إصابة بالون الشريان السباتي الفئران يحاكي إجراء قسطرة سريرية تنفيذها لاستعادة تدفق الدم في الأوعية تصلب الشرايين. هذا النموذج يحفز استجابة إصابة الشرايين عن طريق اخلع جدار الشريان, وdenuding طبقة إينييتال من الخلايا البطانية, مما تسبب في نهاية المطاف إعادة عرض واستجابة فرط اللدائنية في الايحاء.
يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية
مقالة منهجية
إصابة بالون فئلي من ضغط الشريان السباتي الجرذ مع تطبيق علاجي شامل
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
ولا تزال أمراض القلب والأوعية الدموية السبب الرئيسي للوفاة والعجز في جميع أنحاء العالم، ويرجع ذلك جزئيا إلى تصلب الشرايين. تضيّق اللويحة الثرثرائية منطقة السطح الإنارة في الشرايين، مما يقلل من تدفق الدم الكافي إلى الأعضاء والأنسجة البعيدة. سريريا، إجراءات إعادة الأوعية مثل قسطرة البالون مع أو بدون وضع الدعامات تهدف إلى استعادة تدفق الدم. على الرغم من أن هذه الإجراءات إعادة تدفق الدم عن طريق الحد من عبء البلاك، فإنها تضر جدار السفينة، الذي يبدأ استجابة الشفاء الشرياني. تسبب استجابة الشفاء المطولة إعادة الأوعية الدموية الشريانية، أو إعادة تضييق، في نهاية المطاف الحد من النجاح على المدى الطويل من هذه الإجراءات revascularization. لذلك ، تعتبر نماذج الحيوانات قبل الكلينيكية جزءًا لا يتجزأ من تحليل الآليات الفسيولوجية الباثولوجية التي تقود إعادة الاستراحة ، وتوفر الفرصة لاختبار الاستراتيجيات العلاجية الجديدة. نماذج مورين هي أرخص وأسهل للعمل على من نماذج الحيوانات الكبيرة. بالون أو الأسلاك إصابة هما أسلوبي الإصابة المقبولة شيوعا المستخدمة في نماذج مورين. نماذج إصابة بالون على وجه الخصوص تحاكي إجراء رأب الأوعية السريرية وتسبب ضررا كافيا للشريان لتطوير ريسينسيس. هنا نحن وصف التفاصيل الجراحية لأداء وتحليل هباتية في النسيج المعدلة، والضغط التي تسيطر عليها الفئران نموذج إصابة بالون الشريان السباتي. بالإضافة إلى ذلك، يسلط هذا البروتوكول الضوء على كيفية استخدام التطبيق المحلي للحساسية للمعالجة لمنع تضخم التنسج النوبى. وأخيرا، نقدم المجهر الفلوري ورقة ضوء كمقاربة جديدة لتصوير وتصور إصابة الشرايين في ثلاثة أبعاد.
المقدمة
أمراض القلب والأوعية الدموية (القلب والأوعية الدموية) لا يزال السبب الرئيسي للوفاة في جميع أنحاء العالم1. تصلب الشرايين هو السبب الكامن وراء معظم الأمراض والوفيات المرتبطة بالداء القلبي الوعائي. تصلب الشرايين هو تراكم البلاك داخل الشرايين التي تؤدي إلى ضيق تجويف، مما يعوق ضخ الدم السليم للأعضاء والأنسجة البعيدة2. تشمل التدخلات السريرية لعلاج تصلب الشرايين الشديد رأب الأوعية بالون مع وضع الدعامات أو بدونه. ينطوي هذا التدخل على تقدم قسطرة بالون إلى موقع البلاك ، وتضخيم البالون لضغط البلاك على جدار الشريان ، وتوسيع منطقة الإنارة. هذا الإجراء يضر الشريان, ومع ذلك, بدء استجابة إصابة الشرايين3. يؤدي التنشيط المطول لهذه الاستجابة للإصابة إلى إعادة تمدد الشرايين ، أو إعادة التضييق ، الثانوي إلى تضخم التنسج النيوئ وإعادة عرض الوعاء. خلال عملية رأب الأوعية يتم اغفال طبقة من الخلايا البطانية مما يؤدي إلى تجنيد الصفائح الدموية الفورية والتهاب المحلية. الإشارات المحلية تحفز التغيرات الظاهرية في خلايا العضلات السلسة الوعائية (VSMC) والضوباء الليفية السبتية. وهذا يؤدي إلى الهجرة وانتشار VSMC واللوائية الليفية إلى الداخل إلى تجويف، مما يؤدي إلى تضخم التنسج النيوبيبي4،5. الخلايا السلف المتداولة والخلايا المناعية تسهم أيضا في الحجم الكلي لالتيزان6. حيثما ينطبق ذلك، الدعامات المخدرات eluting (DES) هي المعيار الحاليلتثبيط إعادة 7. DES تثبيط الشرايين إعادة endothelialization, ومع ذلك, خلق بالتالي بيئة برو جلطة التي يمكن أن يؤدي في وقت متأخر في الدعاماتثرة 8. ولذلك، نماذج الحيوان هي جزء لا يتجزأ من فهم كل من الفيزيولوجيا المرضية من إعادة تمدد الأوعية الدموية، وتطوير استراتيجيات علاجية أفضل لإطالة فعالية إجراءات إعادة التجمّع.
وتستخدم عدة نماذج الحيوانات الكبيرة والصغيرة9 لدراسة هذا علم الأمراض. وتشمل هذه بالون إصابة3,10 أو الأسلاك إصابة11 من الجانب الإنارة من الشريان, فضلا عن الربط الجزئي12 أو وضع الكفة13 حول الشريان. إصابة البالون والأسلاك على حد سواء denude طبقة البطانية من الشريان، وتقليد ما يحدث سريريا بعد رأب الأوعية. وعلى وجه الخصوص، تستخدم نماذج إصابة البالون أدوات مماثلة كما في الإعداد السريري (أي قسطرة البالون). يتم تنفيذ إصابة البالون على أفضل نحو في نماذج الفئران، حيث أن شرايين الفئران هي الحجم المناسب لقسط البالون المتاحة تجاريا. هنا نحن وصف إصابة الشريانية المجزأة التي تسيطر عليها الضغط، وهي نسخة راسخة معدلة من إصابة بالون الشريان السباتي الفئران. هذا النهج الذي تسيطر عليه الضغوط يحاكي عن كثب إجراء رأب الأوعية السريرية، ويسمح لإعادة إنتاج تشكيل فرط التنسج النيوية الجديدة بعد أسبوعين من الإصابة14,15. بالإضافة إلى ذلك، هذه الإصابة الشريانية التي تسيطر عليها الضغط يؤدي إلى استعادة طبقة البطانية الكاملة من قبل 2 أسابيع بعد الجراحة16. هذا يتناقض بشكل مباشر نموذج إصابة البالون الأصلي ، الذي وصفه كلويس ، حيث لا تعود طبقة البطانية أبدًا إلى التغطية الكاملة3.
بعد الجراحة، يمكن تطبيق العلاجات على الشريان المصاب أو توجيهه نحوه من خلال عدة طرق. تستخدم الطريقة الموضحة هنا تطبيق periadventitial لجزيء صغير مدمج في محلول جل بلوروني. على وجه التحديد، ونحن تطبيق حل من 100 μM الألدهيد سينيناميكا في 25٪ هلام Pluronic-F127 إلى الشريان مباشرة بعد الإصابة لمنع تشكيل فرط15نيوينيمي. Pluronic-F127 هو غير سامة، هلام عكس الحرارة قادرة على تسليم المخدرات محليا بطريقة خاضعة للرقابة17. وفي الوقت نفسه، فإن الإصابة الشريانية محلية، ومن ثم فإن الإدارة المحلية تسمح باختبار مبدأ نشط مع تقليل الآثار خارج الهدف. ومع ذلك، فإن التسليم الفعال للعلاجية باستخدام هذه الطريقة تعتمد على كيمياء الجزيء الصغير أو البيولوجي المستخدم.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
وقد تمت الموافقة على جميع الأساليب المذكورة هنا من قبل لجنة رعاية الحيوانات واستخدامها المؤسسية (IACUC) من جامعة نورث كارولينا في تشابل هيل.
1. إجراءات ما قبل الجراحة
- تعقيم الأدوات الجراحية. أوتوكلاف جميع الأدوات الجراحية قبل الجراحة. إذا كان إجراء عمليات جراحية متعددة في نفس اليوم، تعقيم الأدوات بين العمليات الجراحية باستخدام معقمة حبة جافة.
- إعداد العلاجية في 25٪ بلورونيكس-127 هلام (المخفف في الماء المقطر العقيم).
- قم بإعداد قسطرة بالون Fogarty 2F إلى insufflator ووضع نهاية البالون من القسطرة في حقنة 1 مل مليئة بالمحلول الملحي.
- حث التخدير عن طريق وضع الفئران في غرفة مع isoflurane 5٪.
- إزالة الفئران من الغرفة وتسجيل وزن الجرذ. استخدام مقصات الشعر لحلاقة الفراء على منطقة الرقبة البطنية.
- ضع الجرذ مرة أخرى في الغرفة مع isoflurane 5٪ لضمان تحريض التخدير.
- ضع الجرذ على منصة جراحية ، وأدخل الوجه في مخروط الأنف بحيث يكون وجه الفئران نحو الجراح.
- تقليل التخدير الاستنشاقي إلى 1.5٪ ايزوفلوران. تحقق من عمق التخدير من خلال رد فعل إصبع القدم قرصة على جميع الأقدام الأربعة.
- الشريط جميع الأرجل الأربعة وصولا الى منصة الجراحية.
- بدوره على مصباح الحرارة.
- حقن الأتروبين (0.01 ملغ / كغ) تحت الجلد للحد من إفرازات مجرى الهواء.
- حقن الكاربروفين (5 ملغم / كغ) تحت الجلد لإدارة الألم الوقائي. إذا كانت العقاقير المضادة للالتهابات غير مقبولة للتجربة، فالرجوع إلى الخطوتين 3-2-2 و3-2-3.
- تطبيق مرهم العين زيوت التشحيم لكلا العينين باستخدام مسحة القطن العقيمة لمنع القرنيات من التجفيف أثناء الجراحة.
- مسحة الرقبة ثلاث مرات في حركة دائرية بالتناوب بين الكحول الإيثيلي 70٪ تليها بيتادين من وسط المنطقة حليق إلى الخارج لتعقيم موقع شق.
- التسلل إلى خط شق .c مع 0.25٪ bupivacaine.
- وضع قفازات جراحية معقمة قبل التعامل مع الأدوات الجراحية المعقمة واللوازم.
- وضع جميع الأدوات الجراحية autoclaved على ورقة جراحية معقمة.
- قطع ثلاثة مستقل 1 بوصة خيوط من خياطة معقمة 7-0 برولين.
- ضع مسحات القطن والشاش على ورقة جراحية.
- ثني الجرذ مع ورقة جراحية معقمة التي تكشف فقط منطقة الرقبة تعقيم.
- قطع فتحة صغيرة إضافية في ورقة التي تعرض جزءا من مخروط الأنف. سيكون هذا الموقع ل تسجيل أسفل القسطرة البالون أثناء الإصابة.
2- الإجراءات التشغيلية
- خلال العملية الجراحية بأكملها، تقييم عمق التخدير عن طريق مراقبة معدل الجهاز التنفسي (يجب أن يكون معدل متسقة وتعتبر طبيعية) وكذلك من قبل إصبع إصبع كل 15 دقيقة. إذا زاد معدل التنفس أو كان هناك استجابة لقرصة إصبع إصبع، ثم وقفة التلاعب الجراحي وزيادة isoflurane تصل إلى 2.5٪.
- كشف الشريان السباتي المشترك (CCA).
- جعل سطحية، مستقيمة، شق خط العنق الطولي بين عظام الفك من الفئران. الشق سيكون حوالي 1.5-2 سم في الطول.
- إجراء شق من خلال النسيج الضام تحت الجلد حتى يتم كشف طبقة العضلات. ازاح الغدد اللعابية تحت الجلد للوصول إلى الأنسجة العضلية.
- فصل بصراحة النسيج الضام من العضلات عن طريق إدراج مقص مغلق بين طبقة العضلات والأنسجة الضامة وفتح بلطف مقص في حين سحب الجلد إلى أعلى.
- تشريح اثنين من العضلات المرئية (sternohyoid و sternomastoid) طوليا على طول الجانب الأيسر من القصبة الهوائية حتى يتم ملاحظة عضلة ثالثة (omohyoid) أن يمتد عمودي على عضلات سطحية اثنين.
- استخدام ملقط لإنشاء نافذة تفصل هذه العضلات عمودي (omohyoid) من العضلات الطولية (sternohyoid) تشغيل فوق القصبة الهوائية. قم بإجراء هذا الفصل بلطف لمنع الصدمة الحادة إلى القصبة الهوائية.
- تصل إلى ملقط تحت العضلات عمودي وقطع لفصل اثنين من العضلات الطولية وفضح CCA.
- تشريح CCA.
- تشريح CCA بالقرب من التشعب حتى يتعرض الشريان السباتي الداخلي (ICA) والشريان السباتي الخارجي (ECA).
- تشريح الشريان الغدة الدرقية متفوقة (STA)، التي فروع من اللجنة الاقتصادية لأفريقيا.
- باستخدام خياطة برولين قبل قطع، ligate STA واللجنة الاقتصادية لأفريقيا بالقرب من التشعب كل منهما. اترك معظم الغرزة إلى جانب واحد من العقدة وامسك بكل خياطة مع هيموستات منحنية.
- الانتهاء من تشريح حول ICA، والوصول إلى ملقط تحت وحول ICA، واستخدام المشبك الأوعية الدموية غير سحق لتحقيق السيطرة البعيدة. المشبك الشريان القذالي جنبا إلى جنب مع ICA.
- تشريح CCA قريبة إلى التشعب، وضمان فصل العصب المبهم من CCA.
- الوصول إلى ملقط تحت وحول CCA واستخدام المشبك الأوعية الدموية غير سحق لتحقيق السيطرة القريبة. مكان المشبك على الأقل 5 مم من التشعب.
- أداء إصابة البالون.
- مناورة الهيموستات المنحنية عقد كل فرع الشريان الرباط لكشف التشعب بين اللجنة الاقتصادية لأفريقيا وفرع متفوقة.
- تشريح بلطف الأنسجة في التشعب ومن ثم جعل شق استئصال الشرايين بين اللجنة الاقتصادية لأفريقيا وفرع متفوقة باستخدام مقص microdissection.
- استخدام مسحة القطن لدفع كل الدم من CCA وتنظيف موقع استئصال الشرايين.
- أدخل قسطرة البالون غير المفككة من خلال استئصال الشرايين وتقدم إلى CCA حتى النهاية القريبة للبالون هو الماضي التشعب.
- قسطرة الشريط إلى مخروط الأنف حتى لا تنزلق البالون من الشريان أثناء التضخم.
- تضخيم ببطء البالون إلى 5 أجواء من الضغط وترك في CCA لمدة 5 دقائق للحث على إصابة الشرايين. تأكد من أن الضغط يبقى ثابتًا لمدة 5 دقائق كاملة.
- بعد 5 دقائق، فرغ البالون وإزالة بلطف من CCA من خلال استئصال الشرايين.
- دافق CCA عن طريق الضغط بلطف على المشبك في CCA. لا تقم بإزالة المشبك.
- Ligate في اللجنة الاقتصادية لأفريقيا في مكان قريب من استئصال الشرايين ومن ثم إزالة المشابك من CCA وICA لاستعادة تدفق الدم من خلال CCA إلى ICA. تأكد من عدم وجود نزيف مرئي حول استئصال الشرايين وأن CCA ينبض.
- تطبيق 100 μL من العلاجية أو مركبات هلام Pluronic وحدها periadventitially على طول CCA المصابين. القيام بذلك عن طريق تطبيق 50 ميكرولتر على الجانب الأيسر من CCA ثم 50 ميكرولتر إلى الجانب الأيمن من CCA لضمان طلاء حتى من الشريان المصاب.
- أغلق موقع الجرح
- خفض خياطة برولين الزائدة.
- إغلاق الجرح باستخدام توقف 4-0 أو 6-0 طبقات فيكريل على طول النسيج الضام.
- الانتهاء من إغلاق الجرح باستخدام تشغيل 4-0 خياطة النايلون على طول الجلد.
3- الإجراءات اللاحقة للجراحية
- وضع الفئران وحدها في قفص نظيف مع نصف القفص تحت مصباح التدفئة ورصد حتى الفئران يستعيد الوعي الكافي للحفاظ على الرقبية. إبقاء الفئران في قفص منفصل حتى الحيوان هو في حالة تأهب تام ومتحرك قبل نقله مرة أخرى إلى قفص الأصلي.
- مراقبة الفئران يوميا للأيام الثلاثة المقبلة ثم ثلاث مرات في الأسبوع حتى القتل الرحيم. القتل الرحيم باستخدام جرعة زائدة من ايزوفلوران تليها ثنائية الصدرية على النحو المبين أدناه.
- استخدام المركز الوطني لاستبدال الصقل والحد من الحيوانات في البحوث (NC3Rs) مقياس غريمس لتحديد مستويات الألم بعد الجراحة. إذا كان أي يبدو أن تعاني من الألم أو تطوير أي حل وسط عصبي، والتضحية على الفور.
- للحيوانات التي لا تتلقى carprofen, إدارة اسيتامينوفين 6 ملغ / مل في مياه الشرب 24 ح قبل الجراحة من خلال 48 ساعة بعد الجراحة. يوفر الأسيتامينوفين المسكنات مع الحد الأدنى من الآثار المضادة للالتهابات.
- بدلا من ذلك، يمكن استخدام استراتيجيات مسكن أخرى مع الحد الأدنى من الآثار المضادة للالتهابات، مثل البوبرينورفين أو بوبرينورفين تمديد الإفراج. استشر فريق الطب البيطري في مؤسستك.
4. حصاد الأنسجة والتصوير
- بعد أسبوعين من الجراحة ، قتل الجرذ عن طريق جرعة زائدة من التخدير (5٪ isoflurane). بدلا من ذلك ، قتل الفئران في وقت سابق من الوقت لتحليل الجوانب المختلفة للاستجابة للإصابة الشريانية.
- مرة واحدة يتوقف التنفس أداء الصدر الثنائية كوسيلة ثانوية للقتل الرحيم.
- إجراء شق الجانبي من خلال البطن، ثم قطع صعودا، من خلال الحجاب الحاجز والأضلاع، وفضح تجويف الصدر.
- اثقبوا الشرايين وأصلحواها
- أدخل قنية 18 G متصلة بنظام تثبيت الجاذبية من خلال البطين الأيسر. الحفاظ على الضغط المكافئ بين الفئران عن طريق وضع علامة على ارتفاع نظام الضخ نسبة إلى سطح المقعد (ارتفاع 120 سم، أي ما يعادل 91 ± 3 مم زئبق).
- المشبك كانولا جنبا إلى جنب مع البطين باستخدام الهيموستات المنحنية.
- جعل قطع في الأذين الأيمن، وفتح الدائرة الوعائية، وتبدأ في الضخ مع برنامج تلفزيوني تليها 2-4٪ شبهformaldehyde (حوالي 250 مل لكل منهما).
- إعداد شبهformaldehyde المخفف في برنامج تلفزيوني يوم التضحية، أو على الأكثر في الليلة السابقة للتضحية. إذا كان يستعد في يوم التضحية، وضمان شبه شكلي قد بردت إلى درجة حرارة الغرفة قبل البدء في الضخ. تخزين ما قبل شكلي في 4 درجة مئوية.
- بعد التثبيت، واستخراج الشرايين السباتية اليمنى والأيسر وتخزينها عند 4 °C لمدة 2 ساعة في 2-4٪ شبهformaldehyde.
- نقل الشرايين إلى 30٪ السكروز وتخزينها بين عشية وضحاها في 4 درجة مئوية.
- بعد 16-24 ساعة، تضمين الشرايين في درجة حرارة القطع المثلى (OCT) مركب وتجميد كتل الشريان أكتوبر جزءا لا يتجزأ.
- شرياني الشرط في أكتوبر في درجة حرارة الغرفة لمدة 10 دقيقة. وضع الشريان بالتوازي مع الطائرة من cryomold مليئة أكتوبر، ووضع علامة على جانب من cryomold التي تواجه تشعب الشرايين. التجمّد المفاجئ في النيتروجين السائل.
- تخزين كتل مجمدة على المدى الطويل عند -80 درجة مئوية.
- مقطع كتل مجمدة باستخدام قاعدة التبريد.
- جمع ستة 5 μm سميكة الشرايين مقطع عرضية لكل شريحة، مع الشريحة 1 بدءا من التشعب.
- مقطع كتل مجمدة حتى تضخم لم يعد مرئيا (حوالي 100 الشرائح).
- الهماتوسلين و إيوسين (H & E) الشرائحالبقعة 18
- أوجد منطقة الإصابة عن طريق تلطيخ شريحة من كل عشر شرائح على طول الشريان بأكمله بدءًا من التشعب (على سبيل المثال، الشرائح 1، 10، 20، 30، 40، 50، 60، 70، 80، 90، 100).
- بقع الشرائح الإضافية حول موقع الإصابة للعثور على الشريحة مع انسداد الذروة (على سبيل المثال، الشرائح 20، 30، و 40 كان تضخم مرئية، وبالتالي وصمة عار الشرائح 15، 25، 35، و 45).
- وصمة وكمية الشريحة مع ذروة الانسداد والشرائح متساوية البعد قبل وبعد ذروة الانسداد الشريحة (على سبيل المثال ، ذروة انسداد وجدت في الشريحة 35 ، ثم وصمة عار والشرائح 25 ، 45 ، الخ) ما مجموعه 3-10 الشرائح لكل فئران.
- بالنسبة للتصوير المجهري للوراء المضاء، قم بتخزين الشرايين بين عشية وضحاها عند 4 درجات مئوية بعد التثبيت في الخطوة 4.4.
- الشريان التحقيق مع 1:500 تخفيف من الأرانب المضادة للأجسام المضادة لـ CD31 الأولية في diluent (pH 7.4) لمدة 3 أيام. ثم مكافحة الشريان مع 1:500 تخفيف المضادة للأرانب اليكسا فلور 647 الأجسام المضادة الثانوية لمدة 2 أيام19.
- اخلي الشريان باستخدام iDISCO+20.
- صورة الشريان باستخدام ورقة ضوء المجهر الفلورانس21. تقديم الصور باستخدام البرمجيات (على سبيل المثال، Imaris)19.
- كمي تضخم التنسج النيوبيني. تنفيذ القياس الكمي بطريقة عمياء إذا كان ذلك ممكناً.
- استخدام برنامج ImageJ لتتبع محيط intima، اللامينا مرنة داخلية (IEL)، وlamina مرنة خارجية (EEL) من الشريان على كل من الشرائح 3-10 المحددة أعلاه (الخطوة 4.8.3).
- كمي مساحة كل منطقة تتبع في ImageJ وتصدير هذه القيم. وأسفرت آثار الإنتيما عن منطقة تجويف التجويف، وينال أثر IEL منطقة IEL، واترّق EEL يعطي منطقة EEL.
- متوسط القيم التي تم الحصول عليها من الشرائح 3-10 للحصول على متوسط الإصابة (٪ انسداد, intima:media(I:M) نسبة, فرط التنسج النيوبيبي) لكل شريان السباتي الفئران.
فرط التنسج النيوى = منطقة IEL - منطقة التجويف
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
ويبين الشكل 1 جميع المواد والأدوات الجراحية المستخدمة لإجراء هذه الجراحة. Hematoxylin & eosin (H & E) تلطيخ من مقطعين الشرياني المصابين لمدة أسبوعين يسمح لتصور واضح من فرط التنسج النيوئي. يظهر الشكل 2 صور تمثيلية لـ H&E-مقاطع عرضية شريانية ملونة من شريان صحي ومصاب ومعالج. كما يحدد الشكل 2 كيفية قياس مستوى تضخم التنسج الحديث في شريان مصاب باستخدام ImageJ، وهو برنامج لمعالجة الصور يستخدم على نطاق واسع. وباستخدام هذا النهج،...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
إصابة بالون الشريان السباتي الفئران هي واحدة من أكثر النماذج الحيوانية ريسينسيسس المستخدمة على نطاق واسع ودراسة. وقد أبلغت كل من الأصلي نموذج إصابة البالون3 وتعديل الضغط التي تسيطر عليها الفرق10 الاختلافات إصابة العديد من جوانب استجابة إصابة الشرايين التي تحدث أيضا في البشر، مع القيود القليلة التي هي أن ثركمبوس الغنية الفيبرين نادرا ما يتطور والالتهاب المحلي هو الحد الأدنى بالمقارنة مع نماذج الإصابات الأخرى مثل في الأرنب فرط الكوليسترول أو نماذج porcine9
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
يعلن المؤلفون أنه لا يوجد تضارب في المصالح فيما يتعلق بنشر هذه المخطوطة.
شكر وتقدير
تم دعم N.E.B بمنحة تدريبية من المعهد الوطني لعلوم الصحة البيئية (5T32ES007126-35، 2018)، ورابطة القلب الأمريكية زمالة ما قبل الدكتوراه (20PRE35120321). E.S.M.B كان باحثا KL2 بدعم جزئي من قبل مركز قيادة الأمم المتحدة للعلوم السريرية والعلوم المترجمة برنامج العلماء K12 (KL2TR002490، 2018)، والمعهد الوطني للقلب والرئة والدم (K01HL145354). يشكر المؤلفون الدكتور بابلو أرييل من مختبر خدمات المجهر التابع لقيادة الأمم المتحدة لمساعدته في LSFM. تم إجراء الفحص المجهري للوراء الفلوري في مختبر خدمات المجهر. ويدعم مختبر خدمات المجهر، قسم علم الأمراض والطب المختبري، جزئيا من قبل P30 CA016086 مركز السرطان منحة الدعم الأساسية لمركز مكافحة السرطان خطبرجر مركز شامل للسرطان.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| 1 مل حقنة | فيشر | 14955450 | |
| 1 مل حقنة مع إبرة | BD | 309626 | |
| 2 قسطرة إدواردز لايف | ساينس | بالون فرنسي 120602F | |
| 4-0 خياطة إثيلون (نايلون) | إيثيكون | 662H | |
| 4-0 فيكريل خياطة | إيثيكون إنك | J214H | |
| 7-0 خياطة البرولين | Ethicon Inc | 8800H | |
| 70٪ كحول | |||
| مضاد للأرانب Alexa Fluor 647 | Thermo Fisher Scientific | A21245 | |
| كبريتات الأتروبين | Vedco Inc | للاستخدام البيطري | |
| مسحات قطنية | Puritan | 806-WC | |
| العلوم الدقيقة المنحنية Hemostats | 13009-12 | ||
| ملقط منحني ناعم | أدوات العلوم | الدقيقة 11203-25 | |
| مقص ناعم | أدوات العلوم الدقيقة | 14090-11 | |
| شاش | Covidien | 2252 | |
| IHC-Tek المخفف (درجة الحموضة 7.4) | IHC World | IW-1000 | |
| Insufflator | Merit Medical | IN4130 | |
| محلول | |||
| اليودمرهم العين التشحيم | Dechra | للاستخدام البيطري | |
| العلوم الدقيقة مقص Mayo | 14010-15 | ||
| أدوات العلوم الدقيقة | 18055-05 | ||
| مقص التشريح المجهري | أدوات العلوم | الدقيقة 15004-08 | |
| Micro-Serrefine Clamp تطبيق الملقط | أدوات العلوم الدقيقة | 18057-14 | |
| حامل إبرة | أدوات العلوم الدقيقة | 12003-15 | |
| Pluronic-127 (مخفف في ماء معقم) | Sigma-Aldrich | P2443 | 25٪ محضر |
| Rabbit Anti-CD31 | Abcam | ab28364 | |
| مشابك الورق المنحنية للضام | |||
| Rimadyl (Carprofen) | Zoetis Inc | للاستخدام البيطري | |
| محلول | ملحي | ||
| العلوم | الملقط القياسية | 11006-12 | |
| الستارة المعقمة | Dynarex | 4410 | |
| T-Pins |
المراجع
- American Heart Association. Cardiovascular Disease: A Costly Burden for America, Projections Through 2035. American Heart Association CVD Burden Report. , (2017).
- Singh, R. B., Mengi, S. A., Xu, Y. J., Arneja, A. S., Dhalla, N. S. Pathogenesis of atherosclerosis: A multifactorial process. Experimental and Clinical Cardiology. 7 (1), 40-53 (2002).
- Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Mechanisms of stenosis after arterial injury. Laboratory Investigation. 49 (2), 208-215 (1983).
- Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Kinetics of cellular proliferation after arterial injury. I. Smooth muscle growth in the absence of endothelium. Laboratory Investigation. 49 (3), 327-333 (1983).
- Sartore, S., et al. Contribution of adventitial fibroblasts to neointima formation and vascular remodeling: from innocent bystander to active participant. Circulation Research. 89 (12), 1111-1121 (2001).
- Tanaka, K., et al. Circulating progenitor cells contribute to neointimal formation in nonirradiated chimeric mice. The FASEB Journal. 22 (2), 428-436 (2008).
- Henry, M., et al. Carotid angioplasty and stenting under protection. Techniques, results and limitations. The Journal of Cardiovascular Surgery. 47 (5), Torino. 519-546 (2006).
- Kounis, N. G., et al. Thrombotic responses to coronary stents, bioresorbable scaffolds and the Kounis hypersensitivity-associated acute thrombotic syndrome. Journal of Thoracic Disease. 9 (4), 1155-1164 (2017).
- Jackson, C. L. Animal models of restenosis. Trends in Cardiovascular Medicine. 4 (3), 122-130 (1994).
- Shears, L. L., et al. Efficient inhibition of intimal hyperplasia by adenovirus-mediated inducible nitric oxide synthase gene transfer to rats and pigs in vivo. Journal of the American College of Surgeons. 187 (3), 295-306 (1998).
- Takayama, T., et al. A murine model of arterial restenosis: technical aspects of femoral wire injury. Journal of Visualized Experiments. (97), (2015).
- Zhang, L. N., Parkinson, J. F., Haskell, C., Wang, Y. X. Mechanisms of intimal hyperplasia learned from a murine carotid artery ligation model. Current Vascular Pharmacology. 6 (1), 37-43 (2008).
- Jahnke, T., et al. Characterization of a new double-injury restenosis model in the rat aorta. Journal of Endovascular Therapy. 12 (3), 318-331 (2005).
- Gregory, E. K., et al. Periadventitial atRA citrate-based polyester membranes reduce neointimal hyperplasia and restenosis after carotid injury in rats. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 307 (10), 1419-1429 (2014).
- Buglak, N. E., Jiang, W., Bahnson, E. S. M. Cinnamic aldehyde inhibits vascular smooth muscle cell proliferation and neointimal hyperplasia in Zucker Diabetic Fatty rats. Redox Biology. 19, 166-178 (2018).
- Bahnson, E. S., et al. Long-term effect of PROLI/NO on cellular proliferation and phenotype after arterial injury. Free Radical Biology and Medicine. 90, 272-286 (2016).
- Gilbert, J. C. W., Davies, M. C., Hadgraft, J. The behaviour of Pluronic F127 in aqueous solution studied using fluorescent probes. International Journal of Pharmaceutics. 40 (1-2), 93-99 (1987).
- Tulis, D. A. Histological and morphometric analyses for rat carotid balloon injury model. Methods in Molecular Medicine. 139, 31-66 (2007).
- Buglak, N. E., et al. Light Sheet Fluorescence Microscopy as a New Method for Unbiased Three-Dimensional Analysis of Vascular Injury. Cardiovascular Research. , (2020).
- Renier, N., et al. iDISCO: a simple, rapid method to immunolabel large tissue samples for volume imaging. Cell. 159 (4), 896-910 (2014).
- Ariel, P. UltraMicroscope II - A User Guide. , (2018).
- Touchard, A. G., Schwartz, R. S. Preclinical restenosis models: challenges and successes. Toxicologic Pathology. 34 (1), 11-18 (2006).
- Xiangdong, L., et al. Animal models for the atherosclerosis research: a review. Protein Cell. 2 (3), 189-201 (2011).
- Chen, H., Li, D., Liu, M. Novel Rat Models for Atherosclerosis. Journal of Cardiology and Cardiovascular Sceinces. 2 (2), 29-33 (2018).
- Xing, D., Nozell, S., Chen, Y. F., Hage, F., Oparil, S. Estrogen and mechanisms of vascular protection. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 29 (3), 289-295 (2009).
- Tulis, D. A. Rat carotid artery balloon injury model. Methods in Molecular Medicine. 139, 1-30 (2007).
- Pellet-Many, C., et al. Neuropilins 1 and 2 mediate neointimal hyperplasia and re-endothelialization following arterial injury. Cardiovascular Research. 108 (2), 288-298 (2015).
- Wu, B., et al. Perivascular delivery of resolvin D1 inhibits neointimal hyperplasia in a rat model of arterial injury. Journal of Vascular Surgery. 65 (1), 207-217 (2017).
- Tan, J., Yang, L., Liu, C., Yan, Z. MicroRNA-26a targets MAPK6 to inhibit smooth muscle cell proliferation and vein graft neointimal hyperplasia. Scientific Reports. 7, 46602(2017).
- Pearce, C. G., et al. Beneficial effect of a short-acting NO donor for the prevention of neointimal hyperplasia. Free Radical Biology and Medicine. 44 (1), 73-81 (2008).
- Cao, T., et al. S100B promotes injury-induced vascular remodeling through modulating smooth muscle phenotype. Biochimica et Biophysica Acta - Molecular Basis of Disease. 1863 (11), 2772-2782 (2017).
- Madigan, M., Entabi, F., Zuckerbraun, B., Loughran, P., Tzeng, E. Delayed inhaled carbon monoxide mediates the regression of established neointimal lesions. Journal of Vascular Surgery. 61 (4), 1026-1033 (2015).
- Khurana, R., et al. Angiogenesis-dependent and independent phases of intimal hyperplasia. Circulation. 110 (16), 2436-2443 (2004).
- Tsihlis, N. D., Vavra, A. K., Martinez, J., Lee, V. R., Kibbe, M. R. Nitric oxide is less effective at inhibiting neointimal hyperplasia in spontaneously hypertensive rats. Nitric Oxide. 35, 165-174 (2013).
- Chen, J., et al. Inhibition of neointimal hyperplasia in the rat carotid artery injury model by a HMGB1 inhibitor. Atherosclerosis. 224 (2), 332-339 (2012).
- Mano, T., Luo, Z., Malendowicz, S. L., Evans, T., Walsh, K. Reversal of GATA-6 downregulation promotes smooth muscle differentiation and inhibits intimal hyperplasia in balloon-injured rat carotid artery. Circulation Research. 84 (6), 647-654 (1999).
- Becher, T., et al. Three-Dimensional Imaging Provides Detailed Atherosclerotic Plaque Morphology and Reveals Angiogenesis after Carotid Artery Ligation. Circulation Research. 126 (5), 619-632 (2020).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
