يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

إنشاء الدائرة المغلقة في الموقع perfusion من أعضاء البطن السفلي وأطراف هند في الفئران

6K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/60847

⸱

أغسطس 13, 2020

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Thoracic Surgery, The First Hospital of Jilin University, 2The Skaggs School of Pharmacy and Pharmaceutical Sciences, Department of Pharmaceutical Sciences, University of Colorado Anschutz Medical Campus, 3Key Laboratory of Zoonoses Research, Ministry of Education, Jilin University, 4Department of Cardiology, China-Japan Union Hospital of Jilin University, 5Department of Gastrointestinal, Colorectal and Anal Surgery, China-Japan Union Hospital of Jilin University

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

يوصف بروتوكول للضخ الموضعي للجسم السفلي للماوس ، بما في ذلك المثانة والبروستاتا والأعضاء الجنسية والعظام والعضلات وبشرة القدم.

الملخص

السابقين فيف الكبد هو أداة فسيولوجية هامة لدراسة وظيفة الأجهزة المعزولة (مثل الكبد والكلى). في الوقت نفسه ، بسبب صغر حجم أعضاء الماوس ، فإن قذف الجسم الحي السابق للعظام والمثانة والجلد والبروستاتا والأعضاء التناسلية أمر صعب أو غير مجد. هنا، ونحن تقرير لأول مرة في الموقع دائرة التسريب الجسم السفلي في الفئران التي تشمل الأنسجة المذكورة أعلاه، ولكن يتجاوز أعضاء إزالة الرئيسية (الكلى والكبد والطحال). يتم تأسيس الدائرة عن طريق تعلية الشريان الأورطي البطني و الوريد السفلي فوق الشريان الحرقفي والوريد وتكوية الأوعية الدموية الطرفية. يتم تنفيذ perfusion عن طريق مضخة م peristaltic مع تدفق perfusate الحفاظ على لمدة تصل إلى 2 ساعة. في الموقع تلوين مع الليكتين الفلورسنت وحل Hoechst أكد أن microvasculature تم بنجاح. يمكن أن يكون هذا النموذج الماوس أداة مفيدة جدا لدراسة العمليات المرضية، فضلا عن آليات تسليم المخدرات، والهجرة / الانبثاث من الخلايا السرطانية تعميم داخل / من الورم، وتفاعلات الجهاز المناعي مع الأجهزة والأنسجة المحصنة.

المقدمة

تم تطوير إفراز الأعضاء المعزول في الأصل لدراسة فسيولوجيا الأعضاء1،2،3، ومكّن من فهم وظائف الأعضاء دون تدخل من أنظمة الجسم الأخرى. على سبيل المثال ، كان قلب الكلى والقلب المعزول مفيدًا للغاية في فهم المبادئ الأساسية للديناميكا الدموية وآثار العوامل النشطة ، في حين أن ضخ الكبد كان مهمًا لفهم وظيفة التمثيل الغذائي ، بما في ذلك استقلاب الدواء في الأنسجة الصحيةوالمريضة 4،5،6،7. وبالإضافة إلى ذلك، كانت دراسات التسريب حاسمة في فهم جدوى ووظيفة الأعضاء المعدة للزراعة. في أبحاث السرطان، وقد وصفت القذف الورم معزولة من قبل عدة مجموعات باستخدام الفأرة, الفئران, والأنسجة البشرية الطازجة8,9. في بعض البويضات الورم المعزولة ، تم زرع الورم في وسادة الدهون المبيضة لفرض نمو الورم الذي يزود الأوعية الدموية من الشريان الميكرونري10. قامت مجموعة جاين بإجراء دراسات رائدة باستخدام الضخ المعزول من سرطان القولون لفهم ديناميات الدم والتشائلالورم 8,11,12,13. وتشمل غيرها من الاجهزة الهندسة الهندسية السابقة vivo 96-well لوحة المستندة إلى جهاز القذف لثقافة الإنسان الأساسي خلايا المايلوما المتعددة14 وغرفة تدفق وحدات لهندسة نخاع العظام الهندسة والبحوث وظيفة15.

بالإضافة إلى علم وظائف الأعضاء والدراسات علم الأمراض، وقد استخدمت فيرف الجهاز لدراسة المبادئ الأساسية لتسليم المخدرات. وهكذا، وصفت إحدى المجموعات نزف أطراف الفئران المعزولة ودرست تراكم الليبوسومات في الساركوما المزروعة16، في حين قامت مجموعة أخرى بتشريح ضخ الكلى البشري لدراسة الاستهداف البطانية للجسيمات النانوية17. Ternullo وآخرون تستخدم معزولة رفرف الجلد البشري الم perfused باعتبارها قريبة في الجسم الحي الجلد المخدرات الإختراق نموذج18.

وعلى الرغم من هذه التطورات في تخبط الأعضاء والأنسجة الكبيرة، لم تكن هناك تقارير عن نماذج التسريب في الموقع في الفئران التي: أ) تجاوز أعضاء إزالة مثل الكبد والطحال والكلى; ب) تشمل أعضاء الحوض والجلد والعضلات والأعضاء التناسلية (في الذكور) والمثانة والبروستاتا ونخاع العظام. نظرا لصغر حجم هذه الأجهزة وتوريد الأوعية الدموية، السابقين فيتبل vivo وإنشاء دائرة القذف لم يكن ممكنا. الماوس هو النموذج الحيواني الأكثر أهمية في أبحاث السرطان وعلم المناعة، وتسليم الأدوية. القدرة على اغراء أجهزة الماوس الصغيرة من شأنه أن يسمح أسئلة مثيرة للاهتمام بشأن تسليم المخدرات لهذه الأجهزة، بما في ذلك للأورام المزروعة في الحوض (المثانة، البروستاتا، المبيض، نخاع العظام)، إلى أن تتم الإجابة، فضلا عن دراسات علم وظائف الأعضاء الأساسية والمناعة من أمراض هذه الأجهزة. لمعالجة هذا النقص، طورنا دائرة التسريب في الموقع في الفئران التي يمكن أن تجنب إصابة الأنسجة، وأكثر ملاءمة للبحوث الوظيفية من الضخ العضو المعزول.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وقد تمت الموافقة على جميع الأساليب المذكورة هنا من قبل لجنة رعاية الحيوانات المؤسسية في جامعة كولورادو (IACUC).

1. قبل-- تسخين نظام الضخ

  1. إعداد نظام التسريب قبل الجراحة عن طريق بدء 37 درجة مئوية تعميم حمام المياه لجميع مكونات الماء سترة (خزان perfusate، غرفة رطبة، وغطاء) كما هو مبين في تكوين مخصص في الشكل 1A. تأكد من أن الأنابيب نظيفة واستبدال إذا لزم الأمر. للحد من حجم perfusate، استخدم فخ فقاعة داخل غرفة رطبة كما خزان perfusate(الشكل 1B-6).

2. القسطرة الوعائية

  1. حث التخدير في 8-10 ماوس بالب / ج من العمر الأسبوع باستخدام جهاز التخدير البيطري isoflurane مع 3-5٪ isoflurane ومعدل تدفق الأكسجين في 0.3 L / دقيقة. كبديل، استخدم الكيتامين/الزيلازين أو أي نوع آخر من التخدير داخل الصفاق. تقييم عمق التخدير بواسطة طرق 2: إصبع القدم قرصة ومنعكس القرنية.
  2. بريت خياطة حريرية 4-0 مع إبرة في الماء المقطر المزدوج.
  3. وضع الماوس تخدير في موقف سوبين على لوحة الستايروفوم مع رئيس تواجه الجراح وشل الحركة forelimbs والأطراف الخلفية مع الشريط. امسح البطن بالكحول الايزوبروبيل وقطع البطن على طول خط الوسط في شكل "T" مع مقص. وقف النزيف حول حافة الشق عن طريق التخثر الكهربائي (الكي).
  4. دفع المعدة, jejunum والقولون إلى الجانب الأيمن من البطن للكشف عن الشريان الأورطي البطن, فينا كافا, وشائعة الشرايين iliac و iliolumbar الأوردة.
  5. تحت مجهر تشريح، والعثور على ligate الشريان iliolumbar / الوريد في الذكور، والشريان المبيض / الوريد والشريان iliolumbar / الوريد في الأنثى باستخدام 4-0 خياطة الحرير(الشكل 2 خطوط صفراء).
  6. تحت مجهر تشريح، حلقة اثنين 4-0 خياطة الحرير تحت الشريان الأورطي البطني وسفين الكافا السفلي (حوالي 1 سم فوق الشريان الحرقفي والوريد، 1 مم وبصرف النظر، الشكل 2)، وجعل عقدة فضفاضة في خياطة الأقرب إلى الأوعية الحرقفية(الشكل 2،خط منقط أبيض). بدلا من ذلك، يمكن استخدام خياطة الحرير 6-0 لهذه العقدة.
  7. تحت مجهر تشريح، أفقيا محاذاة وتمتد كل من الكافا الوريدي السفلي والأبهرية البطنية مع بورتي-aiguille. استخدم قسطرة I.V. مجنحة 24 G لثقب الشريان الأورطي البطني، اضغط على الزر لسحب قلب الإبرة وإدخال القسطرة حوالي 5 مم في الوعاء.
    1. كرر نفس الإجراء مع الوريد السفلي cava وربط عقدة من كل من الغرز حول الأوعية القسطرة.
      ملاحظة: يمكن أن تثقب الإبرة بسهولة من خلال الأوعية الدموية؛ لذلك، والحفاظ على السفن امتدت وإبرة موازية مع السفينة. سحب جوهر إبرة بمجرد أن تخترق الإبرة حوالي 1 ملم في الوعاء. الشريان الأورطي البطن تحت الكافا الوريدي السفلي وأرق بكثير وأكثر مرونة بسبب كونها مغلفة في النسيج الضام. لذلك، يمكن أن الشريان الأورطي "عقد على" إلى القسطرة، وبالتالي ينبغي أن تكون قسطرة قبل الكافا فينا للحد من احتمال انزلاق القسطرة.
  8. تطبيق الغراء الفورية لشل القسطرة إلى سبينا المنتصب، واستبدال أعضاء البطن، وإنهاء الجراحة مع الحفاظ على التخدير.
    ملاحظة: سوف تحتاج الأجهزة التي لا يمكن استبدالها تماما في تجويف البطن إلى أن تكون رطبة دوريا مع متوسطة التسريب أثناء عملية التسريب.

3. إعداد نظام الضخ

  1. نقل الماوس إلى غرفة رطبة بالماء سترة مسبقا إلى 37 درجة مئوية على وسادة السيليكون وشل أجنحة القسطرة إلى لوحة مع 19 G الإبر.
  2. ملء نهاية القسطرة الشرياني (مدخل) مع المخزن المؤقت perfusion مسبقة الالدفء (حل لاكتات رينجر تكملها 5٪ BSA)، ومن ثم ربط نهاية القسطرة مع أنابيب مدخل perfusion باستخدام موصل المسمار على (الشكل 1B، السهم الأحمر).
    ملاحظة: اضغط على الموصل مع ملقط hemostatic وشل أنابيب مع الشريط لتجنب نقل القسطرة.
  3. ضبط معدل التدفق ال peristaltic إلى 0.6 مل / دقيقة والحفاظ على تدفق الضخ(الشكل 1B، السهم الأزرق) مفتوحة لمدة 5-10 دقيقة لغسل الدم من خلال القسطرة الوريدية. سيكون هناك بعض الجلطات في القسطرة منفذ; طرد الجلطات مع المخزن المؤقت perfusate قبل إغلاق الدائرة perfusion.
  4. قم بتوصيل نهاية القسطرة الوريدية مع أنابيب المنفذ باستخدام موصل المسمار على إغلاق الدائرة (الشكل 1B). عند هذه النقطة، تنفيذ CO2 القتل الرحيم الغاز والتحقق عن طريق ثقب الصدر أو أي طريقة أخرى.
  5. غطي الغرفة الرطبة بالغطاء الدافئ. تحقق من مستوى perfusate بشكل دوري وإضافة المزيد إذا لزم الأمر. يمكن إجراء الانفعال لمدة تصل إلى ساعتين.
    ملاحظة: سوف تكون هناك حاجة إلى 5 مل من perfusate لإعداد نظام الضخ المغلقة. إذا لم يكن هناك تسرب أو وذمة ، سينخفض حجم perfusate بأقل من 1 مل ولن تكون هناك حاجة إلى مخزن مؤقت إضافي. لتجنب الوذمة الناجمة عن ثركمبوس تعميم المحيطية، يمكن استخدام عازلة التسريب التي تحتوي على 0.002٪ الهيبارين في أول 10 دقائق من التسريب، ولكن ينبغي تغييرها إلى العازلة دون الهيبارين لتجنب تسرب في حافة الشقوق.
  6. إذا لزم الأمر، إضافة كاشف من خيار في خزان الضخ أو إلى منفذ الحقن في أي وقت(الشكل 1B-5). على سبيل المثال، 10 ميكرولتر من 10 ملغ/مل Hoechst33342 يمكن أن تضاف إلى perfusate وصمة عار نواة الخلية 2 ساعة قبل نهاية القذف، أو 50 ميكرولتر من 1 ملغ/مل DyLight 649-lectin لطخة الخلايا البطانية الوعائية 30 دقيقة قبل نهاية perfusion.
    ملاحظة: إذا كانت محاولة وصمة عار نخاع العظم مع حل Hoechst، الفئران سوف تحتاج إلى قبل حقن 30 دقيقة قبل الجراحة.
  7. بعد التسريب مع الكواشف الفلورية، وغسل بها مع عازلة التسريب لمدة 10 دقائق أخرى لتقليل الفلورانس الخلفية.

4- تحليل الأعضاء المُطعّمة

  1. جمع الأعضاء بما في ذلك الخصية والبروستاتا والمثانة وعظم الفخذ والعضلات والجلد (على سبيل المثال، قدم). استخراج قطعة من الجهاز حوالي 1 ملم3 وتتسطح بين اثنين من الشرائح الزجاجية.
    1. دراسة تحت المجهر الفلوري المقلوب confocal باستخدام DAPI / Cy5 الإثارة والمرشحات الانبعاثات (ليزر الإثارة : DAPI، 405 نانومتر؛ Cy5,640 نانومتر). استخدم على الأقل 200x هدف التكبير مع فتحة رقمية 0.45.
    2. بدلا من ذلك، إصلاح الأجهزة مع 4٪ حل الفورمالديهايد ل 24 ح وأداء الهماوكسيلين-إيوسين تلطيخ19.
  2. لإنشاء نافذة العظام لمراقبة نخاع العظام سليمة, شل كلا طرفي عظم الفخذ أو الساق وكشط بعيدا العظام القشرية مع الحافة الجانبي من إبرة 19 G لفضح الزخرف; الحرص على الحفاظ على طبقة رقيقة من العظام المتبقية. ضع العظم على زلة غطاء مع النافذة التي تواجه الزجاج والصورة مع مجهر الفلوروسي المقلوب باستخدام قنوات DAPI و Cy5 كما هو موضح أعلاه. يمكن بسهولة ملاحظة الخلايا وشبكة الأوعية الدموية في تجويف نخاع العظام.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

وضعنا نظام قذف الدائرة المغلقة من خلال التكبيل من الشريان الأورطي البطني و الوريد السفلي كافا من الفئران 8-10 الأسبوع القديم مع الحفاظ على حجم التخزين المؤقت perfusion أقل من 10 مل. يظهر الشكل 3A الصور confocal بعد قذف الأنسجة مع حل رينجر التي تحتوي على Hoechst 33342 وDyLight 649-lectin. العضلات, نخاع العظم, الخصية, المثانة, البروستاتا, و الجلد القدم تظهر فعالة تلطيخ النووية والأوعية الدموية. الشكل 3B يظهر الهماوكسيلين-إيوسين تلطيخ من الأعضاء بعد 3 ساعات من القذ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

ويمكن استخدام الدائرة الموصوفة للتحقيق في مختلف المسائل البحثية، على سبيل المثال دور مكونات المصل المختلفة وحواجز الأنسجة في تسليم المخدرات، أو الاتجار بالخلايا الجذعية والمناعة. يمكن إضافة أنظمة مختلفة لتوصيل الأدوية (مثل الدهون والجسيمات النانوية) إلى الغشاء من أجل فهم دور العوامل الفسيولوجية والبيوكيميائية في الولادة. يمكن أن تختلف مدة التسريب ، اعتمادًا على الأنسجة التي تمت دراستها ، والأهداف العلمية ، وتكوين perfusate. نقدم هنا نتائج perfusion تصل إلى 2 ح باستخدام وسائل الإعلام perfusion الأساسية التي تتكون من الحل ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

وقد دعمت الدراسة من قبل منحة المعاهد القومية للصحة CA194058 لDS، سكاغز مدرسة الصيدلة ADR برنامج المنح البذور (DS)؛ المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (منحة رقم 31771093)، مشروع التعاون الدولي لمقاطعة جيلين (No.201180414085GH)، صناديق البحوث الأساسية للجامعات المركزية، برنامج فريق البحوث المبتكرة للعلوم والتكنولوجيا JLU (2017TD-27، 2019TD-36).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
< قوي > المعدات < / قوي >
مجهر تكبير ستيريو على حامل ذراع الرافعة مع ضوء LEDAmscopeكود التخزين التعريفي: SM-3BZ-80S
ثاني أكسيد الكربون ، USPAirgas healthcare19087-5283
مجهر متحد البؤرNIKONECLIPSE Ti2
قلم تصغير معقم يمكن التخلص منه مع درجة حرارةعالية FIABF7244
مصيدة فقاعة الغرفة الرطبة (الجزء 6 في الشكل 1) جهازهارفارد733692مخصص كحاوية منحرفة ؛ كما تم تمكين نضح الضغط المستمر
غطاء الغرفة الرطبة مع نافذة الكوارتز (الجزء 3 في الشكل 1)جهاز هارفارد733524الحفاظ على درجة حرارة الغرفة
غرفة رطبة مع مبادل حراري أنبوب معدنيجهاز هارفارد732901غرفة رطبة مغلفة بالماء مع غطاء للحفاظ على درجة حرارة التهيج والفأر
حاملات إبرة Olsen-Hegar مع قواطع خياطةأدوات العلوم الدقيقة (FST)125014
مضغوطة بالأكسجين ،أسطوانية C2649150AE06الرعاية الصحية
Airgas (الجزء 4 في الشكل 1)730113لجهاز هارفاردتوصيل الإنشات إلى القنية في الغرفة
الرطبةSCP plugsys التحكم المؤازر F / التروية (الجزء 1 في الشكل 1)هارفارد732806التحكم في سرعة الهراء
وسادة سيليكون وسادة سيليكونجهاز هارفارد
أنابيب السيليكون (الأسهم في الشكل 1)جهاز هارفارد (TYGON)733456
ملقط نمط قياسي للطلابأدوات العلوم الدقيقة (FST) 91100-12
مقصجراحيأدوات العلوم الدقيقة (FST)14001-14
جدول للغرفة الرطبةهارفارد734198
سيركولاتور حراري (الجزء 2 في الشكل 1)جهاز هارفارد724927حمام مائي دائري لجميع المكونات المغلفة بالماء
محبس ثلاثي الاتجاهات (الجزء 5 في الشكل 1)كول بالمر30600-02
آلة التخدير البيطريهايلاندHME109
Materials< / strong>
19-G BD PrecisionGlide إبرةBD 305186لتثبيت الإبرة المجنحة Insyte Autoguard وخدش العظم القشري
4-0 خيوط حريريةKeebomed-Hopemedical427411
6-0 خيوط حريرية427401كيبوميد هوب.
0.2 وميكرو ؛ م)ThermoFisher42225-CAل 5٪ BSA-RINGER
S دائمةStaedtler342-9
(10 مل)فيشر Scientific14-823-2E
(60 مل)BD 309653ل 5٪ BSA-RINGER S
< قوي > الكواشف < / قوي >
1٪ إيفانز الأزرق (وزن / حجم) في محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS ، درجة الحموضة 7.5)سيجما314-13-6
10٪ فورمالينمخزن velleyvet36692
الفئران BALB / c (8-10 أسابيع)تشارلز ريفر
باكستر Viaflex lactate حل RingerEMRN Medical Supplies Inc.JB2324
الألبومين الأبقار في مصلThermo Fisher11021-037
Cyanoacrylate الغراءKrazy Glue
DyLight-649-lectinVector Laboratories، Inc.ZB1214
الإيثانول (70٪ (حجم / حجم)))Pharmco111000190
Hoechst33342Life TechnologiesH3570
IsofluranePiramal Enterprises Limited66794-017-25
محلول ملحي مخزن بالفوسفاتGibco10010023
3.5x-90x مضخة USP جهاز مجموعة جهاز مرشح مرشح حقنة حقنة مرشح

المراجع

  1. Ghaidan, H., et al. Ten year follow-up of lung transplantations using initially rejected donor lungs after reconditioning using ex vivo lung perfusion. Journal of Cardiothoracic Surgery. 14 (1), 125(2019).
  2. Kabagambe, S. K., et al. Combined Ex vivo Hypothermic and Normothermic Perfusion for Assessment of High-risk Deceased Donor Human Kidneys for Transplantation. Transplantation. 103 (2), 392-400 (2019).
  3. Knaak, J. M., et al. Technique of subnormothermic ex vivo liver perfusion for the storage, assessment, and repair of marginal liver grafts. Journal of Visualized Experiments. (90), e51419(2014).
  4. Hems, R., Ross, B. D., Berry, M. N., Krebs, H. A. Gluconeogenesis in the perfused rat liver. Biochemical Journal. 101 (2), 284-292 (1966).
  5. Nielsen, S., et al. Vasopressin increases water permeability of kidney collecting duct by inducing translocation of aquaporin-CD water channels to plasma membrane. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 92 (4), 1013-1017 (1995).
  6. Sutherland, F. J., Hearse, D. J. The isolated blood and perfusion fluid perfused heart. Pharmacological Research. 41 (6), 613-627 (2000).
  7. Schreiter, T., et al. An ex vivo perfusion system emulating in vivo conditions in noncirrhotic and cirrhotic human liver. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 342 (3), 730-741 (2012).
  8. Sevick, E. M., Jain, R. K. Viscous resistance to blood flow in solid tumors: effect of hematocrit on intratumor blood viscosity. Cancer Research. 49 (13), 3513-3519 (1989).
  9. Duyverman, A. M., et al. An isolated tumor perfusion model in mice. Nature Protocols. 7 (4), 749-755 (2012).
  10. Sears, H. F., et al. Ex vivo perfusion of a tumor-containing colon with monoclonal antibody. J Surg Res. 31 (2), 145-150 (1981).
  11. Duda, D. G., et al. Malignant cells facilitate lung metastasis by bringing their own soil. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (50), 21677-21682 (2010).
  12. Kristjansen, P. E., Boucher, Y., Jain, R. K. Dexamethasone reduces the interstitial fluid pressure in a human colon adenocarcinoma xenograft. Cancer Research. 53 (20), 4764-4766 (1993).
  13. Sevick, E. M., Jain, R. K. Geometric resistance to blood flow in solid tumors perfused ex vivo: effects of tumor size and perfusion pressure. Cancer Research. 49 (13), 3506-3512 (1989).
  14. Zhang, W. T., et al. Ex vivo Maintenance of Primary Human Multiple Myeloma Cells through the Optimization of the Osteoblastic Niche. PLoS One. 10 (5), (2015).
  15. Di Buduo, C. A., et al. Modular flow chamber for engineering bone marrow architecture and function. Biomaterials. 146, 60-71 (2017).
  16. Lokerse, W. J. M., Eggermont, A. M. M., Grull, H., Koning, G. A. Development and evaluation of an isolated limb infusion model for investigation of drug delivery kinetics to solid tumors by thermosensitive liposomes and hyperthermia. Journal of Controlled Release. 270, 282-289 (2018).
  17. Tietjen, G. T., et al. Nanoparticle targeting to the endothelium during normothermic machine perfusion of human kidneys. Science Translational Medicine. 9 (418), (2017).
  18. Ternullo, S., de Weerd, L., Flaten, G. E., Holsaeter, A. M., Skalko-Basnet, N. The isolated perfused human skin flap model: A missing link in skin penetration studies. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 96, 334-341 (2017).
  19. Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. Hematoxylin and eosin staining of tissue and cell sections. Cold Spring Harbor Protocols. 2008, 4986(2008).
  20. Hekman, M. C., et al. Targeted Dual-Modality Imaging in Renal Cell Carcinoma: An Ex vivo Kidney Perfusion Study. Clinical Cancer Research. 22 (18), 4634-4642 (2016).
  21. Graham, R. A., Brown, T. R., Meyer, R. A. An ex vivo model for the study of tumor metabolism by nuclear magnetic resonance: characterization of the phosphorus-31 spectrum of the isolated perfused Morris hepatoma 7777. Cancer Research. 51 (3), 841-849 (1991).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

s wie Hoechst
إنشاء الدائرة المغلقة في الموقع perfusion من أعضاء البطن السفلي وأطراف هند في الفئران
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.