مقالة منهجية

منع تدفق اللمفاوية عن طريق خياطة الأوعية اللمفاوية Afferent في الفئران

6.7K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/61178

⸱

مايو 14, 2020

 ,  , 
1Department of General Surgery, The Second Affiliated Hospital of Harbin Medical University, Harbin Medical University, 2Inflammation Research Network, Department of Microbiology, Immunology and Infectious Diseases, Snyder Institute for Chronic Diseases, Cumming School of Medicine, University of Calgary

في هذه المقالة

ملخص

يتم تقديم بروتوكول لمنع تدفق اللمفية عن طريق خياطة جراحية من الأوعية اللمفاوية afferent.

الملخص

الأوعية اللمفاوية حاسمة في الحفاظ على توازن سوائل الأنسجة وتحسين الحماية المناعية عن طريق نقل المستضدات، السيتوكينات، والخلايا إلى استنزاف الغدد الليمفاوية (LNs). انقطاع تدفق اللمفية هو وسيلة هامة عند دراسة وظيفة الأوعية اللمفاوية. الأوعية اللمفاوية الموفاوية من اللوحات اللمفية المورين إلى الغدد الليمفاوية الزفيرة (pLNs) هي محددة جيداً على أنها الطرق الوحيدة لتصريف الغدد الليمفاوية في النفصال. يمكن خياطة هذه الأوعية اللمفاوية afferent منع تدفق اللمفية بشكل انتقائي إلى pLNs. هذه الطريقة تسمح للتدخل في تدفق الليمفاوية مع الحد الأدنى من الضرر للخلايا البطانية اللمفاوية في التصريف pLN، والأوعية اللمفاوية afferent، فضلا عن غيرها من الأوعية اللمفاوية في جميع أنحاء المنطقة. وقد استخدمت هذه الطريقة لدراسة كيفية تأثير اللمفية على النفّة الغدد الليمفاوية العالية (HEV) والتعبير chemokine في LN، وكيف تتدفق اللمفية من خلال الأنسجة الدهنية المحيطة LN في غياب الأوعية اللمفاوية الوظيفية. مع الاعتراف المتزايد لأهمية وظيفة اللمفاوية، وسوف يكون لهذه الطريقة تطبيقات أوسع لزيادة كشف وظيفة الأوعية اللمفاوية في تنظيم البيئة الدقيقة LN والاستجابات المناعية.

المقدمة

يوفر التنظيم المكاني للنظام اللمفاوي الدعم الهيكلي والوظيفي لإزالة السوائل خارج الخلية ومضادات النقل والخلايا التي تقدم المستضدات (APCs) إلى LNs المستنزفة. الأوعية اللمفاوية الأولية (تسمى أيضا الشعيرات الدموية اللمفاوية) هي نفاذية للغاية بسبب تقاطعاتها بين الخلايا غير المترابطة ، والتي تسهل جمع فعال من السوائل والخلايا وغيرها من المواد من المساحات خارج الخلية المحيطة1. الأوعية اللمفاوية الأولية دمج في جمع الأوعية اللمفاوية، والتي لديها تقاطعات ضيقة بين الخلايا، وغشاء الطابق السفلي المستمر، وتغطية العضلات اللمفاوية. جمع الأوعية اللمفاوية هي المسؤولة عن نقل اللمف التي تم جمعها إلى LNs استنزاف والعودة في نهاية المطاف الليمفاوية إلى الدورة الدموية2،3. والأوعية اللمفاوية جمع التي تدفع الليمفاوية في LN استنزاف هي الأوعية اللمفاويةafferent 4,5,6,7. يمكن عرقلة الأوعية اللمفاوية afferent منع تدفق اللمفية في LNs، وهو أسلوب مفيد عند دراسة وظيفة تدفق الليمفاوية.

وقد أظهرت الدراسات السابقة أن تدفق اللمفية يلعب دورا هاما في نقل المستضدات و APCs، فضلا عن الحفاظ على التوازن LN. ومن المفهوم جيدا أن المركبات المضادة للأفراد المشتقة من الأنسجة، التي تنشط عادةً الخلايا التشعبية المهاجرة (DCs)، تنتقل عبر الأوعية اللمفاوية المنتقلة إلى LN لتنشيط الخلايا التائية8. فكرة أن مستضدات حرة الشكل، مثل الميكروبات أو المستضدات القابلة للذوبان، تدفق سلبي مع الليمفاوية إلى LN لتنشيط LN المقيم APCs وقد تم الحصول على القبول في العقد الماضي9،10،11،12. مستضدات الشكل الحر السفر مع الليمفاوية يستغرق دقائق بعد العدوى للسفر إلى LN، وتفعيل الخلية المقيم LN قد تحدث في غضون 20 دقيقة بعد التحفيز. هذا هو أسرع بكثير من تفعيل DCs المهاجرة ، والتي تأخذ أكثر من 8 ح لدخول 9LNاستنزاف . بالإضافة إلى نقل المستضدات لبدء الحماية المناعية ، تحمل اللمفية أيضًا السيتوكينات وCS إلى LN للحفاظ على البيئة الدقيقة ، ودعم الخلايا المناعية13،14. سابقا، منع تدفق اللمفية عن طريق خياطة الأوعية اللمفاوية afferent أظهرت أن الليمفاوية مطلوب للحفاظ على النمط الظاهري HEV المطلوبة لدعم خلية T homeostatic وB خلية توجيه إلى LN15،16،17. CCL21 هو chemokine الحرجة التي توجه DC و T الخلية تحديد المواقع في LN8،18. حظر تدفق اللمفية يقطع تعبير CCL21 في LN ومن المحتمل أن ينقطع DC و T الخلية تحديد المواقع و/أو التفاعل فيLN 19. وهكذا، يمكن حظر تدفق الليمفاوية بشكل مباشر أو غير مباشر إلغاء مستضد / DC الوصول إلى LN استنزاف عن طريق تعطيل البيئة الدقيقة LN التي تنظم الاستجابات المناعية في LN. لتحقيق أفضل وظيفة تدفق الليمفاوية، يتم تقديم بروتوكول تجريبي (الشكل 1) لمنع تدفق اللمفية في الفئران عن طريق خياطة الأوعية اللمفاوية afferent من لوحة القدم إلى pLN. يمكن أن تكون هذه الطريقة تقنية مهمة للدراسات المستقبلية حول وظيفة اللمفاوية في الحالات الصحية والمُرضى.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

يجب أن يتم اعتماد جميع الأعمال الحيوانية من قبل لجنة الأخلاقيات المؤسسية والحكومية ومناولة الحيوانات.  هذه جراحة غير نجاة

1- إعداد المواد

  1. إعداد 100 مل من 70٪ الإيثانول عن طريق خلط 70 مل من 100٪ الإيثانول مع 30 مل من الماء المعقم. الأوتوكلاف جميع الأدوات الجراحية قبل الجراحة والحفاظ على الأدوات في 70٪ الإيثانول قبل وأثناء الجراحة للحفاظ على التعقيم.
  2. إعداد جهاز حقن.
    1. قطع ~ 30 سم من أنابيب البولي إيثيلين (0.28 ملم في القطر). قم بتوصيل طرف إبرة 30 G × 1/2 (إبرة A) إلى طرف واحد من أنابيب البولي إيثيلين. طرد بعناية آخر 30 G × 1/2 إبرة (إبرة B) وربط الجانب المكسور إلى الطرف الآخر من أنابيب البولي إيثيلين.
    2. إرفاق إبرة A إلى حقنة 1 مل درنة.
      ملاحظة: لهذا أنابيب البولي إيثيلين، 1.6 سم من السوائل في الأنابيب يتوافق مع 1 μL20.
  3. إعداد 10:1 الكيتامين / الزيلازين خليط (10 ملغ / مل الكيتامين و 1 ملغم / مل xylazine) في المالحة (bacteriostatic 0.9 ٪ [ث / الخامس] كلوريد الصوديوم). إعداد الحل حديثا قبل الاستخدام.

2. إعداد الحيوان للجراحة

ملاحظة: استخدام الفئران الذين تتراوح أعمارهم بين 6-10 أسابيع. ويمكن استخدام الفئران الإناث والذكور على حد سواء. في هذه الدراسة، تم استخدام فئران الإناث C57BL/6 البالغة من العمر 6-10 أسابيع. يمكن تكييف هذه الطريقة لسلالات أخرى من الفئران.

  1. تخدير الماوس عن طريق حقن 250 ميكرولتر من خليط الكيتامين /زيلازين intraperitonally. انتظر حتى يكون الماوس نائما تماما. تأكد من عدم تفاعل الماوس مع قرصة إصبع الية للكشف عن التخدير الكامل.
  2. حلاقة الفراء حول الساقين مع قصات الشعر.
  3. ضعي كريم إزالة الشعر حول الساق وانتظري لمدة 5 دقائق. مسح قبالة الفراء المتبقية وكريم إزالة الشعر باستخدام الأنسجة الرطبة وتنظيف الساق مع الماء المعقم. رش 70٪ الإيثانول حول الساق لتعقيم منطقة العمليات. الإيثانول مقتصر على موقع الشق.

3. خياطة الجراحية من الأوعية اللمفاوية afferent

ملاحظة: يتم خياطة الساق اليمنى، ويتم استخدام الساق اليسرى كتحكم زائف. بروتوكول الغرز اللمفاوي (الخطوات 3.1−3.8) يأخذ 20−30 دقيقة.

  1. إبقاء الماوس في موقف عرضة وإصلاحه مع الشريط الجراحي لفضح منطقة العملية على الساق اليمنى.
  2. إيندرماally حقن 5 ميكرولتر من 1٪ صبغة زرقاء إيفانز أو 9 سم من السائل من جهاز الحقن أنابيب في القدم. تدليك بلطف لوحة القدم لمساعدة ايفانز الأزرق دخول الأوعية اللمفاوية.
    ملاحظة: حقنة الأنسولين ليس من السهل السيطرة على حقن حجم صغير. يمكن التحكم في وحدة التخزين بشكل أكثر دقة باستخدام جهاز الحقن. يتم تصور الأوعية اللمفاوية عن طريق الصبغة الزرقاء تحت الجلد. مع التدريب المكثف، يمكن رؤية كل من الأوعية اللمفاوية المهذبة بالعين المجردة كأوعية شفافة في الأنسجة الدهنية، بالتوازي مع الشريان الصابف. مع تدريب واسع النطاق، فمن الممكن خياطة السفن دون حقن صبغة زرقاء ايفانز في الحالات التي توجد فيها مخاوف من اضطرابات محتملة من الصبغة.
  3. تحت مجهر تشريح، واختيار موقع شق 5 ملم من الحافة السفلية من فوسا popliteal. جعل شق صغير (~ 5 مم) في الجلد مع مقص. باستخدام ملقط عملية غرامة، وتمتد شق، وفضح الأوعية اللمفاوية جمع (الشكل 1A).
    ملاحظة: إذا لزم الأمر، يمكن إزالة جزء صغير من الجلد للكشف عن الأوعية اللمفاوية.
  4. تحديد كل الأوعية الليمفاوية afferent المؤدية إلى pLNs تحت المجهر تشريح (الشكل 1B).
    ملاحظة: هناك اثنين من الأوعية اللمفاوية afferent من لوحة القدم إلى pLN. كلاهما بحاجة إلى أن تكون خياطة لمنع تدفق الليمفاوية تماما.
  5. باستخدام حامل إبرة، أدخل بحذر إبرة الغرز (0.7 متري أو أصغر) بين الأوعية اللمفاوية الوريدية والشريان الصابف وسحب الإبرة برفق حول الأوعية اللمفاوية afferent. سحب سلسلة خياطة بلطف وترك حوالي 2 سم من سلسلة خياطة وراء. استخدام حامل إبرة للمساعدة في ربط سلسلة بإحكام لخياطة وعاء واحد الليمفاوية مع عقدة الجراح (الشكل 1C).
    ملاحظة: قد يجف النسيج تحت الشق مع التعرض لفترات طويلة للهواء. جعل شق صغير قدر الإمكان وأداء خياطة بسرعة (أي، في غضون 5 دقائق) سيمنع الأنسجة من الجفاف. الحفاظ على رطوبة الأنسجة عن طريق تطبيق كمية صغيرة من المالحة مع مسحة القطن.
  6. تدليك بلطف لوحة القدم لضمان عدم وجود صبغة زرقاء ايفانز يمر موقع خياطة ومن ثم قطع السلسلة الزائدة مع مقص.
  7. قم بإجراء نفس الخطوات الرزية (أي، الخطوتين 3.5 و3.6) على الوعاء اللمفاوي الآخر(الشكل 1D). أغلق شق الجلد بنفس الغرزة التي تم استخدامها لخياطة الأوعية في الخطوة 3.5 (الشكل 1E).
  8. للسيطرة صورية، intradermally حقن 5 ميكرولتر من 1٪ ايفانز صبغة زرقاء في القدم الأيسر وتدليك لوحة القدم لتصور الأوعية اللمفاوية. افتح الجلد مع استئصال ثم أغلق الجرح دون خياطة الوعاء (الشكل 1F).
  9. اختياريا، مراقبة الفئران التي تعمل لمدة 2-4 ساعة. يجب أن يظهر جانب الغرز من الساق وذمة مع انتشار إيفانز بلو إلى الفخذ ، في حين أن ساق التحكم ستظهر صبغة زرقاء مقيدة لإيفانز في لوحة القدم. إذا يقظت الفئران، سيتم حقن مزيج إضافي من الكيتامين/الزيلازين للحفاظ على التخدير حتى القتل الرحيم.

4. تتبع تدفق الليمفاوية

  1. مباشرة بعد الجراحة، حقن intradermally 10 ميكرولتر من 2٪ fluorescein isothiocyanate (FITC) في لوحة القدم لكل من السيطرة والساق خياطة اللمفاوية.
  2. القتل الرحيم الفئران مع 400 ميكرولتر من خليط الكيتامين / xylazine وإجراء خلع عنق الرحم عندما يتم تخدير الفئران بالكامل.
  3. جمع pLNs من fossa popliteal وإزالة بعناية الأنسجة الدهنية perinodal حول pLNs تحت مجهر تشريح في 2, 6, و 12 ح بعد حقن فيت.
  4. تضمين pLNs مع منطقة الجيوب الأنفية النخاعية النخاعية التي تواجه إلى جانب cryomold في درجة حرارة القطع المثلى (أكتوبر) مركب(الشكل 1G, H).
  5. إعداد 20 ميكرومتر أقسام مجمدة باستخدام cryotome.
  6. صورة عمليات التشريب تحت مجهر الدمج لتحديد توزيع FITC.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

وقد استخدمت خياطة الأوعية اللمفاوية في الدراسات السابقة15,16,17,19, حيث كان بمثابة أداة هامة لدراسة وظيفة تدفق الليمفاوية قبل علم الأحياء الجزيئية لالأوعية اللمفاوية كان مفهوما بشكل أفضل. حظر تدفق اللمفية يقطع التوازن LN، الأمر الذي يؤدي إلى فقدان HEVs التعبير الجيني الحرجة اللازمة للمعالجة الليمفاوية الأمثل إلى LN15،16،

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

سيكون لحجب تدفق اللمفية تطبيقات واسعة في معالجة تسليم المستضد إلى LN في ظروف صحية ومريضة. من الممكن استخدام هذه الطريقة للتحكم في توقيت تسليم المستضد من أجل دراسة كيفية استمرار تدفق الليمفاوية ينظم الاستجابة المناعية في استنزاف LNs. ويمكن أيضاً استخدام هذه الطريقة لانقطاع تدفق اللمفية لدراسة كيفية تأثير اللمفاوة على تجزئة الخلية، وتنشيط الخلية، وترحيل الخلايا، وتفاعلات الخلايا الخلوية في LN.

الفئران على وجه التحديد التعبير عن مستقبلات السم الخناق البشري (DTR) في الخلايا البطانية الليمفاوية...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ولا يوجد لدى أصحاب البلاغ أي تضارب في المصالح للكشف عنه.

شكر وتقدير

يشكر المؤلفون آفا زاردينشاد على تدقيقها في المخطوطة. ويدعم هذا العمل المعهد الكندي للبحوث الصحية (CIHR، PJT-156035)، والمؤسسة الكندية للابتكار من أجل SL (32930)، والمؤسسة الوطنية الصينية للعلوم الطبيعية ليوخيا لين (81901576).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
<قوي >0.9٪ كلوريد الصوديوم الملحي < / قوي >باكسترJB1323
< قوي > 100٪ إيثانول < / قوي >خدمات التوزيع بجامعة جرينفيلد العالميةفي كالجاري UN1170.
<قوي > كريم مزيل الشعر < / قوي >نايرتركيبة حساسة لإزالة الشعر Cr & egrave ؛ لي بزيت اللوز الحلو وزيت الأطفال ، 200 مل. أو منتج مماثل.
<قوي> إيفانز بلو صبغةسيجما لايف ساينسE2129-10Gللحصول على 1 مل من صبغة إيفانز الزرقاء ، أضف 0.1 جرام من إيفانز الأزرق إلى 10 مل PBS. سيتم ترشيح محلول Evens Blue من خلال مرشحات 0.22 مم والحفاظ عليه معقما في 1 مل.
<قوي> أيزومر إيزوثيوسيانات الفلوريسئين الأول (FITC) < / strong>Sigma Life ScienceF7250-1G
ملقط دومون # 3< / strong>WPI500337
ملقط دومون # 5< / strong>WPI500233
< قوي > جهاز حقن < / قوي>قم بتوصيل أحد طرفي أنابيب البولي إيثيلين ب 30G & times ؛ ½ إِبْرَة. نعلق حقنة 1 مل تيرابايت على الإبرة. إزاحة عمود الإبرة من 30G & مرات أخرى ؛ ½ إِبْرَة. أدخل الطرف الحاد ل 30G & مرات ؛ ½ عمود الإبرة في الطرف الآخر من الأنبوب. القطر الداخلي لهذا الأنبوب 0.28 مم. وبالتالي ، فإن 1.6 سم من السائل في الأنبوب هو 1 مل.
<قوي>حقنة الأنسولين< قوية> بيكتونديكنسون وشركاه (BD)329461
IRIS Forcep مستقيم< / قوي>WPI15914
<قوي>قزحية قزحية< / قوي>WPI14218-G
Ketamine< / strong>NarketanDIN 02374994عادة ما يخضع موردو الكيتامين والزيلازين للتنظيم المؤسسي والحكومي.
<قوي >إبر (26 جيجا × 3 / 8) < / قويا >بكتون ديكنسون وشركاه (دينار بحريني)305110
< قوي > إبر (30 جيجا × 1 / 2) < قويا >بكتون ديكنسون وشركاه (BD)305106 <
قوي >حامل إبرة باتون < / قوي>ROBOZRS6403مستقيم ، بدون قفل ؛ مسننة
< قوية > ملحية مخزنة بالفوسفات (PBS) < / قوية >سيجما لايف ساينسP4417-100TAB
<قوية >أنابيب البولي إيثيلين < / قوية >بكتون ديكنسون وشركاه (BD)427401
< قوي > شريط جراحي (1.25 سم × 9.1 م) < / قوي >Transpore1527-0
<قوي> شريط جراحي (2.5 سم × 9.1 م) < / قوي>Transpore1527-1
خياطة < / قوي>ديفيس وجيك سياناميد كندا11/040.7 متري أحادي البولي بروبيلين
< قوي >حقنة (1 مل) < / قوي>بكتون ديكنسون وشركاه (دينار)309659 <
قوي > مقص VANNAS < / قوي >أدوات الدقة العالمية (WPI)14122-G
XylazineRompunDIN02169606عادة ما يخضع موردو الكيتامين والزيلازين للتنظيم المؤسسي والحكومي.
<قوي>المعدات< قوي>
<قوي>تشريح المجهرأوليمبوسأوليمبوس S261 (522-STS OH141791) مع مصدر الضوء: أوليمبوس هايلايت 3100
<قوي>مجهر متحد البؤرلايكاSP8

المراجع

  1. Pflicke, H., Sixt, M. Preformed portals facilitate dendritic cell entry into afferent lymphatic vessels. The Journal of Experimental Medicine. 206, 2925-2935 (2009).
  2. Schmid-Schonbein, G. W. Microlymphatics and lymph flow. Physiological Reviews. 70, 987-1028 (1990).
  3. Skalak, T. C., Schmid-Schonbein, G. W., Zweifach, B. W. New morphological evidence for a mechanism of lymph formation in skeletal muscle. Microvascular Research. 28, 95-112 (1984).
  4. Johnston, M. G., Hay, J. B., Movat, H. Z. Kinetics of prostaglandin production in various inflammatory lesions, measured in draining lymph. The American Journal of Pathology. 95, 225-238 (1979).
  5. Eisenhoffer, J., Yuan, Z. Y., Johnston, M. G. Evidence that the L-arginine pathway plays a role in the regulation of pumping activity in bovine mesenteric lymphatic vessels. Microvascular Research. 50, 249-259 (1995).
  6. Gasheva, O. Y., Zawieja, D. C., Gashev, A. A. Contraction-initiated NO-dependent lymphatic relaxation: a self-regulatory mechanism in rat thoracic duct. Journal of Physiology. 575, 821-832 (2006).
  7. Breslin, J. W., et al. Vascular endothelial growth factor-C stimulates the lymphatic pump by a VEGF receptor-3-dependent mechanism. American Journal of Physiology- Heart and Circulatory Physiology. 293, 709-718 (2007).
  8. Randolph, G. J., Angeli, V., Swartz, M. A. Dendritic-cell trafficking to lymph nodes through lymphatic vessels. Nature Reviews. Immunology. 5, 617-628 (2005).
  9. Mempel, T. R., Henrickson, S. E., Von Andrian, U. H. T-cell priming by dendritic cells in lymph nodes occurs in three distinct phases. Nature. 427, 154-159 (2004).
  10. Gerner, M. Y., Casey, K. A., Kastenmuller, W., Germain, R. N. Dendritic cell and antigen dispersal landscapes regulate T cell immunity. The Journal of Experimental Medicine. 214, 3105-3122 (2017).
  11. Kastenmuller, W., Torabi-Parizi, P., Subramanian, N., Lammermann, T., Germain, R. N. A spatially-organized multicellular innate immune response in lymph nodes limits systemic pathogen spread. Cell. 150, 1235-1248 (2012).
  12. Gerner, M. Y., Torabi-Parizi, P., Germain, R. N. Strategically localized dendritic cells promote rapid T cell responses to lymph-borne particulate antigens. Immunity. 42, 172-185 (2015).
  13. Moussion, C., Girard, J. P. Dendritic cells control lymphocyte entry to lymph nodes through high endothelial venules. Nature. 479, 542-546 (2011).
  14. Gretz, J. E., Norbury, C. C., Anderson, A. O., Proudfoot, A. E., Shaw, S. Lymph-borne chemokines and other low molecular weight molecules reach high endothelial venules via specialized conduits while a functional barrier limits access to the lymphocyte microenvironments in lymph node cortex. The Journal of Experimental Medicine. 192, 1425-1440 (2000).
  15. Mebius, R. E., Breve, J., Duijvestijn, A. M., Kraal, G. The function of high endothelial venules in mouse lymph nodes stimulated by oxazolone. Immunology. 71, 423-427 (1990).
  16. Mebius, R. E., Streeter, P. R., Breve, J., Duijvestijn, A. M., Kraal, G. The influence of afferent lymphatic vessel interruption on vascular addressin expression. Journal of Cell Biology. 115, 85-95 (1991).
  17. Mebius, R. E., et al. Expression of GlyCAM-1, an endothelial ligand for L-selectin, is affected by afferent lymphatic flow. Journal of Immunology. 151, 6769-6776 (1993).
  18. Drayton, D. L., Liao, S., Mounzer, R. H., Ruddle, N. H. Lymphoid organ development: from ontogeny to neogenesis. Nature Immunology. 7, 344-353 (2006).
  19. Tomei, A. A., Siegert, S., Britschgi, M. R., Luther, S. A., Swartz, M. A. Fluid flow regulates stromal cell organization and CCL21 expression in a tissue-engineered lymph node microenvironment. Journal of Immunology. 183, 4273-4283 (2009).
  20. Liao, S., Jones, D., Cheng, G., Padera, T. P. Method for the quantitative measurement of collecting lymphatic vessel contraction in mice. Journal of Biological Methods. 1, 6(2014).
  21. Lin, Y., et al. Perinodal Adipose Tissue Participates in Immune Protection through a Lymphatic Vessel-Independent Route. Journal of Immunology. 201, 296-305 (2018).
  22. Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. Journal of Clinical Investigation Insight. 1, 84095(2016).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

FITC

مقالات ذات صلة