مقالة منهجية

إعداد الأنسجة القلبية المهندسة على شكل شبكة مشتقة من خلايا iPS البشرية لإصلاح عضلة القلب في فيفو

DOI:

10.3791/61246

⸱

يونيو 9, 2020

 ,  ,  ,  ,  , 
1Clinical Translational Research Program, RIKEN Center for Biosystems Dynamics Research, 2Department of Cardiovascular Surgery, Graduate School of Medicine, Kyoto University, 3Laboratory of Stem Cell and Neuro-Vascular Biology, Cell and Developmental Biology Center, National Institutes of Health, 4Kosair Charities Pediatric Heart Research Program, Cardiovascular Innovation Institute, University of Louisville, 5Department of Pediatrics, School of Medicine, University of Louisville, 6Department of Cardiovascular Surgery, Mitsubishi Kyoto Hospital, 7Cincinnati Children's Heart Institute

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يولد هذا البروتوكول أنسجة قلبية هندسية على شكل شبكة تحتوي على خلايا القلب والأوعية الدموية المستمدة من الخلايا الجذعية متعددة القدرات التي يسببها الإنسان للسماح بالتحري عن علاج زرع الخلايا لأمراض القلب.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يصف البروتوكول الحالي طرقًا لتوليد أنسجة قلبية هندسية قابلة للتطوير على شكل شبكة (ECTs) تتكون من خلايا القلب والأوعية الدموية المستمدة من الخلايا الجذعية متعددة القدرات المستحثة بشريًا (hiPSCs) ، والتي يتم تطويرها لتحقيق هدف الاستخدام السريري. يتم خلط خلايا القلب ذات المشتقات القلبية المستمدة من HiPSC وخلايا البطانية وخلايا جدارية الأوعية الدموية مع مصفوفة هلام ثم تصب في قالب أنسجة متعدد الإثيل (PDMS) مع وظائف داخلية مستطيلة متداخلة. حسب الثقافة اليوم 14 ECTs تنضج في 1.5 سم × 1.5 سم هيكل شبكة مع 0.5 ملم قطر حزم myofiber. تتوافق الخلايا القلبية القلبية مع المحور الطويل لكل حزمة وتضرب بشكل متزامن. ويمكن توسيع نطاق هذا النهج إلى أكبر (3.0 سم × 3.0 سم) شبكة ECT مع الحفاظ على بناء النضج وظيفة. وهكذا، قد تكون ECTs على شكل شبكة ولدت من خلايا القلب المشتقة من hiPSC قابلة للتطبيق لنماذج تجديد القلب.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد أكدت العديد من الدراسات قبل السريرية والتجارب السريرية كفاءة العلاجات تجديد القلب القائم على الخلايا لفشل قلوب1,2,3. من بين أنواع الخلايا المختلفة ، والخلايا الجذعية متعددة القدرات التي يسببها الإنسان (hiPSCs) هي مصادر الخلايا الواعدة بحكم قدرتها على التكاثر ، وإمكانية توليد مختلف الأنساب القلبية الوعائية4،5،و التلوي. وبالإضافة إلى ذلك، جعلت تكنولوجيات هندسة الأنسجة من الممكن نقل الملايين من الخلايا إلى قلبالتالفة 5،6،7،8.

سابقا، أبلغنا عن توليد ثلاثي الأبعاد (3D) أنسجة القلب هندسة خطية (ECTs) من أنساب القلب والأوعية الدموية المستمدة من هيبسك باستخدام نظام الثقافة المتاحة تجاريا للأنسجة 3D الارتفتيفial5،7. وجدنا أن التعايش بين الخلايا البطانية الوعائية والخلايا الجدارية مع خلايا القلب داخل العلاج بالصدمات الكهربائية سهل نضج الأنسجة الهيكلية والكهروائية. وعلاوة على ذلك، قمنا بالتحقق من صحة الإمكانات العلاجية للهبسة-ECTs مزروعة في نموذج احتشاء فئران عضلة القلب المتسامحة من أجل تحسين وظيفة القلب، وتجديد عضلة القلب، وتعزيز تولد الأوعية5. ومع ذلك، كانت ECTs الخطية التي شيدت من خلال هذه الطريقة 1 مم من 10 ملم اسطوانات وبالتالي ليست مناسبة لزرع في الدراسات قبل السريرية مع الحيوانات الكبيرة أو الاستخدام السريري.

استنادا إلى الاستخدام الناجح لقوالب الأنسجة لتوليد تشكيل الأنسجة هندسية المسامية باستخدام الفئران الهيكل العظمي myoblasts وdyoblasttes cardiomyocytes9, الإنسان ESC المشتقة cardiomyocytes10 والفأر iPSCs11, وضعنا بروتوكول لتوليد القابلات التوسعية hiPSC المشتقة من الأنسجة الكبيرة المزروعة باستخدام قوالب polydimethylsiloxane (PDMS). قمنا بتقييم مجموعة من هندسات العفن لتحديد خصائص العفن الأكثر فعالية. أظهرت ECTs على شكل شبكة مع حزم وتقاطعات متعددة خصائص ممتازة في جدوى الخلية ، وظيفة الأنسجة وقابلية التوسع مقارنة مع الورق العادي أو الأشكال الخطية التي تفتقر إلى المسام أو الوصلات. قمنا بزرع العلاج بالصدمات الكهربائية على شكل شبكة في نموذج احتشاء عضلة القلب الفئران وأكد آثاره العلاجية مماثلة لECTs أسطواني مزروع12. هنا نحن وصف البروتوكول لتوليد ECT على شكل شبكة hiPSC المستمدة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. الحفاظ على الهيبات والتمايز القلب والأوعية الدموية

  1. توسيع والحفاظ على hiPSCs على طبقة رقيقة مصفوفة غشاء الطابق السفلي (عامل النمو خفضت، 1:60 تخفيف) في المتوسطة مكيفة المستخرجة من الليفية الجنينية الماوس (MEF-CM) مع عامل نمو الخلايا الليفية الأساسية البشرية (hbFGF)4.
    ملاحظة: استخدمنا خط hiPSCs (4-factor (Oct3/4 و Sox2 و Klf4 و c-Myc): 201B6). إضافة hbFGF في التركيز المناسب لكل خط الخلية. يمكن أيضا أن تستخدم لامينين-511 جزء لطلاء طبق الثقافة بدلا من مصفوفة غشاء الطابق السفلي. ويمكن استخدام المتوسطة المتاحة تجارياً والمصممة لثقافة الأعلاف الخالية من الهفوات المكلّف بـ MEF-CM.
  2. استخدم رابطة الأمهات (0.48 mM Ethylenediaminetetraacetic (EDTA) محلول) لفصل وتفكك الخلايا عندما يصل التقاء الخلايا إلى 90\u2012100%.
    ملاحظة: يمكن أيضاً استخدام منتجات أخرى متاحة تجارياً للتفكك الخلوي.
  3. خلايا لوحة بكثافة 10،000 الخلايا / ملم2 على لوحات ثقافة الخلية المغلفة بالمصفوفة في MEF-CM مع hbFGF والثقافة لمدة يومين إلى ثلاثة أيام.
  4. عندما تصبح الثقافة التقاء كامل، تغطية الخلايا مع مصفوفة (1:60 تخفيف مع MEF-CM) ليوم واحد.
  5. استبدل المتوسط المتوسط MEF-CM مع 1640 1640 + B27 المتوسطة. إضافة 100 نانوغرام / مل من أكتيفين A و 100 نانوغرام / مل من Wnt3A إلى المتوسطة ليوم واحد.
    ملاحظة: هذا هو اليوم 0 من التمايز. ل upregulate الإشارات WNT الكنسي، يمكن أيضا أن تستخدم مثبطات GSK3β بدلا من Wnt3A.
  6. في اليوم 1 من التمايز، وتغيير متوسطة إلى جديدة 1640 + B27 مع 10 نانوغرام / مل من BMP4 و 10 نانوغرام / مل من hbFGF. خلايا الثقافة لاثنين (بروتوكول MC) أو أربعة أيام (CM + EC بروتوكول) دون تغيير متوسط5.
    ملاحظة: تم تحسين CM + EC بروتوكول في وقت واحد لحث cardiomyocytes (CMs) والخلايا البطانية الوعائية (ECs). تم تحسين بروتوكول MC للحث بشكل تفضيلي على الخلايا الجدارية الوعائية (MCs).
  7. CM + EC بروتوكول لحث CMs وECs (الشكل 1A).
    1. استبدال المتوسطة في اليوم 5 من التمايز مع 1640 + B27 1640 27 غم / مل من VEGF165.
    2. تغيير الثقافة المتوسطة كل 48 ح حتى يوم 13\u201215 من التمايز.
  8. بروتوكول MC لاستقرار الخلايا الجدارية الأوعية الدموية (الشكل 1B)
    1. استبدال المتوسطة مع RPMI1640 + 10٪ مصل الأبقار الجنين (FBS) في اليوم 3 من التمايز.
    2. تغيير الثقافة المتوسطة كل 48 ح حتى يوم 13\u201215 من التمايز.

2. الخلية الحصاد وتحليل النسب في يوم التمايز 13\u201215

  1. اغسل الخلايا بـ Ca2+ و Mg2+ محلول ملحي خالي من الفوسفات (PBS).
  2. إضافة حل تفكك الخلية (التي تحتوي على البروتياز، الكولاجين وDNAses) في طبق ثقافة الخلية لتغطية لوحة. احتضان لوحة لمدة 5 دقائق في 37 درجة مئوية.
  3. جمع وفصل الخلايا مع المتوسطة الثقافة باستخدام ماصة بعد الحضانة.
  4. تخصيص 1 × 106 خلايا لتحليل النسب مع عملية استئصال الخلايا التدفق. للقضاء على الخلايا الميتة، وصمة عار الخلايا مع صبغة قابلة للإصلاح قابلة للحياة.
  5. وصمة عار الخلايا مع علامات سطح الغشاء في برنامج تلفزيوني مع 5٪ FBS. استخدام التخفيفات التالية من الأجسام المضادة في الفلوريسنس تنشيط فرز الخلايا (FACS) تلطيخ العازلة: المضادة PDGFRβ (1:100)، المضادة لـ VE cadherin (1:100)، مكافحة TRA-1-60 (1:20).
  6. بالنسبة للبروتينات داخل الخلايا، قم بإعادة تثبيت الخلايا وإصلاحها بنسبة 4% شبه شكلي (PFA) في PBS.
  7. وصمة عار الخلايا مع isoform المضادة للقلب من تي تروبونين (cTnT) في برنامج تلفزيوني مع 5٪ FBS و 0.75٪ سابونين، ثم تسمية الأجسام المضادة cTnT مع IgG1 ماوس 488 (تخفيف 1:50).
  8. resuspend الخلايا الملطخة في برنامج تلفزيوني مع 5٪ FBS ووضعها في أنابيب FACS مع مصفاة الخلية.
  9. تحليل تكوين الخلية من الخلايا الملطخة من كل بروتوكول التمايز مع تدفق عملية استئصال الخلايا لتسهيل توليد تعليق الخلية مع توزيعات النسب المحددة.
    ملاحظة: أثناء تنفيذ هذا الإجراء، يتم الاحتفاظ بتعليق الخلية المتبقية لـ ECTs في ثلاجة 4 درجة مئوية.

3. تصنيع قالب أنسجة PDMS

  1. يلقي 0.5 مم سميكة وأكثر من 30 مم × 30 مم طبقة من بوليديميثيل سيلوكسان (PDMS) عن طريق خلط حل prepolymer وربط عبر بنسبة 10:1 ثم علاج في 80 درجة مئوية لمدة 3 ساعات.
  2. قطع ورقة PDMS والسندات مع لاصق سيليكون لتصنيع 21 مم × 20.5 مم علبة مستطيلة مع 7 مم طويلة، 0.5 مم واسعة، و 2.5 مم وظائف مستطيلة عالية في وضع متداخل. الأفقي تباعد ما بعد بين سطرين من الوظائف هو 2.5 ملم(الشكل 2B).
  3. اُنسج الصلب على حرارة 120 درجة مئوية لمدة 20 دقيقة.
  4. معطف صينية مع 1٪ poloxamer 407 في برنامج تلفزيوني لمدة 1 ساعة. شطف poloxamer 407 وشطف القالب مع برنامج تلفزيوني بما فيه الكفاية قبل الاستخدام.

4. ECT البناء

  1. بعد تحليل نسب الخلية، والجمع بين الخلايا من CM + EC والبروتوكولات MC بحيث التركيز النهائي من MCs هو 10 إلى 20٪ في عدد الخلايا الإجمالية من ستة ملايين خلية لكل بناء5.
  2. تعليق مختلطة ستة ملايين خلية في ECT ثقافة المتوسطة (ألفا الحد الأدنى المتوسطة الأساسية تكملها 10٪ FBS، 50 μM 2-mercaptoethanol و 100 U/mL البنسلين-ستريبتوميسين).
  3. إعداد حل المصفوفة
    1. مزيج 133 ميكرولتر من حمض للذوبان في ذيل الفئران نوع الحل الأول (2 ملغ / مل، درجة الحموضة 3) مع 17 ميكرولتر من 10x الحد الأدنى المتوسطة الأساسية (MEM). ثم اخلطي الحل مع 17 ميكرولتر من العازلة القلوية (0.2 M NaHCO3و 0.2 M HEPES و 0.1 M NaOH).
      ملاحظة: يجب أن يوضع الكولاجين على الجليد (4 درجات مئوية). تحقق من لون المخزن المؤقت وإذا لم تصبح الوسيطة وردية اللون عندما تكون جميع الحلول مختلطة، أضف عازلة قلوية إضافية إلى الوسط. يجب أن تكون خطوات الخلط مزيج الكولاجين أنا + 10x MEM، ثم إضافة العازلة القلوية. لا تقم بتغيير هذا الترتيب. لا تولد فقاعات في هذا المزيج.
    2. إضافة 67 ميكرولتر من مصفوفة غشاء الطابق السفلي إلى حل الكولاجين تحييد.
      ملاحظة: يجب أن تبقى على الجليد حل مختلط (4 درجة مئوية).
  4. الطرد المركزي تعليق الخلية المعدة التي تحتوي على ستة ملايين خلية في 1100 دورة في الدقيقة (240 × ز)لمدة 5 دقائق و resuspend الخلايا مع 167 ميكرولتر من DMEM عالية الجلوكوز + 20٪ FBS + 1٪ بنسلين-ستريبتوميسين (100x).
  5. مزيج من تعليق الخلية والحل مصفوفة. الحجم الإجمالي للخلية / خليط مصفوفة لبنية واحدة هو 400 ميكرولتر.
    ملاحظة: يجب أن يكون خليط الخلية/المصفوفة غير لزج ولون وردي في هذه الخطوة. يبقيه على الجليد كما هلام سوف تتوطد في درجة حرارة الغرفة. التركيز النهائي من نوع الكولاجين الأول هو 0.67 ملغ / مل.
  6. صب الخلية / خليط مصفوفة بالتساوي على 407 poloxamer المغلفة PDMS العفن الأنسجة، والتي وضعت في ستة بئر لوحة ثقافة12.
    ملاحظة: صب الخليط بعناية لتجنب توليد فقاعات من أجل منع ملء العيوب في هلام سكب.
  7. احتضان الخلية / خليط مصفوفة في حاضنة CO2 القياسية (37C، 5 ٪ CO2) لمدة 60 دقيقة.
  8. بعد تشكيل الأنسجة، نقع العفن الأنسجة مع 4 مل من ECT ثقافة المتوسطة.
    ملاحظة: على الرغم من أن الخلية/المصفوفة يتم crosslinked في 60 دقيقة، بناء لا يزال هشا جدا. إضافة متوسطة بلطف لتجنب إتلافه.
  9. زراعة الأنسجة لمدة 14 يوما مع تغيير متوسطة كل يوم.
  10. قبل زرع العلاج بالصدمات الكهربائية، قم بإزالة العلاج بالصدمات الكهربائية من وظائف التحميل بلطف باستخدام ملقط دقيقة معقمة.
    ملاحظة: أبعاد العلاج بالصدمات الكهربائية النهائية بعد الإزالة من القالب هي أقل من القالب الأصلي. يولد قالب 2.1 سم × 2.05 سم جهاز ECT صدر من حوالي 1.5 سم × 1.5 سم. أكبر 3.9 سم × 4.05 سم العفن يولد العلاج بالصدمات الكهربائية من حوالي 3 سم × 3 سم. يُظهر ECT المفرغ الضرب العفوي الجوهري في وسط الثقافة الدافئة. على الرغم من أنه يحتفظ في البداية هيكل شبكة، يتقلص العلاج بالصدمات الكهربائية التفريغ ويتكثف مع مرور الوقت. فمن الممكن لعقد الأنسجة بهدوء مع ملقط غرامة ومن ثم استخدام خياطة الحرير 7-0 لإرفاق العلاج بالصدمات الكهربائية إلى epicardium.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ويبين الشكل 1ألف وباء مخططات بروتوكول CM +EC وMC. بعد تحريض CMs وECs من بروتوكول CM + EC و MCs من بروتوكول MC ، يتم خلط الخلايا تعديل تركيزات MC النهائية لتمثل 10 إلى 20٪ من إجمالي الخلايا. يتم تصنيعها 2 قالب نسيج واسعة سم وفقا لرسم تصميم من 0.5 مم ورقة PDMS سميكة (الشكل 2A, B). يتم الجمع بين ستة ملايين من CM + EC + MC الخلايا مع الكولاجين الأول، ومصفوفة وسكب على قالب الأنسجة مكسوة بالبولوكسامر 407(الشكل 2C<...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

بعد الانتهاء من التحقيق لدينا من شكل خطي، hiPSC اشتق ECT5، نحن تكييف بروتوكول لخلط هيبسك المستمدة من CMs، ECs، وMCs لتسهيل التوسع في المختبر من الخلايا الوعائية داخل ECTs ولاحقا في اقتران الأوعية الدموية الحية بين ECTs وميريكارديوم المتلقي.

لتسهيل توليد أكبر، هندسة ECT شبكة قابلة للزرع استخدمنا أوراق PDMS رقيقة لتصميم قوالب 3D مع وظائف التحميل مصفوفة في مواقف متداخلة. خلال التجارب الأولية، لاحظنا أن ECTs التزمت وظائف PDMS أثناء ضغط هلام وهكذا قمنا بتعديل طريقتنا لمعطف ك...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين أي تضارب مالي أو علمي للكشف عنها.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد تم دعم هذا العمل ماليا من قبل Kosair الجمعيات الخيرية برنامج أبحاث القلب للأطفال في جامعة لويزفل ومشروع Organoid في مركز ريكين لبحوث ديناميات النظم الحيوية. تم توفير مراكز البحث الهيدروفلورية المستخدمة في بروتوكولاتنا المنشورة من قبل المركز لأبحاث وتطبيق خلايا iPS ، جامعة كيوتو ، كيوتو ، اليابان.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
أطباق ثقافة الخلية < > قوية < / قوية >
أطباق ثقافة الخلية 100 × 20 ممنمط فالكون / توماس العلمية9380C51
لوحات متعددة الآبار لزراعة الخلايا 6well 50 / CSFalcon / Thomas العلمية6902A01
Sylgard 184 مجموعة المطاط الصناعي من السيليكونداو كورنينج761036
<قوي > الكواشف < / قوي >
Accumaxتقنيات الخلايا المبتكرةAM-105
BMP4 ، مؤتلف (10 & micro ؛ ز)البحث والصيانة DRSD-314-BP-010
الكولاجين ، محلول من النوع الأول من ذيل الفئرانSigmaC3867
عامل النمو المخفض MatrigelCorning356231
Human VEGF (165) IS ، درجة ممتازةMiltenyi130-109-385
Pluronic F-127 ، 0.2 & micro ؛ م مفلتر (محلول 10٪ في الماء)مجسات جزيئيةP-6866
مؤتلف بشري bFGFWAKO060-04543
مؤتلف الإنسان / الفأر / الفئران ActivinA (50 & micro; ز)البحث والصيانة D338-AC-050
rh Wnt-3a (10 & micro; ز)البحث والصيانة D5036-WN
Versene solutionGibco15040066
culture medium والمكملات الغذائية< / strong>
10x MEMInvitrogen11430
2 Mercaptro EthanolSIGMAM6250
B27 supplement ناقص الأنسولينGibcoA1895601
DMEM، مصل جيبكو 11965084
الجلوكوز (500 مل)أي
مصل بقري للجنين (500 مل)أي
L-GlutamineGibco25030081
NaHCO3أي
PBS 1xGibco10010-031
البنسلين ستربتومايسين (5000 وحدة / مل)جيبكو15070-063
RPMI1640 متوسطجيبكو21870092
ألفا ؛ MEMInvitrogen11900024
Flowcytometry < / strong >
anti-TRA-1-60 ، FITC ، استنساخ: TRA-1-60 ، BD BiosciencesBD / Fisher560380
مضاد للتروبونين T ، إسوي القلب Ab-1 ، الاستنساخ: 13-11 ، Thermo Scientific Lab VisionFisherMS-295-P0
BD FACS Clean SolutionBD340345
BD FACSFlow غمد السائلBD342003
BD FACSRinse SolutionBD340346
EDTAأي
أنبوب فالكون مع غطاء مصفاة الخلية (علبة 500)كورنينج352235
الأبقار (500 مل)أي
طقم بقع الخلايا الميتة الميتة LIVE / DEAD القابل للإصلاح ، لمدة 405 نانومترمجسات جزيئيةL34957
PDGFRb ؛ مضاد ل CD140b ، R-PE ، استنساخ: 28D4 ، BD BiosciencesBD / Fisher558821
SaponinSigma-Aldrich47306-50G-F
VEcad-FITC ؛ مضاد ل CD144 ، FITC ، استنساخ: 55-7H1 ، BD BiosciencesBD / Fisher560411
Zenon Alexa Fluor 488 Mouse IgG1 طقم الملصقاتالمجسات الجزيئيةZ25002
الأبقار الجنينية عاليمصل للإثارة

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sanganalmath, S. K., Bolli, R. Cell therapy for heart failure: A comprehensive overview of experimental and clinical studies, current challenges, and future directions. Circulation Research. 113, 810-834 (2013).
  2. Fisher, S. A., Doree, C., Mathur, A., Martin-Rendon, E. Meta-Analysis of Cell Therapy Trials for Patients With Heart Failure. Circulation Research. 116, 1361-1377 (2015).
  3. Menasché, P., et al. Human embryonic stem cell-derived cardiac progenitors for severe heart failure treatment: first clinical case report: Figure 1. European Heart Journal. 36, 2011-2017 (2015).
  4. Masumoto, H., et al. Human iPS cell-engineered cardiac tissue sheets with cardiomyocytes and vascular cells for cardiac regeneration. Scientific Reports. 4, 6716(2014).
  5. Masumoto, H., et al. The myocardial regenerative potential of three-dimensional engineered cardiac tissues composed of multiple human iPS cell-derived cardiovascular cell lineages. Scientific Reports. 6, 29933(2016).
  6. Zimmermann, W. H., et al. Engineered heart tissue grafts improve systolic and diastolic function in infarcted rat hearts. Nature Medicine. 12, 452-458 (2006).
  7. Fujimoto, K. L., et al. Engineered fetal cardiac graft preserves its cardiomyocyte proliferation within postinfarcted myocardium and sustains cardiac function. Tissue engineering. Part A. 17, 585-596 (2011).
  8. Lancaster, J. J., et al. Surgical treatment for heart failure: cell-based therapy with engineered tissue. Vessel Plus. 2019, (2019).
  9. Bian, W., Liau, B., Badie, N., Bursac, N. Mesoscopic hydrogel molding to control the 3D geometry of bioartificial muscle tissues. Nature protocols. 4, 1522-1534 (2009).
  10. Zhang, D., et al. Tissue-engineered cardiac patch for advanced functional maturation of human ESC-derived cardiomyocytes. Biomaterials. 34, 5813-5820 (2013).
  11. Christoforou, N., et al. Induced pluripotent stem cell-derived cardiac progenitors differentiate to cardiomyocytes and form biosynthetic tissues. PloS one. 8, 65963(2013).
  12. Nakane, T., et al. Impact of Cell Composition and Geometry on Human Induced Pluripotent Stem Cells-Derived Engineered Cardiac Tissue. Scientific Reports. 7, 45641(2017).
  13. Kowalski, W. J., et al. Quantification of Cardiomyocyte Alignment from Three-Dimensional (3D) Confocal Microscopy of Engineered Tissue. Microscopy and Microanalysis. 1, (2017).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

PDMS 407

مقالات ذات صلة