمه.

3. إجراءات الجراحة

  1. تطبيق جلد المسكنات المحلية (علي سبيل المثال ، ليدوكائين 20 ملغ/مل ، 0.1 مل) في موقع الشق المقصود. اجراء شق في الخط الأوسط من فروه الراس.
  2. فضح واعداد سطح الجمجمة.
    1. افصل العضلات الصدغية بعناية من الجمجمة. أولا ، استخدم مشرط لقطع اللفافة عند ادراجها في الجمجمة. ثم ، فصل برفق العضلات الصدغية من الجمجمة باستخدام راسباتوري العجان.
    2. قم بازاله السمحاق من جميع الجمجمة المكشوفة باستخدام راسباتوري التي يتم سرقتها.
    3. السيطرة علي النزيف مع مسحه قطنية معقمه ، إذا لزم الأمر.
    4. تنظيف سطح العظم مع بيروكسيد الهيدروجين.
  3. تحديد موقع بضع القحف بوضع علامات علي زواياها مع ثقوب الحفر الضحلة في سطح العظم. ثم ، حفر خارج محيط الجمجمة باستخدام مثقاب الأسنان باقصي سرعه (اي 350,000 دوره في الدقيقة). أضافه بضع قطرات من المحلول الملحي المعقم علي الجمجمة اثناء الحفر لمنع ارتفاع درجه الحرارة. قياس وضعيه بضع الجمجمة وإحداثيات غرسه القطب الكهربي فيما يتعلق بالإحداثيات البينية.
  4. زرع مسامير في الجمجمة.
    1. حفر 6 − 8 ثقوب المسمار في جمجمة.
    2. زرع مسامير من هذا القبيل ان كل الأسلاك الارضيه تنصهر المسمار هو المتاخمة ل القرب من المسمار دون تغيير (اي ، من غير سلك الأرض المرفقة به).
    3. الرياح كل الأسلاك الارضيه حول المسمار المجاورة ، دون تغيير.
    4. أضافه قطره من الطلاء الفضي بين الأسلاك الارضيه وكل برغي.
  5. أزاله العظم في منتصف بضع القحف باستخدام ملقط مع طرف منحني (علي سبيل المثال ، ملقط ماكفرسون). الحفاظ علي الام الجافية رطب مع المحلول الملحي المعقم.
  6. أزاله الام الجافية. استخدام ابره معقمه تحت الجلد (25 أو 26 G) مع ثني مائله في حوالي 90 درجه إلى ثقب ورفع سطح الام الجافية بعيدا عن سطح الدماغ. ثم ، قطع الام الجافية مع المقص الصغير. الحفاظ علي الدماغ المكشوفة رطب مع المالحة.
    ملاحظه: إذا لوحظ نزيف كبير في الأورال ، استخدم الإسفنج الجيلاتين ماصه أو معقمه العقيمة غارقه في الجلطات25.
  7. زرع صفائف ميكروالكترود.
    1. نعلق حامل القطب الكهربائي المعقم ومجموعه القطب الكهربي إلى الجزئية الفراغية.
    2. وضع الجزئي بحيث ان القطب هو في الإحداثيات المرغوبة الامامي والمتوسط.
    3. خفض مصفوفة القطب الكهربي حتى يلامس طرف أطول حزمه سطح الدماغ.
    4. ادخل المصفوفة ببطء في نسيج المخ حتى تصل إلى الإحداثيات البطنية.
    5. غطي القشرة المكشوفة بقطع صغيره من إسفنجات الجيلاتين المعقمة والماصة.
    6. تامين القطب إلى الجمجمة عن طريق تطبيق الأكريليك الأسنان إلى الجمجمة المكشوفة ، برغي واحد ، والقطب.
    7. فصل حامل القطب وأزاله من الجزئي.
  8. كرر اجراء الغرس من الخطوة 3.7 مع صفائف اضافيه ، إذا لزم الأمر.
  9. الرياح معا ولحام الأسلاك الارضيه من صفائف منفصلة ومسامير. استخدام الطلاء الفضي لتشكيل جسر حول لحام لضمان تم تحقيق اتصال كهربائي.
  10. باستخدام الأكريليك الأسنان ، وجعل headcap قوي حول المدى الجانبي للصفائف ، والحالة تماما الأسلاك الارضيه وأي الجمجمة المكشوفة ومسامير.
  11. إذا لزم الأمر ، قم بادراج شريط دعم في الغطاء الامامي. وهذا يمكن ان يكون اسطوانه بلاستيكية قوي مثل تلك من مسحه القطن. ختمها في مكان مع الأكريليك الأسنان.
    ملاحظه: هذا يمكن ان يكون مفيدا في تامين موصلات الكابلات الكهربية في مكان ولكن قد تكون غير ضرورية اعتمادا علي المعدات المستخدمة. في الطريقة الحالية ، يتم لصق قضيب دعم مماثل للمرحلة الرئيسية بحيث يمكن للفرقة المطاطية ان تحمل بقوة مراحل الراس في مكانها علي الموصلات.
  12. خياطه الجلد حول راس الغطاء.

4. الانتعاش بعد العملية الجراحية

  1. تطبيق محلول مطهر (علي سبيل المثال ، الكلوركهيكسيدين) حول الجرح.
  2. إيقاف العرض ايزوفلواني ولكن ليس الأكسجين وأزاله الحيوانية من الإطار الفراغي.
  3. وضع الحيوانية علي وساده التدفئة مع الأكسجين الحفاظ عليها من خلال أنبوب داخل الرغامي.
  4. قم بازاله الأنبوب الرغامي عند ظهور العلامات الاولي لردود الفعل العصبية ، مثل البلعوم الحنجرة.
  5. الحفاظ علي تزويد الأكسجين مع قناع حتى الحيوانية يقدم علامات واضحة من الانتعاش مخدر ، مثل ردود الفعل الوقائية ، لهجة الوضعي ، ومحاولات لأمبول.
  6. وضع الحيوانية داخل قفص نظيف في غرفه الانتعاش ل 24 − 48 ح قبل نقل الحيوانية إلى قفص منزلها. منزل كل زرع الحيوانية بشكل فردي.
    ملاحظه: لان المارموسيين تميل إلى تسلق الجدران القفص ، واستخدام قفص مع الجدران الملساء أو تغطيه الجدران القفص مع سطح أملس لمنع الحيوانية من السقوط.
  7. في الساعة الاولي بعد الجراحة ، ومراقبه الحيوانية لمشاهده علامات الاستغاثة أو غير منسقه الاتصال الراس ضد الجانب من القفص.
  8. أداره المضادات الحيوية (علي سبيل المثال ، اينروفلوكساسين 5 مغ/كغ ، جلد ، مره واحده في اليوم لمده 5 − 7 أيام) ، المسكنات (علي سبيل المثال ، ترامادول الفموي 1 ملغم/كغ ، كل 8 ساعات لمده 3 − 5 أيام) والادويه المضادة للالتهابات (مثل ديكساميثازون .
    ملاحظه: بعد عمليه جراحيه ناجحه ، سيتم استرداد الماشية بالبالكامل في غضون 3 − 5 أيام.

5. التسجيلات الكهربائية الفسيولوجية المزمنة في التصرف بحريه المارموسيين

  1. بدء جلسات تسجيل الفسيولوجية الكهربائية علي الأقل 1 أسبوع بعد الجراحة.
    ملاحظه: Habituate الحيوانية إلى الباحث والبيئات التجريبية قبل البدء في جميع الإجراءات التجريبية لمده شهر علي الأقل 1.
  2. في بداية كل دوره ، تخدير طفيفه الحيوانية باستخدام ايزوفلوان (1 − 5 لتر/دقيقه ، 1 ٪ O2).
    ملاحظه: اتبع الإرشادات الخاصة بالمؤسسة ذات الصلة فيما يتعلق بتخدير الرئيسيات الصغيرات. إذا كانت جلسات التسجيل متكررة جدا ، فانه يتم التعامل مع الماشية بحيث يمكن توصيل الكابلات بدون تخدير.
  3. توصيل صفائف القطب إلى نظام تسجيل العصبية التجارية.
  4. وضع الحيوانية داخل الغرفة التجريبية.
    ملاحظه: الغرفة التجريبية المستخدمة هنا هو مربع الأكريليك مكعب (0.45 m x 0.45 m x 0.45 m) مصممه لتقييم كميه ونمط النشاط الحركي العفوي26,27.
  5. الانتظار لمده 30 دقيقه قبل البدء في التسجيلات لضمان استرداد الحيوانية تماما من التخدير.
    ملاحظه: ايزوفلواني لديه بداية سريعة والعمل تعويض الذي يسمح للتخدير السريع والصحوة28. بمجرد ان يتم إيقاف تشغيل العرض ايزوفلواني ، سيبدا الحيوانية في الاستيقاظ. الحيوانية مستيقظا عندما يبقي في وضع تستقيم ويمكن ان أمبول بحريه في الغرفة التجريبية دون الوقوع. هذا يستغرق اقل من 15 دقيقه. لضمان عدم وجود اي اثار مهدئه ، تبدا التسجيلات 30 دقيقه بعد توقف ايزوفلونان.
  6. تاكيد موقف القطب المجهري يزرع زرع بعد الوفاة بواسطة تلطيخ NISSL بعد تحديد والتماس الانسجه29.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

وكان الغرض من هذه الدراسة لوصف اجراء الجراحة العصبية الفراغية لغرس صفائف ميكروالكترود للتسجيلات الفسيولوجية الكهربائية في marmoset المشتركة. والجراحة النموذجية (من الحث التخدير للشفاء التخدير) تستمر لحوالي 5 − 7 ساعة ، اعتمادا علي عدد من صفائف مزروع. هنا ، تم زرع صفائف اثنين بشكل متناظر ، واحد في كل نصف الكره الدماغ. كل مجموعه تحتوي علي 32 الفولاذ المقاوم للصدا الأسلاك الدقيقة المرتبة في سبع حزم تستهدف عده هياكل من حلبه العقدة القاعدية-corticothalamic (الشكل 1) ، ولكن تصميم القطب والمناطق ال...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

ويقدم هذا العمل وصفا مفصلا للإجراءات التي ينطوي عليها غرس صفائف تسجيل القطب المجهري في الدماغ marmoset. ويمكن استخدام هذا البروتوكول نفسه بسهوله عند غرس الأقطاب الكهربائية ، سواء كانت محليه الصنع أو متاحه تجاريا ، في الرئيسيات الصغيرة الأخرى. بالاضافه إلى ذلك ، فانه يمكن تكييفها بسهوله لغايات التجريبية الأخرى التي تتطلب استهداف دقيق للهياكل الدماغ. ولذلك ، فان هذا البروتوكول غامض بقصد فيما يتعلق بالإحداثيات الفراغية وتقنيات حفر الجمجمة ، لان تلك هي الجوانب التي قد تختلف أكثر من غيرها. علي سبيل المثال ، لزرع المصفوفات الم...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

وليس لدي المؤلفين ما يفصحون عنه.

شكر وتقدير

ويود أصحاب البلاغ ان يشكروا برناردو لويز علي المساعدة التقنية في التصوير والتحرير. وقد دعم هذا العمل معهد سانتوس دومونت (ISD) ، ووزارة التعليم البرازيلية (MEC) وCoordenação دي ابيرفيتشونتو دي بيساك دي نيفل المتفوقة (الرؤوس).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
<قوي> المعدات< / قوي>683
جهاز التنفس الصناعي للحيوانات الصغيرةهارفارد ، إنك.55-0000
تجميع التخديرBRASMEDCOLIBRI
Barber ClippersMundialHC-SERIES
Dental DrillNorgenB07-201-M1KG
وسادة تسخين حرارية منزلية ومراقبHarvard Apparatus، Inc.50-7212
Marmoset Stereotaxic FrameNarishige Scientific Instrument LabSR-6C-HT
Patient Monitor and Pulse OximeterBionet Co.، LtdBM3
Stereotaxic MicromanipulatorNarishige Scientific Instrument LabSM-15R
المجهر الجراحيOptoSM PLUS IBZ
<قوي > أدوات < / قوي >
أليس ملقط أنسجةSklar36-2275
ضام Alm ، نقطة مستديرة ، أسنان 4 × 4RhosseRH11078
ملقط McPherson بزاويةOftalmologiabr11301A
مقص جراحي منحنيHarvard Apparatus، Inc.72-8422
ملقط الأنسجة المنحنيةSklar47-1186
ملقط تشريح دقيقWPIWP5015
مثقاب الأسنانMicrodontISO.806.314.001.524.010
ملقط الأنسجة EssringSklar19-2460
FG 1/4 مثقاب الأسنانMicrodontISO.700.314.001.006.005
حامل إبرة HalseyWPI15926-G
ملقط البعوض HalsteadWPI503724-12
ملقط مرقئ ، ملقط مستقيمSklar 17-1260
ملقط JewlerSklar66-7436
مقص بصري McPherson-Vannas ، نقطة 3 ممArgos InstrumentalARGOS-4004
Pereosteal RaspatoryGolgran38-1
مقبض سكالبالهارفارد للأجهزة ، Inc.72-8354
مفكاتEurotoolSCR-830.00
Sodering IronHikari21K006
مقص جراحيHarvard Apparatus، Inc.72-8400
ملقط مسننWPI501266-G
<قوي > يمكن التخلص منه / للاستخدام مرة واحدة < / قوي >
1 مل حقنة معقمة مع إبرة 26 جرامDescarpack7898283812785
مجال جراحي 130 سم × 140 سم ، معقممسبقا ProtDesc7898467276344
إبرة 24G ، معقمةمسبقا Descarpack7898283812846
مجال جراحي 50 سم × 50 سم ،مسبقا من القطن 110100236
، معقمةJiangsu Suyun Medical Materials Co. LTD23007
قطن يميل QutipsHigie Topp7898095296063
Electrode Arrayمحلي الصنع
أنبوب القصبة الهوائية بدون صفعة ، القطر الداخلي 2.0 مم ، القطر الخارجي 2.9 ممسلكصلب 7898913077201
معلب ، قطر
M1.4x3 مسامير من الفولاذ المقاوم للصدأUSMICROSCREWM14-30M-SS-P
شريط طبيMissner7896544910102
خيوط جراحية من النايلونShalonN540CTI25
شفرة سكاليب ، معقمةAdvantiVe1037
لحامKesterSN63PB37
محلول ملحي معقم 0.9٪Isofarma 7898361700041
Maxitex7898949349051 ثوب
جراحي معقمProtDesc7898467281208
جراحي ، 15 سم × 26 سم معقممسبقا H& eacute. ika7898488470315
GelfoamPfizer
< قوي > المخدرات / المواد الكيميائية < / قوي >
0.25 ملغ / مل الأتروبينIsofarma
10 ٪ رذاذ ليدوكائينProdutos Qu & iacute ؛ micos Farmac & ecirc ؛ Uticos المحدودة.7896676405644
2.5٪ مضاد حيوي بيطري EnrofloxacinoChemitec0137-02
ديكساميتاسونا البيطري المضاد للالتهاباتMSDR06177091A-00-15
بيروكسيد الهيدروجينفارماكس7896902211537
الأيزوفلورانBioChimico7897406113068
محلول بلمرة الأكريليك النفاثArtigos Odontol ó ؛ gicos Cl & aacute; ssico
Jet Auto بلمرة الاكريليكArtigos Odontol & oacute ؛ gicos Cl & aacute; ssico
Ketamine 10٪Syntec
Lidocaine و Phenylephrine 1.8 مل مخدر موضعيSS أبيض7892525041049
بوفيدون يود محلولفارماكس7896902234093
ريوهكس 2٪ صابون جراحيRioqu & iacute. ميكا7897780209418
الطلاء الفضيSPI مستلزمات05002-AB
كلوريد الترامادول 50 مجم / ملUni & atilde ؛ o Qu & iacute; الميكا7896006245452
جل منعش (حمض بولي أكريليك)مسببات الحساسية
مجسات معقمة مسبقا نحاسي 0.15 مم مسبقا قفازات جراحية معقمة شاش

المراجع

  1. Okano, H., Hikishima, K., Iriki, A., Sasaki, E. The common marmoset as a novel animal model system for biomedical and neuroscience research applications. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 17 (6), 336-340 (2012).
  2. Harris, R. A., et al. Evolutionary genetics and implications of small size and twinning in callitrichine primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (4), 1467-1472 (2014).
  3. Kishi, N., Sato, K., Sasaki, E., Okano, H. Common marmoset as a new model animal for neuroscience research and genome editing technology. Development, Growth & Differentiation. 56 (1), 53-62 (2014).
  4. Sasaki, E. Prospects for genetically modified non-human primate models, including the common marmoset. Neuroscience Research. 93, 110-115 (2015).
  5. Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
  6. Sasaki, E. Creating Genetically Modified Marmosets. The Common Marmoset in Captivity and Biomedical Research. , 335-353 (2019).
  7. Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
  8. Sato, K., et al. Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis. Scientific Reports. 5, 16894(2015).
  9. Chaplin, T. A., Yu, H. H., Soares, J. G. M., Gattass, R., Rosa, M. G. P. A Conserved Pattern of Differential Expansion of Cortical Areas in Simian Primates. Journal of Neuroscience. 33 (38), 15120-15125 (2013).
  10. Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
  11. Brok, H. P. M., et al. Non-human primate models of multiple sclerosis: Non-human primate models of MS. Immunological Reviews. 183 (1), 173-185 (2001).
  12. Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
  13. Ribeiro, M., Santana, M. B., Araujo, M. Neuronal signal description after chronic stainless-steel microelectrode array implants in marmosets. , Available from: http://www.canal6.com.br/cbeb/2014/artigos/cbeb2014_submission_766.pdf (2014).
  14. MacDougall, M., et al. Optogenetic manipulation of neural circuits in awake marmosets. Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1286-1294 (2016).
  15. Wakabayashi, M., et al. Development of stereotaxic recording system for awake marmosets (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 135, 37-45 (2018).
  16. Johnston, K. D., Barker, K., Schaeffer, L., Schaeffer, D., Everling, S. Methods for chair restraint and training of the common marmoset on oculomotor tasks. Journal of Neurophysiology. 119 (5), 1636-1646 (2018).
  17. Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. , (2019).
  18. Kringelbach, M. L., Owen, S. L., Aziz, T. Z. Deep-brain stimulation. Future Neurology. 2 (6), 633-646 (2007).
  19. Talakoub, O., Gomez Palacio Schjetnan, A., Valiante, T. A., Popovic, M. R., Hoffman, K. L. Closed-Loop Interruption of Hippocampal Ripples through Fornix Stimulation in the Non-Human Primate. Brain Stimulation. 9 (6), 911-918 (2016).
  20. Oddo, M., Hutchinson, P. J. Understanding and monitoring brain injury: the role of cerebral microdialysis. Intensive Care Medicine. 44 (11), 1945-1948 (2018).
  21. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  22. Gradinaru, V., Mogri, M., Thompson, K. R., Henderson, J. M., Deisseroth, K. Optical Deconstruction of Parkinsonian Neural Circuitry. Science. 324, 354-359 (2009).
  23. Hammer, D. X., et al. Longitudinal vascular dynamics following cranial window and electrode implantation measured with speckle variance optical coherence angiography. Biomedical Optics Express. 5 (8), 2823-2836 (2014).
  24. Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset. Journal of Visualized Experiments. (144), (2019).
  25. Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. Surgical Techniques for Chronic Implantation of Microwire Arrays in Rodents and Primates. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
  26. Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
  27. Santana, M., Palmér, T., Simplício, H., Fuentes, R., Petersson, P. Characterization of long-term motor deficits in the 6-OHDA model of Parkinson's disease in the common marmoset. Behavioural Brain Research. 290, 90-101 (2015).
  28. Misra, S., Koshy, T. A review of the practice of sedation with inhalational anaesthetics in the intensive care unit with the AnaConDa device. Indian Journal of Anaesthesia. 56 (6), 518-523 (2012).
  29. Freire, M. A. M., et al. Distribution and Morphology of Calcium-Binding Proteins Immunoreactive Neurons following Chronic Tungsten Multielectrode Implants. PLOS ONE. 10 (6), 0130354(2015).
  30. Budoff, S., et al. Astrocytic Response to Acutely- and Chronically Implanted Microelectrode Arrays in the Marmoset (Callithrix jacchus) Brain. Brain Sciences. 9 (2), 19(2019).
  31. Dzirasa, K., Fuentes, R., Kumar, S., Potes, J. M., Nicolelis, M. A. L. Chronic in vivo multi-circuit neurophysiological recordings in mice. Journal of Neuroscience Methods. 195 (1), 36-46 (2011).
  32. Nicolelis, M. A. L., et al. Chronic, multisite, multielectrode recordings in macaque monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (19), 11041-11046 (2003).
  33. Lehew, G., Nicolelis, M. A. L. State-of-the-Art Microwire Array Design for Chronic Neural Recordings in Behaving Animals. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
  34. Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates. , Elsevier Science Publishing Co Inc. San Diego. (2012).
  35. Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. Guidelines for animal surgery in research and teaching. American Journal of Veterinary Research. 54 (9), 1544-1559 (1993).
  36. Flecknell, P. A. Anaesthesia of Animals for Biomedical Research. British Journal of Anaesthesia. 71 (6), 885-894 (1993).
  37. Kurihara, S., et al. A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus). Journal of Visualized Experiments. (132), (2018).
  38. Boer, R. A., de Vries, A. M. O., Louwerse, A. L., Sterck, E. H. M. The behavioral context of visual displays in common marmosets (Callithrix jacchus). American Journal of Primatology. 75 (11), 1084-1095 (2013).
  39. Kudo, C., Nozari, A., Moskowitz, M. A., Ayata, C. The impact of anesthetics and hyperoxia on cortical spreading depression. Experimental Neurology. 212 (1), 201-206 (2008).
  40. Ghomashchi, A., et al. A low-cost, open-source, wireless electrophysiology system. 2014 36th Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. , 3138-3141 (2014).
  41. Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (47), 10046-10055 (2017).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة