مقالة منهجية

تطبيق نظام حفّال ميكانيكي أحادي الأبعاد أحادي الأبعاد للتحفيز الحيوي للحث على التمايز التنوجيني للخلايا الجذعية المشتقة من الأوتار

DOI:

10.3791/61278

⸱

أغسطس 1, 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Centre of Orthopaedic Translational Research, Medical School, University of Western Australia

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نظام ثلاثي الأبعاد للتحفيز الميكانيكي أحادي الأبعاد هو مفاعل حيوي مثالي للتمايز التنغيم الخاص بالخلايا الجذعية المشتقة من الأوتار وتكوين الأوتار الجديد.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

اعتلال التناد هو مرض شائع من أمراض الوتر المزمن المتعلقة بالالتهاب والانحطاط في منطقة تقويم العظام. مع ارتفاع معدلات المراضة، والقدرة على إصلاح الذات محدودة، والأهم من ذلك، لا علاجات نهائية، اعتلال الأوتار لا يزال يؤثر على نوعية حياة المرضى سلبا. الخلايا الجذعية المشتقة من الأوتار (TDSCs) ، كخلايا أولية أولية من خلايا الأوتار ، تلعب دورًا أساسيًا في تطور اعتلال الأوتار ، والاستعادة الوظيفية والهيكلية بعد اعتلال الأوتار. وهكذا، فإن الطريقة التي يمكن في المختبر تقليد التمايز في الجسم الحي من TDSCs في خلايا الأوتار سيكون من المفيد. هنا، يصف هذا البروتوكول طريقة تستند إلى نظام تمدد أحادي الأبعاد ثلاثي الأبعاد (3D) لتحفيز TDSCs على التفريق في أنسجة تشبه الأوتار. هناك سبع مراحل من البروتوكول الحالي: عزل ماوس TDSCs, ثقافة وتوسع فئران TDSCs, إعداد الحفز ثقافة المتوسطة لتشكيل ورقة الخلية, تشكيل ورقة الخلية عن طريق زراعة في التحفيز المتوسطة, إعداد 3D وتر الخلايا الجذعية بناء, تجميع مجمع التحفيز الميكانيكية أحادية التمدد, وتقييم الميكانيكية حفز في النسيج مثل وتر فيترو. وقد أثبتت الأنسجة فعالية. تستغرق العملية بأكملها أقل من 3 أسابيع. لتعزيز ترسب المصفوفة خارج الخلية، تم استخدام 4.4 ملغ/مل حمض الاسكوربيك في المحفزات المتوسطة الثقافة. غرفة منفصلة مع محرك خطي يوفر دقة التحميل الميكانيكية وقابل للنقل وتعديلها بسهولة، والتي يتم تطبيقها على مفاعل حيوي. وكان نظام التحميل في هذا البروتوكول 6٪ سلالة، 0.25 هرتز، 8 ساعة، تليها 16 ساعة من الراحة لمدة 6 أيام. يمكن أن يحاكي هذا البروتوكول تمايز الخلايا في الوتر ، وهو مفيد للتحقيق في العملية المرضية لاعتلال الوتر. وعلاوة على ذلك، يمكن أن تستخدم الأنسجة الشبيهة بالوتر لتعزيز شفاء الأوتار في إصابة الأوتار ككسب غير مشروع ذاتي هندسي. وخلاصة القول إن هذا البروتوكول بسيط واقتصادي ويمكن استنساخه وصحته.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

اعتلال التتناد هو واحد من الإصابات الرياضية الشائعة. ويتجلى ذلك أساسا من الألم, تورم المحلية, انخفاض التوتر العضلي في المنطقة المصابة, والخلل الوظيفي. الإصابة باعتلال الوتار عالية. وجود اعتلال الأوتار أخيل هو الأكثر شيوعا للعدائين المسافات المتوسطة والطويلة (تصل إلى 29٪)، في حين أن وجود اعتلال الأوتار الرضفة أيضا عالية في الرياضيين من الكرة الطائرة (45٪)، وكرة السلة (32٪)، والمضمار والميدان (23٪)، وكرة اليد (15٪)، وكرة القدم (13٪)1،,2،,3،,4،,5. ومع ذلك ، بسبب قدرة محدودة على الشفاء الذاتي من وتر ، وعدم وجود علاجات فعالة ، والاعتلال لا يزال يؤثر على حياة المرضى سلبا6،7. وعلاوة على ذلك، لا يزال من غير الواضح التسبب في اعتلال التناد. كانت هناك العديد من التحقيقات حول مسببات المرض ، بما في ذلك أساسا "نظرية الالتهاب" ، "نظرية الانحطاط" ، "نظرية الإفراط في الاستخدام" ، وهكذا4. في الوقت الحاضر، يعتقد العديد من الباحثين أن اعتلال الأوتار كان بسبب فشل الإصلاح الذاتي للإصابات الدقيقة الناجمة عن التحميل الميكانيكي المفرط لتجارب وتر9،10.

الخلايا الجذعية المشتقة من الأوتار (TDSCs) ، كخلايا أولية لخلايا الأوتار ، تلعب دورًا أساسيًا في تطوير اعتلال الأوتار والاستعادة الوظيفية والهيكلية بعد اعتلال الأوتار11،12،13. وأفيد أن التحفيز العصبي الميكانيكي يمكن أن يسبب انتشار وتمايز osteocytes، والعظام، والخلايا العضلية الملساء، الخلايا الليفية، والخلايا الجذعية mesenchymal وغيرها من الخلايا الحساسة للقوة14،15،16،17،18. ولذلك، TDSCs، باعتبارها واحدة من الخلايا الحساسية ومتعددة القدرات، ويمكن أيضا أن يكون حافزا للتمييز عن طريق تحميل الميكانيكية19،20.

ومع ذلك، يمكن أن المعلمات تحميل الميكانيكية المختلفة (قوة التحميل، تردد التحميل، نوع التحميل وفترة التحميل) يمكن أن تحفز TDSCs للتمييز في خلايا مختلفة21. وبالتالي ، فإن نظام التحميل الميكانيكية الفعالة والصالحة مهم جدًا بالنسبة لـ tenogenesis. وعلاوة على ذلك، هناك أنواع مختلفة من المفاعلات الحيوية كأنظمة تحفيز تستخدم حالياً لتوفير التحميل الميكانيكي للبلدان النامية. مبادئ كل نوع من مفاعلات الحيوية مختلفة ، وبالتالي فإن المعلمات التحميل الميكانيكية المقابلة لمختلف المفاعلات الحيوية هي أيضا مختلفة. ولذلك، فإن بروتوكول التحفيز البسيط والاقتصادي والقابل للاستنساخ مطلوب، بما في ذلك نوع مفاعل حيوي، ووسيلة التحفيز المقابلة، ونظام التحميل الميكانيكي.

وتصف هذه المقالة طريقة تستند إلى نظام تمدد أحادي الأبعاد ثلاثي الأبعاد (3D) لتحفيز TDSCs على التفريق في أنسجة تشبه الأوتار. هناك سبع مراحل من البروتوكول: عزل TDSCs الفئران، والثقافة والتوسع في الفئران TDSCs، وإعداد ثقافة التحفيز المتوسطة لتشكيل ورقة الخلية، وتشكيل ورقة الخلية عن طريق زراعة في التحفيز المتوسط، وإعداد 3D وتر الخلايا الجذعية بناء، وتجميع مجمع التحفيز الميكانيكية أحادية التمدد، وتقييم الميكانيكية حفز في الأنسجة مثل وتر فيترو. الإجراء كله يستغرق أقل من 3 أسابيع للحصول على بناء الخلية 3D، وهو أقل بكثير من بعض الأساليب القائمة22،23. وقد ثبت أن البروتوكول الحالي قادر على حث TDSCs على التفريق في أنسجة الأوتار ، وهو أكثر موثوقية من نظام التمدد ثنائي الأبعاد (2D) الحالي الشائع الاستخدام (2D). وقد أثبتت الأنسجة فعالية. وباختصار، فإن هذا البروتوكول بسيط واقتصادي ويمكن استنساخه وصحته.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد تمت الموافقة على الأساليب الموصوفة وتنفيذها وفقاً للمبادئ التوجيهية واللوائح الصادرة عن لجنة أخلاقيات الحيوان بجامعة غرب أستراليا.

1- عزل الفئران TDSCs

  1. القتل الرحيم 6-8 أسابيع من العمر C57BL/6 الفئران عن طريق خلع عنق الرحم.
  2. حصاد الأوتار الرضفة24 وأوتار أخيل25.
  3. الأوتار هضم من واحد مع 6 مل من نوع أنا collagenase (3 ملغ / مل) لمدة 3 ساعة.
    ملاحظة: كما حجم وتر في الماوس صغير، يجب استخدام جميع الأوتار التي يتم حصادها من ماوس واحد في هذه الخطوة.
  4. جمع الخلايا والثقافة في المتوسط الأساسي الحد الأدنى الكامل (ألفا-MEM) التي تحتوي على 10٪ من مصل الأبقار الجنين (FBS) و 1٪ من ستربتوميسين وخليط البنسلين لمدة 7 أيام.
  5. تحديد TDSCs باستخدام فرز الخلايا المنشطة بالفلور من خلال قياس التدفق الخلوي (التعبير عن علامات سطح الخلية بما في ذلك CD4 و CD90 و Sca-1؛ عدم التعبير عن CD34 و CD45).
  6. مرور وتجميد الخلايا (سيتم استخدام مرور الخلايا 4 لمزيد من الخطوات).

2- الثقافة والتوسع في مراكز الماوس للـ TDSCs

ملاحظة: إجراء جميع الخطوات في غطاء معقمة السلامة البيولوجية.

  1. خذ الخلايا الدافّة (فئران TDSCs، مليون خلية، مرور 4، إلى 37 درجة مئوية).
  2. إضافة ببطء إضافية 4-5 مل كاملة الحد الأدنى من المتوسطة الأساسية (ألفا-MEM).
  3. نقل الخليط إلى أنبوب الطرد المركزي 15 مل مع ماصة.
  4. أعلى مع متوسطة إلى 8 مل مجموع مع ماصة.
    1. متوسطة ما قبل الارهاد في حاضنة فرن 37 درجة مئوية.
  5. ضع الأنبوب في جهاز طرد مركزي وتوازن.
  6. أجهزة الطرد المركزي وخلايا بيليه في 347 × ز لمدة 5 دقائق.
  7. إخراج بعد الطرد المركزي والتحقق من بيليه في الجزء السفلي.
  8. decant المتوسطة تجميد، والخلايا resuspend بلطف في 1-2 مل من المتوسط الكامل (تجنب صنع فقاعات كثيرة جدا).
  9. نقل الخلايا التي أعيد اعتمادها إلى قارورة T-75 بواسطة ماصة.
  10. استخدام ماصة لإضافة كاملة ألفا-MEM المتوسطة إلى القارورة لتصل إلى حجم إجمالي 10 مل مع تركيز النهائي من 13،000 الخلايا/ سم2.
  11. ضع القارورة في الحاضنة والثقافة عند 37 درجة مئوية مع 5٪ CO2.
  12. تغيير الوسط كل 3 أيام.
  13. مراقبة ومراقبة الخلايا تحت المجهر عند تغيير المتوسطة حتى يتم استزراع الخلايا إلى التقاء 100٪ (حوالي 40،000 خلية / سم2).

3. إعداد المحفزات الثقافة المتوسطة لتشكيل ورقة الخلية

ملاحظة: إجراء جميع الخطوات في غطاء معقمة السلامة البيولوجية.

  1. صب 15 مل من كامل ألفا-MEM المتوسطة في أنبوب معقم 15 مل.
  2. إضافة 6 ميكرولتر من حمض الاسكوربيك (11 ملغ / مل) إلى 15 مل من المتوسط لتركيز النهائي من 4.4 ميكروغرام / مل.
    ملاحظة: إضافة 25 نانوغرام / مل عامل نمو النسيج الضام في الحث ثقافة المتوسطة يمكن تسريع النمو كله وعملية التمايز.
  3. مزيج بلطف عن طريق عكس صعودا وهبوطا.

4. خلية ورقة تشكيل عن طريق زراعة في التحفيز المتوسطة

ملاحظة: إجراء جميع الخطوات في غطاء معقمة السلامة البيولوجية.

  1. تخلص من وسط ألفا-ميم العادي الكامل بعناية، وتجنب لمس الخلايا المتصلة بأسفل القارورة.
  2. إضافة 10 مل من التحفيز المتوسط ببطء وتجنب التسبب في أي اضطراب في الخلايا التقاء تماما.
  3. ثقافة الخلايا في التحفيز المتوسط لمدة 9 أيام (تغيير المتوسطة كل 3 أيام) لتوليد ما يكفي ورقة الخلية في 37 درجة مئوية مع 5٪ CO2.
    ملاحظة: سوف تصبح مصفوفة خارج الخلية سميكة وحاضرة لتكون غائمة عندما لوحظ من أسفل القارورة بعد تحفيزها من حمض الاسكوربيك، مما يعني أن ورقة الخلية يتم إنشاؤها بشكل كاف.

5. إعداد 3D وتر الخلايا الجذعية بناء

ملاحظة: إجراء جميع الخطوات في غطاء معقمة السلامة البيولوجية.

  1. أخرج القارورة من الحاضنة
  2. تجاهل وسيط التحفيز تماما.
  3. اغسل ورقة الخلية الأحادية مع محلول ملحي مؤقت الفوسفات (PBS) عن طريق تدوير القارورة.
  4. تجاهل برنامج تلفزيوني تماما.
  5. استخدام ماصة لإضافة 1 مل من 0.25٪ التربسين إلى زاوية القارورة.
  6. انقر فوق زاوية القارورة لفك إرفاق ورقة الخلية الأحادية حتى تكون زاوية ورقة الخلية خارج الجزء السفلي من القارورة.
  7. على الفور إضافة 9 مل كاملة ألفا MEM المتوسطة لوقف التربسينية.
  8. مواصلة دوامة قارورة لتقشير قبالة ورقة الخلية monolayer تماما.
  9. صب مجموع ورقة الخلية دي المرفقة في طبق بيتري مع المتوسطة.
  10. استخدم ملاقطة معقمة لالتقاط زاوية واحدة من ورقة الخلية وتدويرها في اتجاه عقارب الساعة لمدة 15 مرة.
  11. التقاط آخر نهاية ورقة الخلية وتدوير في اتجاه عكس عقارب الساعة لمدة 10 مرات لتوليد بحزم وتر مثل في بناء في المختبر (الشكل 1A).

6. تجميع مجمع التحفيز الميكانيكي أحادي التمدد في مفاعل حيوي فريد التصميم

ملاحظة: إجراء جميع الخطوات في غطاء معقمة السلامة البيولوجية.

  1. قم بتوصيل الخطافات بواسطة جهاز التوصيل واضبطها مع المسافة المطلوبة (2 سم) بين خطان.
  2. الرياح بلطف TDSCs 3D بناء على هوك تجميعها لمدة 3 مرات على كل هوك(الشكل 1B).
  3. تأمين السنانير مع بناء الخلية على غرفة مفاعل حيوي عن طريق تشديد مسامير على طرفي.
    ملاحظة: الغرفة بأكملها، بما في ذلك مسامير وخطاف، هو عقيم (الأوتوكلاف لمدة 1.5 ساعة في 134 درجة مئوية والأشعة فوق البنفسجية (الأشعة فوق البنفسجية) تعرض لمدة 24 ساعة قبل الاستخدام). بالنسبة لحامل المعدن من الغرف، الأشعة فوق البنفسجية يعرض لمدة 48 ساعة قبل الاستخدام.
  4. ملء الغرفة مع كامل ألفا-MEM المتوسطة.
  5. قم بتوصيل المحرك بغرفة الثقافة عن طريق الكابل.
  6. قطع ربط السنانير بواسطة مقص معقمة.
  7. قم بتشغيل وحدة تحكم القناة والمماثلة لبدء التحفيز الميكانيكي.
  8. ضع الغطاء على الغرفة
  9. تحقق من أضواء المؤشر، وضمان أن يمكن أن تعمل بشكل صحيح.
  10. وضع مفاعل حيوي في الحاضنة واخضاع بناء الخلية 3D لتمتد الميكانيكية لمدة 6 أيام (6٪ تمتد، 0.25 هرتز، 8 ح، تليها 16 ساعة بقية).

7. تقييم ميكانيكية حفز في نسيج يشبه وتر في المختبر

  1. تخفيف البراغي من قبل مفك واتخاذ الجمعية قبالة بعناية.
  2. وضع الأنسجة الشبيهة بالوتر في 4% شبه شكلي للتهييب لمدة 15 دقيقة.
  3. ضع النسيج الثابت الشبيه بأوتار العين في كاسيت خزعة مع خزعة رغوة وسادات.
  4. عملية لتجفيف العينة وتقييم أخيرا من قبل H & E تلطيخ النسيج النسيجي.
  5. كرر البروتوكول بأكمله واستخراج RNA من الأنسجة الشبيهة بالوتر لتقييم التعبير عن علامات التنغيم بواسطة PCR الكمي (qPCR). يتم سرد التمهيديات للجينات المختارة في الجدول 1.
    ملاحظة: بروتوكول الأنسجة وبروتوكول qPCR هي معيار وبعد دراسة سابقة21.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

قبل التحفيز الميكانيكي، نمت TDSCs إلى التقاء 100٪ في المتوسط الكامل وعرض مورفولوجيا فائقة التنظيم غير منظم(الشكل 2A). بعد 6 أيام من التحميل الميكانيكية تمتد uniaxial، مصفوفة خارج الخلية (ECM) ومحاذاة الخلية كانت موجهة بشكل جيد (الشكل 2B). كانت الخلايا مأهولة بشكل جيد ومغلفة بشكل جيد في ECM بعد التحميل الميكانيكي. وقد قدمت الخلية مورفولوجيا أن تكون ممدود وكان أكثر مماثلة لخلية وتر العادي مقارنة مع واحد دون تمتد (الشكل 2C). كثافة الخلية في بناء الخلية مع تحميل كان أعلى من ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وتر هو نسيج الضام الليفي الليفي النياني. وفقا للبحوث السابقة، التحميل الميكانيكية الزائدة يمكن أن تؤدي إلى تمايز العظم من الخلايا الجذعية وتر، في حين أن التحميل غير كافية من شأنه أن يؤدي إلى اضطراب هيكل الألياف الكولاجين خلال التمايز وتر21.

وهناك رأي شائع هو أن المفتاح إلى مفاعل حيوي مثالي هو القدرة على محاكاة البيئة الدقيقة في المختبر الخلوية التي تخضع الخلايا في الجسم الحي. ولذلك، محاكاة في بيئة الإجهاد الطبيعي في الجسم الحي في المختبر هو المفتاح لتحفيز تمايز النسب وا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد أجري البحث بينما كان صاحب البلاغ يحصل على "منحة دراسية من جامعة غرب أستراليا للحصول على رسوم دولية وجائزة للدراسات العليا الجامعية في جامعة غرب أستراليا". وقد دعم هذا العمل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية الصينية (81802214).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
حمض الأسكوربيكسيجما ألدريتشPHR1008-2G
مصل بقري الجنين (FBS)Gibco ä من معالج الأنسجة1908361 لايكا تي بي
1020
الحد الأدنى من الوسط الأساسي (Alpha-MEM)Gibco ä ؛ بواسطة Life Technologies2003802
الخلاياالجذعية المشتقة من وتر الفأرمعزولة من أوتار العرقوب للفئران C57BL / 6 التي يبلغ عمرها 6 إلى 8 أسابيع. ثم يتم هضمها بالنوع الأول من الكولاجيناز (3 مجم / مل ؛ MilliporeSigma ، برلنغتون ، ماساتشوستس ، الولايات المتحدة الأمريكية) لمدة 3 ساعات ومرت عبر مصفاة 70 مم لإنتاج معلقات أحادية الخلية.
بارافورمالديهايدسيجما ألدريتش441244
خليط الستربتومايسين والبنسلينجيبكو وأومل ؛ بواسطة Life Technologies15140122
مركز المفاعل الحيوي ثلاثي الأبعاد أحادي المحور لنظام التحفيز الميكانيكيأحادي المحور للأبحاث الانتقالية للعظام ، كلية الطب ، جامعة أسترالياالغربيةمتاح من المؤلف المراسل عند الطلب. أو اجعلها وفقا لتصميمنا * * وانغ تي ، لين زي ، داي ري ، وآخرون. يؤثر التحفيز الميكانيكي القابل للبرمجة على توازن الأوتار في نظام المفاعل الحيوي. Biotechnol Bioeng. 2013; 110 (5): 1495 - - 1507. doi:10.1002/bit.24809
TrypsinGibcoä بواسطة Life Technologies1858331

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Knobloch, K., Yoon, U., Vogt, P. M. Acute and overuse injuries correlated to hours of training in master running athletes. Foot & Ankle International. 29 (7), 671-676 (2008).
  2. Kujala, U. M., Sarna, S., Kaprio, J. Cumulative incidence of achilles tendon rupture and tendinopathy in male former elite athletes. Clinical Journal of Sport Medicine. 15 (3), 133-135 (2005).
  3. Lian, O. B., Engebretsen, L., Bahr, R. Prevalence of jumper's knee among elite athletes from different sports: a cross-sectional study. The American Journal of Sports Medicine. 33 (4), 561-567 (2005).
  4. Zwerver, J., Bredeweg, S. W., vanden Akker-Scheek, I. Prevalence of Jumper's knee among nonelite athletes from different sports: a cross-sectional survey. The American Journal of Sports Medicine. 39 (9), 1984-1988 (2011).
  5. van der Worp, H., et al. Risk factors for patellar tendinopathy: a systematic review of the literature. British Journal of Sports Medicine. 45 (5), 446-452 (2011).
  6. Lopez, R. G. L., Jung, H. -G. Achilles tendinosis: treatment options. Clinics in Orthopedic Surgery. 7 (1), 1-7 (2015).
  7. Wren, T. A., Yerby, S. A., Beaupré, G. S., Carter, D. R. Mechanical properties of the human achilles tendon. Clinical Biomechanics. 16 (3), Bristol, Avon. 245-251 (2001).
  8. Rees, J. D., Wilson, A. M., Wolman, R. L. Current concepts in the management of tendon disorders. Rheumatology. 45 (5), Oxford, England. 508-521 (2006).
  9. Magnan, B., Bondi, M., Pierantoni, S., Samaila, E. The pathogenesis of Achilles tendinopathy: a systematic review. Foot and Ankle Surgery. 20 (3), 154-159 (2014).
  10. Riley, G. The pathogenesis of tendinopathy. A molecular perspective. Rheumatology. 43 (2), Oxford, England. 131-142 (2004).
  11. Bi, Y., et al. Identification of tendon stem/progenitor cells and the role of the extracellular matrix in their niche. Nature Medicine. 13 (10), 1219-1227 (2007).
  12. Zhang, J., Wang, J. H. C. BMP-2 mediates PGE(2) -induced reduction of proliferation and osteogenic differentiation of human tendon stem cells. Journal of Orthopaedic Research. 30 (2), 47-52 (2012).
  13. Chen, L., et al. Synergy of tendon stem cells and platelet-rich plasma in tendon healing. Journal of Orthopaedic Research. 30 (6), 991-997 (2012).
  14. Wang, J., et al. Mechanical stimulation orchestrates the osteogenic differentiation of human bone marrow stromal cells by regulating HDAC1. Cell Death & Disease. 7 (5), 2221(2016).
  15. Parvizi, M., Bolhuis-Versteeg, L. A. M., Poot, A. A., Harmsen, M. C. Efficient generation of smooth muscle cells from adipose-derived stromal cells by 3D mechanical stimulation can substitute the use of growth factors in vascular Tissue Engineeringineering. Biotechnology Journal. 11 (7), 932-944 (2016).
  16. Sun, L., et al. Effects of Mechanical Stretch on Cell Proliferation and Matrix Formation of Mesenchymal Stem Cell and Anterior Cruciate Ligament Fibroblast. Stem Cells International. 2016, 9842075(2016).
  17. Lin, X., Shi, Y., Cao, Y., Liu, W. Recent progress in stem cell differentiation directed by material and mechanical cues. Biomedical Materials. 11 (1), Bristol, England. 014109(2016).
  18. Li, R., et al. Mechanical strain regulates osteogenic and adipogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells. Biomed Research International. 2015, 873251(2015).
  19. Zhang, J., Wang, J. H. C. Characterization of differential properties of rabbit tendon stem cells and tenocytes. BMC Musculoskeletal Disorders. 11, 10-10 (2010).
  20. Liu, X., Chen, W., Zhou, Y., Tang, K., Zhang, J. Mechanical Tension Promotes the Osteogenic Differentiation of Rat Tendon-derived Stem Cells Through the Wnt5a/Wnt5b/JNK Signaling Pathway. Cellular Physiology and Biochemistry. 36 (2), 517-530 (2015).
  21. Wang, T., et al. 3D uniaxial mechanical stimulation induces tenogenic differentiation of tendon-derived stem cells through a PI3K/AKT signaling pathway. FASEB Journal. 32 (9), 4804-4814 (2018).
  22. Calve, S., et al. Engineering of functional tendon. Tissue Engineering. 10 (5-6), 755-761 (2004).
  23. Kostrominova, T. Y., Calve, S., Arruda, E. M., Larkin, L. M. Ultrastructure of myotendinous junctions in tendon-skeletal muscle constructs engineered in vitro. Histology & Histopathology. 24 (5), 541-550 (2009).
  24. Wagner, J. R., Taguchi, T., Cho, J. Y., Charavaryamath, C., Griffon, D. J. Evaluation of Stem Cell Therapies in a Bilateral Patellar Tendon Injury Model in Rats. Journal of Visualized Experiments. (133), e56810(2018).
  25. Kurtaliaj, I., Golman, M., Abraham, A. C., Thomopoulos, S. Biomechanical Testing of Murine Tendons. Journal of Visualized Experiments. (152), e60280(2019).
  26. Hsiao, M. Y., et al. The Effect of the Repression of Oxidative Stress on Tenocyte Differentiation: A Preliminary Study of a Rat Cell Model Using a Novel Differential Tensile Strain Bioreactor. International Journal of Molecular Sciences. 20 (14), (2019).
  27. Morita, Y., et al. The optimal mechanical condition in stem cell-to-tenocyte differentiation determined with the homogeneous strain distributions and the cellular orientation control. Biology Open. 8 (5), 0339164(2019).
  28. Shukunami, C., Oshima, Y., Hiraki, Y. Molecular cloning of tenomodulin, a novel chondromodulin-I related gene. Biochemical and Biophysical Research Communications. 280 (5), 1323-1327 (2001).
  29. Murchison, N. D., et al. Regulation of tendon differentiation by scleraxis distinguishes force-transmitting tendons from muscle-anchoring tendons. Development. 134 (14), Cambridge, England. 2697-2708 (2007).
  30. Liu, W., et al. The atypical homeodomain transcription factor Mohawk controls tendon morphogenesis. Molecular and Cellular Biology. 30 (20), 4797-4807 (2010).
  31. Chang, J., Thunder, R., Most, D., Longaker, M. T., Lineaweaver, W. C. Studies in flexor tendon wound healing: neutralizing antibody to TGF-beta1 increases postoperative range of motion. Plastic and Reconstructive Surgery. 105 (1), 148-155 (2000).
  32. Bennett, N. T., Schultz, G. S. Growth factors and wound healing: biochemical properties of growth factors and their receptors. American Journal of Surgery. 165 (6), 728-737 (1993).
  33. Wòjciak, B., Crossan, J. F. The effects of T cells and their products on in vitro healing of epitenon cell microwounds. Immunology. 83 (1), 93-98 (1994).
  34. Marui, T., et al. Effect of growth factors on matrix synthesis by ligament fibroblasts. Journal of Orthopaedic Research. 15 (1), 18-23 (1997).
  35. Ni, M., et al. Engineered scaffold-free tendon tissue produced by tendon-derived stem cells. Biomaterials. 34 (8), 2024-2037 (2013).
  36. Trumbull, A., Subramanian, G., Yildirim-Ayan, E. Mechanoresponsive musculoskeletal tissue differentiation of adipose-derived stem cells. Biomedical Engineering Online. 15, 43(2016).
  37. Wang, T., et al. Programmable mechanical stimulation influences tendon homeostasis in a bioreactor system. Biotechnology and Bioengineering. 110 (5), 1495-1507 (2013).
  38. Nirmalanandhan, V. S., et al. Effect of scaffold material, construct length and mechanical stimulation on the in vitro stiffness of the engineered tendon construct. Journal of Biomechanics. 41 (4), 822-828 (2008).
  39. Doroski, D. M., Levenston, M. E., Temenoff, J. S. Cyclic tensile culture promotes fibroblastic differentiation of marrow stromal cells encapsulated in poly(ethylene glycol)-based hydrogels. Tissue Engineeringineering. Part A. 16 (11), 3457-3466 (2010).
  40. Altman, G. H., et al. Advanced bioreactor with controlled application of multi-dimensional strain for Tissue Engineeringineering. Journal of Biomechanical Engineering. 124 (6), 742-749 (2002).
  41. Webb, K., et al. Cyclic strain increases fibroblast proliferation, matrix accumulation, and elastic modulus of fibroblast-seeded polyurethane constructs. Journal of Biomechanics. 39 (6), 1136-1144 (2006).
  42. Parent, G., Huppé, N., Langelier, E. Low stress tendon fatigue is a relatively rapid process in the context of overuse injuries. Annals of Biomedical Engineering. 39 (5), 1535-1545 (2011).
  43. Wang, T., et al. Bioreactor design for tendon/ligament engineering. Tissue Engineeringineering. Part B, Reviews. 19 (2), 133-146 (2013).
  44. Smith, R. K. Mesenchymal stem cell therapy for equine tendinopathy. Disability and Rehabilitation. 30 (20-22), 1752-1758 (2008).
  45. Godwin, E. E., Young, N. J., Dudhia, J., Beamish, I. C., Smith, R. K. Implantation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells demonstrates improved outcome in horses with overstrain injury of the superficial digital flexor tendon. Journal of Equine Veterinary Science. 44 (1), 25-32 (2012).
  46. Lacitignola, L., Crovace, A., Rossi, G., Francioso, E. Cell therapy for tendinitis, experimental and clinical report. Veterinary Research Communications. 32, Suppl 1 33-38 (2008).
  47. Del Bue, M., et al. Equine adipose-tissue derived mesenchymal stem cells and platelet concentrates: their association in vitro and in vivo. Veterinary Research Communications. 32, Suppl 1 51-55 (2008).
  48. Awad, H. A., et al. Repair of patellar tendon injuries using a cell-collagen composite. Journal of Orthopaedic Research. 21 (3), 420-431 (2003).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

qPCR

مقالات ذات صلة