يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

استخدام كاميرا حرارية لقياس فقدان الحرارة من خلال معاطف ريش الطيور

3.2K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/60981

⸱

يونيو 17, 2020

 ,  , 
1Department of Ecology and Evolutionary Biology, University of Connecticut

في هذه المقالة

ملخص

يصف هذا البروتوكول القياس الكمي لانتقال الحرارة من خلال عينة من الطيور ذات البشرة المسطحة باستخدام كاميرا حرارية وحمام ماء ساخن. تسمح الطريقة بالحصول على بيانات كمية مقارنة حول الأداء الحراري للمعاطف الريشية عبر الأنواع باستخدام عينات الجلد المسطح المجففة.

الملخص

الريش ضروري للعزل ، وبالتالي لتكلفة التنظيم الحراري ، في الطيور. هناك أدبيات قوية حول التكلفة النشطة للتنظيم الحراري في الطيور عبر مجموعة متنوعة من الظروف البيئية. ومع ذلك، فإن القليل من الدراسات تميز مساهمة الريش وحده في التنظيم الحراري. وقد وضعت العديد من الدراسات السابقة أساليب لقياس قيمة العزل من الكريات الحيوانية، لكنها تتطلب أساليب أخذ العينات المدمرة التي هي إشكالية للطيور، التي لا يتم توزيع ريشها بالتساوي عبر الجلد. هناك حاجة إلى مزيد من المعلومات حول 1) كيف تختلف مساهمة الريش في التنظيم الحراري عبر وداخل الأنواع و 2) كيف يمكن أن تتغير معاطف الريش على مر المكان والزمان. وذكرت هنا هو وسيلة لقياس بسرعة ومباشرة الأداء الحراري للمعاطف الريش والجلد باستخدام عينات الجلد كله المجففة، دون الحاجة إلى تدمير عينة الجلد. هذه الطريقة تعزل وتقيس التدرج الحراري عبر معطف الريش بطريقة لا يمكن لقياسات فقدان الحرارة وتكلفة التمثيل الغذائي في الطيور الحية ، والتي تستخدم استراتيجيات سلوكية وفسيولوجية للتنظيم الحراري. تستخدم هذه الطريقة كاميرا حرارية ، مما يسمح بجمع البيانات الحرارية الكمية بسرعة لقياس فقدان الحرارة من مصدر مستقر من خلال الجلد. يمكن تطبيق هذا البروتوكول بسهولة على مختلف الأسئلة البحثية ، وينطبق على أي تصنيف الطيور ، ولا يتطلب تدمير عينة الجلد. وأخيرا، فإنه سيزيد من فهم أهمية التنظيم الحراري السلبي في الطيور من خلال تبسيط وتسريع جمع البيانات الكمية.

المقدمة

الريش هي السمة المميزة للطيور وتخدم العديد من الوظائف، من بين أهمها العزل1. الطيور لديها أعلى متوسط درجات الحرارة الأساسية من أي مجموعة الفقاريات، والريش عزلها عن التغيرات في درجة الحرارة البيئية هي جزء حيوي من توازن الطاقة، وخاصة في البيئات الباردة2. على الرغم من أهمية الريش، ركزت غالبية الأدبيات حول التغيرات في الحالة الحرارية في الطيور على الاستجابات الأيضية للتغير في درجة الحرارة بدلا من وظيفة الريش كعزل3و4و5و6و7و8و9و10 (لمزيد من التفاصيل، راجع وارد وآخرون). 11،12،13. ومع ذلك، قد تختلف الريش نفسها عبر الزمن والأفراد والأنواع.

الطريقة المعروضة هنا مفيدة لتحديد القيمة الحرارية الإجمالية لمعطف الريش وحده. فهو يزيل العوامل المحيرة في الطيور الحية، مثل التنظيم الحراري السلوكي1 وكميات متفاوتة من الدهون العازلة. من الضروري إجراء قياس أكثر انتشارا للأداء الحراري للمعاطف الريشية لتحسين فهم كيفية مساهمة الريش في العزل وكيف يختلف هذا بين الأنواع وداخلها طوال تاريخ حياة الطائر ودورته السنوية.

الريش عزل الطيور عن طريق محاصرة الهواء سواء بين الجلد والريش وكذلك داخل الريش، وأنها تخلق حاجزا ماديا لفقدان الحرارة14. الريش تتكون من رمح ريشة مركزية، ودعا راشيس، مع توقعات تسمى barbs14. Barbules هي صغيرة ، والتوقعات الثانوية على barbs التي تتشابك مع barbs المجاورة معا إلى "الرمز البريدي" حتى الريش وإعطائها هيكل. وعلاوة على ذلك، أسفل الريش تفتقر إلى rachis المركزية ولها barbules قليلة، وبالتالي تشكيل فضفاضة، كتلة عازلة من barbs على الجلد14. تختلف معاطف الريش عبر الأنواع15،16، ضمن الأنواع17،18، وداخل الأفراد المماثلين2،19،20،21،22،23،24. ومع ذلك ، هناك القليل من المعلومات الكمية حول كيفية الاختلافات في عدد الريش ، والوفرة النسبية لأنواع مختلفة من الريش على الطيور ، أو التغيرات في أعداد barbs / barbules تؤثر على الأداء الحراري العام لمعطف الريش. وقد ركزت الدراسات السابقة على تحديد قيمة متوسطة واحدة من العزل والتوصيلية الحرارية لنوع معين11،12،13.

ومن المعروف أن معطف الريش تختلف بين الأنواع. على سبيل المثال، معظم الطيور لديها مناطق متميزة من الجلد من الريش التي لا، أو لا، تنمو تسمى pterylae وأبتيريا، على التوالي14. يختلف موضع pterylae (الذي يسمى أحيانا "مساحات الريش") عبر الأنواع ولديه بعض القيمة كحرف تصنيفي14. ومع ذلك، فقدت بعض الطيور (أي، ratites وطيور البطريق) هذا pterylosis ولها توزيع موحد من الريش في جميع أنحاء الجسم14. بالإضافة إلى ذلك، الأنواع المختلفة، وخاصة تلك التي تسكن بيئات مختلفة، لديها نسب مختلفة من أنواع الريش15. على سبيل المثال، الطيور التي تعيش في المناخات الباردة لديها المزيد من الريش أسفل15 والريش كفاف مع جزء أكبر ريش16 من الأنواع التي تسكن بيئات أكثر دفئا.

قد يكون للهيكل المجهري لأنواع معينة من الريش تأثير على العزل عبر الأنواع25،26. قارن Lei et al. البنية الدقيقة لريش الكفاف للعديد من العصافير الباسيرين الصينية ووجد أن الأنواع التي تسكن بيئات أكثر برودة لديها نسبة أعلى من الشعيرات البرقوق في كل ريشة كفاف ، وباربولات أطول ، وكثافة عقدة أعلى ، وعقد أكبر من الأنواع التي تعيش في بيئات أكثر دفئا25. قارنت D'alba وآخرون البنية المجهرية للريش السفلي من eiders المشتركة(Somateria mollissima)والأوز الرمادي(Anser anser)ووصفت كيف تؤثر هذه الاختلافات على كل من القدرة المتماسكة للريش وقدرة الريش على اعتراض الهواء26. البيانات المقارنة الكمية حول كيفية تأثير هذه الاختلافات في الريش على الأداء الحراري العام لمعطف الريش عبر الأنواع محدودة (لمزيد من التفاصيل ، راجع تايلور ووارد وآخرون).) 11،13.

داخل الأنواع، قد يختلف الأداء الحراري لمعطف الريش. بعض الأنواع، مثل الببغاء الراهب (Myiopsitta monachus)17، تسكن نطاقات جغرافية كبيرة ومتنوعة جدا. وقد تؤثر الضغوط الحرارية المختلفة التي تشكلها هذه البيئات المختلفة على معاطف ريش الطيور داخل الأنواع إقليميا، ولكن لا توجد حاليا بيانات متاحة عن هذا الموضوع. بالإضافة إلى ذلك، قارن بروجي وآخرون مجموعتين من الثدي العظيم(باروس الكبرى L.) في نصف الكرة الشمالي. وأظهروا أن ريش الكفاف للسكان الأكثر كثافة في الشمال كان أكثر كثافة ولكنه أقصر وأقل ريشا نسبيا من ريش السكان الجنوبيين. ومع ذلك ، اختفت هذه الاختلافات عندما تربى الطيور من كلا السكان في نفس المكان18.

وعلاوة على ذلك، أوضح بروجي وآخرون هذه النتائج كاستجابة بلاستيكية لظروف حرارية مختلفة، لكنها لم تقيس قيم العزل لهذه المعاطف الريش المختلفة18. وتشير النتائج أيضا إلى أن كثافة الريش كفاف هو أكثر أهمية للعزل من نسبة من barbs plumulaceous في الريش كفاف، ولكن Broggi وآخرون اقترح أن السكان الشماليين قد تكون غير قادرة على إنتاج الريش الأمثل بسبب نقص المواد الغذائية الكافية18. ومن شأن القياسات الكمية للأداء الحراري العام لهذه المعاطف الريشية أن تعزز فهم أهمية الاختلافات في الريش.

مع مرور الوقت، تختلف المعاطف الريش من الطيور الفردية. على الأقل مرة واحدة في السنة، كل الطيور المنسكب (استبدال كل من الريش)19. مع مرور العام ، يصبح الريش بالية2،20 وأقل عددا18،21،22،23. بعض الطيور تسيل أكثر من مرة واحدة في السنة، ومنحهم معاطف ريش متميزة متعددة كل عام19. ميدلتون أظهرت أن goldfinches الأمريكية(سبينوس تريستيس),التي تسيل مرتين في السنة, لديها عدد أكبر من الريش ونسبة أعلى من الريش داوني في ريش الأساسية في أشهر الشتاء مما يفعلونه في ريش بديل خلال أشهر الصيف24. قد تسمح هذه الاختلافات السنوية في معطف الريش للطيور بالحفاظ على المزيد من الحرارة خلال الفترات الباردة بشكل سلبي أو إلقاء المزيد من الحرارة بشكل سلبي خلال المواسم الدافئة ، ولكن لم تختبر أي دراسات هذا بشكل قاطع.

على الرغم من أن الطيور الحرارية تنظيم سلوكيا1،27 ويمكن أن تتكيف الأيضية لظروف حرارية مختلفة3،4،5،6،7،8،9،10،26، الريش تلعب دورا هاما في التنظيم الحراري من خلال توفير طبقة ثابتة من العزل. تم تصميم الطريقة الموصوفة هنا للإجابة على الأسئلة حول معطف الريش وحده ودوره في التنظيم الحراري السلبي (أي مقدار الحرارة التي يحتفظ بها الطائر الحي دون تعديل سلوكه أو التمثيل الغذائي؟) عن طريق عزل الريش. في حين أن التنظيم الحراري النشط والفسيولوجي مهم بيئيا ، فمن المهم أيضا فهم كيف يساعد الريش وحده في العزل وكيف يؤثر على الحاجة إلى التنظيم الحراري السلوكي والفسيولوجي النشط.

وقد وضعت الدراسات السابقة أساليب لقياس الموصلية الحرارية والعزل الحراري للحيوان الكريات11،12،13،28. الطريقة المعروضة هنا هي امتداد لطريقة "اللوحة الساخنة المحروسة"11،12،13،28. ومع ذلك ، فإن الطريقة الموصوفة هنا تقيس درجة الحرارة عند الحدود الخارجية لمعطف الريش باستخدام كاميرا حرارية ، بدلا من الزج الحراري. تعطي طريقة اللوحة الساخنة المحروسة تقديرات دقيقة جدا لتدفق الطاقة من خلال الحوض ، ولكنها تتطلب بناء لوحة ساخنة متعددة المواد ، وبعض الألفة مع استخدام الزمر الحرارية وثيرموبيلس ، والاستخدام المدمر للرشقة التي يجب تقطيعها إلى قطع صغيرة. ثم يتم تشحيم هذه القطع للقضاء على الهواء بين العينة وجهاز لوحة ساخنة. باستثناء عدد قليل من الطيور التي تفتقر apteria (مثل طيور البطريق) ، وقطع المربعات الصغيرة من جلود الطيور إشكالية لأغراض المقارنة ، لأن موقع قطع له آثار كبيرة على عدد من الريش تعلق فعلا على (والإفراط) الجلد. وتتفاقم هذه المشكلة بسبب الاختلاف بين التصنيف في وجود وحجم ووضع ptyerlae14.

وعلاوة على ذلك، في حين أن عينات المتحف يمكن أن تكون موردا غنيا محتملا لتقييم الاختلاف في العزل بين الطيور، فإن الإذن بشكل عام بقطع عينات الجلد والشحوم في المجموعات العلمية أمر بعيد المنال. بالإضافة إلى ذلك، لا يمكن استخدام العينات المأخوذة من البرية لقياسات اللوحات الساخنة المحروسة كعينات متحفية. تختلف الطريقة المعروضة هنا عن طريقة اللوحة الساخنة المحروسة من حيث أنه يمكن استخدامها مع جلود الطيور المجففة بالكامل ، دون 1) التي تتطلب تدمير العينة و 2) تشحيم الجانب السفلي من الجلد. ويستخدم الكاميرات الحرارية، والتي هي بأسعار معقولة على نحو متزايد (على الرغم من أنها لا تزال مكلفة نسبيا)، ودقيقة، وتستخدم لقياس الطيور الحية للعلاقات الحرارية.

لا تقيس هذه الطريقة تدفق الطاقة (وبالتالي الموصلية الحرارية أو قيمة العزل) من خلال الجلد والريش مباشرة كما تفعل طريقة اللوحة الساخنة المحروسة. بدلا من ذلك، فإنه يقيس درجة الحرارة عند الحدود الخارجية لمعطف ريشة باستخدام كاميرا حرارية. تمثل القيم الناتجة مقياسا متكاملا للحرارة المفقودة بشكل سلبي من خلال الجلد والريش والهواء المحاصرين بينهما (مقارنة بمصدر الحرارة تحتها). يمكن تخزين العينات التي تم إعدادها كجلود مسطحة وقياسها باستخدام التقنية الموصوفة في مجموعات ، وتوفر إلى أجل غير مسمى قيمة للأبحاث المستقبلية. توفر هذه الطريقة طريقة موحدة وقابلة للمقارنة وبسيطة نسبيا لقياس الأداء الحراري لمعطف الريش في أي عينة مسطحة البشرة ، وهو أمر مفيد بشكل خاص في المقارنات بين وداخل محددة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

لم يتضمن هذا العمل أي عمل مع الحيوانات الحية وبالتالي كان معفيا من مراجعة رعاية الحيوان.

1. الإعداد والمواد (الشكل 1)

  1. إذا لم تتوفر جلود مسطحة من الأنواع ذات الاهتمام، فاستخدم بروتوكول Spaw29 لإنشاء جلود من عينات طازجة أو مجمدة. برين الريش في أنيق، والموقف الطبيعي، وجافة للحصول على وزن ثابت قبل الشروع في القياسات.
  2. إعداد حمام الماء الساخن درجة حرارة ثابتة.
    ملاحظة: هذا الإعداد طويل القامة جدا، لذلك فمن الأسهل لوضع حمام الماء الساخن على الأرض.
  3. ضع ورقة من الزجاج الاكريليك واضحة(جدول المواد)على سطح حمام الماء الساخن درجة حرارة ثابتة. يسمح الزجاج بنقل الحرارة إلى الجانب السفلي من الجلد دون ترطيب العينة.
    ملاحظة: استخدمت هذه الدراسة التجريبية ورقة من زجاج الأكريليك (0.125 في سميكة). لن يؤثر سمك الزجاج على30 من المواد (سيكون دائما 0.86) ، ولكنه سيؤثر على درجة الحرارة المطلقة على سطح الزجاج (أي أن الزجاجالأكثر سمكا سيؤدي إلى انخفاض درجة الحرارة). وبالتالي، ينبغي أن تؤخذ جميع القياسات باستخدام ورقة زجاجية الاكريليك من نفس سمك.
  4. ضع قطعة من اللوح الأساسي للرغوة (1 في سميكة) مع ثقب دائري (0.5 في القطر) على الزجاج الاكريليك.
    ملاحظة: يجب أن يوجه حجم الطائر حجم الثقب وبالتالي حجم الريش دون انقطاع تلقي الحرارة من المصدر. هنا، يتم استخدام ثقب قطره 0.5، لأن هذا الحجم كبير بما يكفي لتحقيق انتقال الحرارة الكافية إلى العينة في حين لا يزال صغيرا بما يكفي لمركز الحرارة تحت مساحات ريش الثدي (من جميع الطيور باستثناء أصغرها). بغض النظر عن حجم الفتحة الحرارية، للحصول على قيمة قابلة للمقارنة وقابلة للتكرار لكل طائر، تأكد من إجراء قياسات مع ثقوب من نفس الحجم.
  5. قم بتوصيل كاميرا حرارية بحامل ثلاثي القوائم فوق الإعداد مباشرة عند مسافة التركيز الدنيا للكاميرا.
    ملاحظة: هنا، يتم استخدام كاميرا حرارية FLIR SC655 (دقة 680 بكسل × 480 بكسل، ±2 درجة مئوية أو دقة ±2٪ للقراءة، 40 سم الحد الأدنى لمسافة التركيز). قد تختلف الكاميرات الأخرى في درجة القرار.
  6. معايرة الكاميرا عن طريق إدخال ما يلي في برنامج الكاميرا الحرارية:
    1. العثور على درجة الحرارة المنعكسة عن طريق وضع رقائق الألومنيوم (الجانب لامعة تواجه) على الرغوة مع قيمة الemissivity تعيين إلى 1.0 في برنامج معايرة الكاميرا. التقاط صورة حرارية. درجة الحرارة على سطح رقائق الألومنيوم هي درجة الحرارة المنعكسة ، والتي يجب أن تكون مشابهة لدرجة الحرارة المحيطة للغرفة.
    2. تعيين قيمة الانتقائية31 إلى 0.95.
      ملاحظة: 1) Emissivity هو مقدار الحرارة النسبية التي تنبعث من جسم32 ويتراوح من 0 إلى 1. كائن ذو قيمة عالية من حيث الاحساس ينبعث منه كمية كبيرة من الحرارة ، في حين أن كائنا ذو قيمة منخفضة emissivity يشع حرارة قليلة32. هذه القيمة تمثل إمي الموصلية من الريش. 2) هذه القيمة (0.95) متنازع عليها. ادعى كوسينز وبولينغ أن الريش له قيمة تميص بين 0.90-0.95 ولكن لم يتضمن أي دليل31. هامل أبلغ عن قيمة 0.98، لكنه حصل على هذه القيمة من عينة مجمدة، لذلك قد لا تكون دقيقة33. على الرغم من عدم وجود أدلة ، 0.95 emissivity هي القيمة المستخدمة في معظم الأحيان في الأدب الكاميرا الحرارية (كما يتضح من Cossins والرماية31).
    3. تأكد من أن درجة الحرارة والرطوبة المحيطة في الغرفة ثابتة. وينبغي قياس هذه القيم قبل كل قياس وتحديثها في برنامج معايرة الكاميرا. سوف تتقلب درجة الحرارة والرطوبة في جميع الغرف الداخلية إلى حد ما ، لذلك فإن تسجيل هذه القيم وتحديثها في البرنامج يقلل من خطأ القياس.
      ملاحظة: هنا، يتم استخدام برنامج FLIR ResearchIR Max. هذا البرنامج لا يحفظ البيانات لجميع الصور، لذلك فمن الأهمية بمكان لتسجيل كل هذه القيم لكل صورة.

2. أداء القياسات

  1. تعيين درجة حرارة ثابتة حمام الماء الساخن إلى درجة حرارة مستهدفة (40 درجة مئوية هو وكيل عن متوسط درجة الحرارة الأساسية الداخلية لمعظم الطيور passerine)34.
    ملاحظة: إذا كان العمل مع الأنواع التي يستريح درجة الحرارة الأساسية أعلى (على سبيل المثال، الطيور الطنان34) أو أقل (على سبيل المثال، طيور البطريق34 أو ratites34،35)،قد يكون من المناسب لضبط حمام الماء الساخن وفقا لذلك. يوضح الشكل 3 العلاقة بين درجة حرارة حمام الماء الساخن ودرجة الحرارة على سطح زجاج الأكريليك (على سبيل المثال، درجة الحرارة الفعلية لمصدر الحرارة الذي يتعرض له الجلد المسطح).
    1. وتشير النتائج التي تم الحصول عليها من هذا البروتوكول (انظر الشكل 5)إلى أن الحصول على قياسات عبر مجموعة من درجات الحرارة هو أيضا مفيد لاختلافات الأداء الحراري. ولتحقيق ذلك، اتبع البروتوكول باستخدام زيادات بمقدار 5 درجات مئوية من 30 إلى 55 درجة مئوية.
  2. في برنامج الكاميرا الحرارية، رسم دائرة / القطع الناقص على ثقب في الرغوة حيث الحرارة هو الهروب. وهذا يجعل من الممكن تصور هذه المنطقة عند وضع الجلد على الرغوة لضمان قياس المنطقة الصحيحة على الجلد المسطح.
  3. ضع عينة الجلد المسطح على الرغوة مع منطقة الاهتمام فوق الحفرة.
    ملاحظة: هنا، يتم قياس منطقة البطن من كل طائر، لأنه لا يعوقها أجزاء أخرى من الجسم مثل الجناح ويقع في موقع مركزي بما فيه الكفاية لا يمكن أن تخضع لآثار الحافة. يختلف موضع الجلد فوق ثقب الحرارة وفقا للسؤال التجريبي. بشكل عام ، يوصى بوضعها مباشرة فوق مساحة ريشة ، وبعيدا عن حافة الجلد قدر الإمكان. تأكد من عدم تسطيح أو اضطراب الريش عند وضع الجلد. إذا لزم الأمر، preen لهم في وضع طبيعي بمجرد وضع الجلد.
  4. انتظر 15 دقيقة للسماح للبشرة بالتأقلم مع مصدر الحرارة. إذا تم إجراء القياسات في وقت مبكر جدا، فإن قيمة درجة الحرارة على سطح معطف الريش تكون منخفضة جدا. هنا، استقر انتقال درجة الحرارة من خلال الجلد والريش في 15 دقيقة، لذلك الانتظار لفترة أطول من 15 دقيقة لن تسفر عن نتيجة عالية اصطناعيا.
  5. أخذ صورة حرارية للجلد المسطح.
    1. تعيين قيمة الاحساس31 إلى 0.95 قبل اتخاذ الصورة الحرارية.
  6. إزالة الجلد من الرغوة واتخاذ فورا صورة حرارية من إعداد دون الجلد المسطح على الرغوة. هذا يحدد درجة الحرارة على سطح الزجاج الاكريليك ومعايرة مساحة مصدر الحرارة مع منطقة القياس على الجلد المسطح.
    1. هنا ، فإن إمي الموصلية للزجاج الاكريليك المستخدمة30 هو 0.86. تأكد من تسجيل هذا في برنامج الكاميرا الحرارية قبل التقاط الصورة بدون الجلد.
      ملاحظة: درجة الحرارة المعروضة من قبل حمام الماء الساخن ليست بالضرورة درجة الحرارة على سطح الزجاج الاكريليك(الشكل 3)،لأن التوصيل الحراري ليست مثالية. استخدام درجة حرارة الزجاج يقلل من الأخطاء في تقدير مدى دفء الجانب السفلي من الجلد، وبالتالي هو تقدير مشترك لمقدار الحرارة المفقودة من خلال الجلد والريش.
  7. وضع الجلد مرة أخرى على الرغوة في نفس الموقف. كرر الخطوات 2.5-2.6 لما مجموعه خمس تجارب.
    1. لوضع جلد العينة بشكل صحيح، المس الريش برفق في منطقة القياس المستهدفة بطرف إصبع واحد، ثم قم بإزالة الإصبع وعرض الصورة الحرارية. الحرارة المتبقية من الإصبع ستبقى مرئية على الصورة الحرارية لفترة وجيزة. تحقق للتأكد من أن منطقة أخذ العينات داخل الدائرة المرئية المرسومة في البرنامج ، والتي تمثل مساحة الحرارة التي تشع عبر الجلد من حمام الماء الساخن. إذا لم يكن كذلك، حرك الجلد حتى يصبح كذلك. ويتضح هذا الإجراء في الشكل 2.
      ملاحظة: في حين أن الجلود الطازجة (عند توفرها) قد تمثل الأداء الحراري الطبيعي للبشرة في الطيور الحية عن كثب، وذلك باستخدام جلود جافة لهذه القياسات تسمح بنتائج قابلة للمقارنة وقابلة للتكرار على مجموعة أكبر بكثير من العينات. لذلك ، يجب أن تؤخذ جميع القياسات إما باستخدام جلود مجففة إلى وزن ثابت ، أو على كل من الجلد الطازج والمجفف للعينات.

3. جمع البيانات من الصور الحرارية

  1. يتكون كل قياس من صورتين حراريتين: واحدة من الجلد المسطح وواحدة من زجاج الأكريليك. أولا، افتح صورة زجاج الأكريليك. محاذاة الدائرة المرسومة في البرنامج مع ثقب في الرغوة مرئية في الصورة. سجل قيمة درجة الحرارة في وسط الدائرة.
    ملاحظة: لمزيد من التفاصيل حول استخراج البيانات من الصور الحرارية، راجع Senior et al.36.
    1. تأكد من معايرة الكاميرا بالقيم المناسبة. تعيين emissivity30 إلى 0.86 وتعيين درجة الحرارة والرطوبة المحيطة لتتناسب مع الظروف الحالية في المختبر، قبل تسجيل قيمة درجة الحرارة.
  2. افتح الصورة الحرارية للجلد المسطح. دون تحريك الدائرة، سجل قيمة درجة الحرارة في وسط الدائرة.
    ملاحظة: نظرا لعدم تسجيل الدائرة في الصورة، من المهم معايرة موضع الدائرة مع صورة زجاج الأكريليك المأخوذ في القسم 2.6.
    1. تأكد من معايرة الكاميرا بالقيم المناسبة. تعيين emissivity31 إلى 0.95، وتأكد من تعيين درجة الحرارة والرطوبة المحيطة للظروف الحالية في المختبر، قبل تسجيل قيمة درجة الحرارة.
  3. كرر الخطوات 3.1-3.2 لجميع قياسات جميع العينات.

4. حساب الأداء الحراري

  1. طرح درجة حرارة سطح معطف الريش من درجة حرارة الزجاج الاكريليك. تمثل هذه القيمة الحرارة التي يحتفظ بها معطف الريش.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

وترد النتائج التمثيلية من سلسلة من فرد واحد من كل نوع من خمسة أنواع، تقاس في ست درجات حرارة، في الشكل 4 والشكل 5. وتبين هذه الاختلافات الصغيرة في موضع الجلد يمكن أن يؤدي إلى اختلافات في قراءات تصل إلى 1.7 درجة مئوية الشكل 4 يبين كيف تدريب محقق يزيد من تكرار القياسات. على سبيل المثال، تم قياس نفس عصفور المنزل الفردي(Passer domesticus)خمس مرات عند درجة حرارة هدف واحد من قبل محقق عديم الخبرة(الشكل 4A).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

توفر هذه الورقة بروتوكولا لقياسات التصوير الحراري الموحدة القابلة للتكرار لعينات جلد الطيور المسطحة. هذه الطريقة تجعل من الممكن مقارنة الأداء الحراري للمعطف الريش بين الأنواع، داخل الأنواع، بين الأفراد مماثلة، وفي مواقع مختلفة على أجسام الأفراد، كل ذلك دون تدمير العينة.

قد يكون توافر المواد والمعدات اللازمة قيدا على هذه الطريقة. على الرغم من أن الكاميرات الحرارية أصبحت بسرعة أكثر سهولة وبأسعار معقولة، والكاميرات الحرارية البحوث الصف لا تزال تكلف عشرات الآلاف من الدولارات37

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

شكر وتقدير

تم تمويل هذا البحث جزئيا من قبل جامعة كونيتيكت البحوث المجلس الاستشاري كلية منحة كبيرة ل M. روبيغا. ك. بورجيو حصل على دعم من المؤسسة الوطنية للعلوم NRT- IGE منحة #1545458 إلى M. Rubega. تحسنت المخطوطة بشكل كبير من خلال ردود الفعل المدروسة من اثنين من المراجعين المجهولين.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
رقائق الألومنيومرينولدز التفاف10900083130 قدما مربعا ؛ لا يلزم استخدام هذا النموذج بالضبط.
لوح رغوي أساسيرغوي20WE1 بوصة × 4 قدم × 8 قدم ؛ لا يلزم استخدام هذا النموذج بالضبط.
مائي للأغراض العامةPolyScienceWB02Ambiet +5 & deg ؛ C إلى 100 درجة ؛ C; ±. 01 درجة ؛ C
PDF Data LoggerElitechRC-51Hمستشعر درجة الحرارة والرطوبة المدمج
زجاجAdirOffice1212-3-Cزجاج أكريليك ؛ 12 بوصة × 12 بوصة × 1/8 بوصة ؛ لا يلزم استخدام هذا النموذج بالضبط.
برنامج تحليل الصور الحراريةFLIRResearchIR Max v4.40.7.26 (64 بت)يسمح بجمع البيانات الحرارية الدقيقة والكمية
كاميرا التصوير الحراريFLIRSC655دقة 680 × 480 بكسل ، & plusmn ؛ 2 درجة ؛ C أو ± دقة 2٪ ، 40 سم الحد الأدنى لمسافة التركيز
ترايبودThe Audubon ShopThe Birder Tripod مع رأس التحرير السريع Manfrotto 700RC265 بوصة كحد أقصى ؛ لا يلزم استخدام هذا النموذج بالضبط.
حمام شبكي

المراجع

  1. Morris, D. The Feather Postures of Birds and the Problem of the Origin of Social Signals. Behaviour. 9, 75-111 (1956).
  2. Wetmore, A. A Study of the Body Temperature of Birds. Smithsonian Miscellaneous Collections. 72 (12), Smithsonian Institution. City of Washington. (1921).
  3. Hart, J. S. Seasonal Acclimatization in Four Species of Small Wild Birds. Physiological Zoology. 35 (3), 224-236 (1962).
  4. Veghte, J. H. Thermal and Metabolic Responses of the Gray Jay to Cold Stress. Physiological Zoology. 37 (3), 316-328 (1964).
  5. Brush, A. H. Energetics, Temperature Regulation and Circulation in Resting, Active and Defeathered California Quail, Lophortyx californicus. Comparative Biochemistry and Physiology. 15, 399-421 (1965).
  6. Dawson, W. R., Carey, C. Seasonal Acclimatization to Temperature in Cardueline Finches. Journal of Comparative Physiology. 112, 317-333 (1976).
  7. Cooper, S. J., Swanson, D. L. Seasonal Acclimatization of Thermoregulation in The Black-Capped Chickadee. The Condor. 96, 638-646 (1994).
  8. Bush, N. G., Brown, M., Downs, C. T. Seasonal Effects on Thermoregulatory Responses of the Rock Kestrel, Falco rupicolis. Journal of Thermal Biology. 33, 404-412 (2008).
  9. Nzama, S. N., Downs, C. T., Brown, M. Seasonal Variation in the Metabolism-Temperature Relation of House Sparrows (Passer domesticus) in KwaZulu-Natal, South Africa. Journal of Thermal Biology. 35, 100-104 (2010).
  10. Noakes, M. J., Wolf, B. O., McKechnie, A. E. Seasonal Metabolic Acclimatization Varies in Direction and Magnitude among Populations of an Afrotropical Passerine Bird. Physiological and Biochemical Zoology. 90 (2), 178-189 (2016).
  11. Taylor, J. R. Thermal insulation of the down and feathers of pygoscelid penguin chicks and the unique properties of penguin feathers. The Auk. 103 (1), 160-168 (1986).
  12. Ward, J. M., Houston, D. C., Ruxton, G. D., McCafferty, D. J., Cook, P. Thermal resistance of chicken (Gallus domesticus) plumage: a comparison between broiler and free-range birds. British poultry science. 42 (5), 558-563 (2001).
  13. Ward, J. M., Ruxton, G. D., Houston, D. C., McCafferty, D. J. Thermal consequences of turning white in winter: a comparative study of red grouse Lagopus lagopus scoticus and Scandinavian willow grouse L. l. lagopus. Wildlife Biology. 13 (2), 120-130 (2007).
  14. Lucas, A. M., Stettenheim, P. R. Avian Anatomy: Integument. , US Government Printing Office. Washington, D.C. (1972).
  15. Osváth, G., et al. How feathered are birds? Environment predicts both mass and density of body feathers. Functional Ecology. 32, 701-712 (2018).
  16. Pap, P. L., et al. A phylogenetic comparative analysis reveals correlations between body feather structure and habitat. Functional Ecology. 31 (6), 1241-1251 (2017).
  17. Caccamise, D. F., Weathers, W. W. Winter Nest Microclimate of Monk Parakeets. The Wilson Bulletin. 89 (2), 346-349 (1977).
  18. Broggi, J., Gamero, A., Hohtola, E., Orell, M., Nilsson, J. Å Interpopulation variation in contour feather structure is environmentally determined in great tits. PLoS ONE. 6 (9), 24942(2011).
  19. Howell, S. N. G. Molt in North American Birds. , Houghton Mifflin Harcourt. ISBN 13: 9780547152356 (2010).
  20. Willoughby, E. J. An Unusual Sequence of Molts and Plumages in Cassin's and Bachman's Sparrows. The Condor. 88 (4), 461-472 (1986).
  21. Wetmore, A. The Number of Contour Feathers in Passeriform and Related Birds. Auk. 53, 159-169 (1936).
  22. Staebler, A. E. Number of Contour Feathers in the English Sparrow. The Wilson Bulletin. 53 (2), 126-127 (1941).
  23. Barnett, L. B. Seasonal Changes in Temperature Acclimatization of the House Sparrow, Passer domesticus. Comparative Biochemistry and Physiology. 33, 559-578 (1970).
  24. Middleton, A. L. A. Seasonal Changes in Plumage Structure and Body Composition of the American Goldfinch, Carduelis tristis. The Canadian Field-Naturalist. 100 (4), 545-549 (1986).
  25. Lei, F. M., Qu, Y. H., Gan, Y. L., Gebauer, A., Kaiser, M. The feather microstructure of Passerine sparrows in China. Journal für Ornithologie. 143 (2), 205-213 (2002).
  26. D'alba, L., Carlsen, T. H., Ásgeirsson, Á, Shawkey, M. D., Jónsson, J. E. Contributions of feather microstructure to eider down insulation properties. Journal of Avian Biology. 48 (8), 1150-1157 (2017).
  27. Gilbert, C., Robertson, G., Le Maho, Y., Naito, Y., Ancel, A. Huddling behavior in emperor penguins: dynamics of huddling. Physiology & Behavior. 88, 479-488 (2006).
  28. Kvadsheim, P. H., Folkow, L. P., Blix, A. S. A new device for measurement of the thermal conductivity of fur and blubber. Journal of thermal Biology. 19 (6), 431-435 (1994).
  29. Spaw, C. Combination Specimens a la Burke Museum. , 21-28 (1989).
  30. Infrared Emissivity Table. ThermoWorks. , Available from: https://www.thermoworks.com/emissivity_table (2019).
  31. Cossins, A. R., Bowler, K. Temperature Biology of Animals. , Chapman and Hall. London. (1987).
  32. Orlove, G. Emissivity and Reflected Temperature. Infrared Training Center. , Available from: http://irinformir.blogspot.com/2012/02/thermographic-measurement-techniques.html (2012).
  33. Hammel, H. T. Infrared Emissivities of Some Arctic Fauna. Journal of Mammalogy. 37 (3), 375-378 (1956).
  34. McNab, B. K. An Analysis of the Body Temperatures of Birds. The Condor. 68 (1), 47-55 (1966).
  35. Crawford, E. C., Lasiewski, R. C. Oxygen Consumption and Respiratory Evaporation of the Emu and Rhea. The Condor. 70, 333-339 (1968).
  36. Senior, R. A., Hill, J. K., Edwards, D. P. ThermStats: An R Package for Quantifying Surface Thermal Heterogeneity in Assessments of Microclimates. Methods in Ecology and Evolution. 10, 1606-1614 (2019).
  37. FLIR Systems, Inc. , Available from: https://www.flir.com (2019).
  38. McCafferty, D. J. Applications of thermal imaging in avian science. Ibis. 155 (1), 4-15 (2013).
  39. Boonstra, R., Eadie, J. M., Krebs, C. J., Boutin, S. Limitations of Far Infrared Thermal Imaging in Locating Birds. Journal of Field Ornithology. 66 (2), 192-198 (1955).
  40. Rodbard, S. Weight and Body Temperature. Science. 111 (2887), 465-466 (1950).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

بيئة الطيورالأداء الحراريعينة جلديةحمام مائي ساخنزجاج أكريليلوح لب رغويمعايرة الانبعاثية
استخدام كاميرا حرارية لقياس فقدان الحرارة من خلال معاطف ريش الطيور
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.