يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

قياس تدفق الدم الغريلي في قوقعة الفئران باستخدام نافذة الأوعية المفتوحة والمجهر الفلوري داخل الحيوية

2.3K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/61857

⸱

سبتمبر 21, 2021

 ,  ,  ,  , 
1Oregon Hearing Research Center, Department of Otolaryngology/Head & Neck Surgery, Oregon Health & Science University

في هذه المقالة

ملخص

يوفر نهج نافذة الأوعية المفتوحة باستخدام مقتفيات الفلورسنت دقة كافية لقياس تدفق الدم في القوقعة الصناعية (CoBF). تسهل هذه الطريقة دراسة التغيرات الهيكلية والوظيفية في CoBF في الفئران في ظل الظروف الطبيعية والمرضية.

الملخص

يتطلب نقل الصوت عملية التمثيل الغذائي ، والوظيفة الطبيعية للأوعية الدموية الدقيقة في الجدار الجانبي أمر بالغ الأهمية للحفاظ على إمكانات القوقعة الداخلية ، ونقل الأيونات ، وتوازن السوائل. تم الإبلاغ عن أشكال مختلفة من اضطرابات السمع تنطوي على دوران الأوعية الدقيقة غير الطبيعي في القوقعة. يعد التحقيق في كيفية تأثير أمراض تدفق الدم القوقعي (CoBF) على وظيفة السمع أمرا صعبا بسبب عدم وجود طرق استجواب مجدية وصعوبة الوصول إلى الأذن الداخلية. تم استخدام نافذة وعاء مفتوحة في جدار القوقعة الصناعية الجانبي ، جنبا إلى جنب مع المجهر الفلوري داخل الحيوية ، لدراسة تغيرات CoBF في الجسم الحي ، ولكن في الغالب في خنزير غينيا ومؤخرا فقط في الفأر. تصف هذه الورقة والفيديو المرتبط بها طريقة نافذة الأوعية المفتوحة لتصور تدفق الدم في قوقعة الفأر. وتشمل التفاصيل 1) إعداد تعليق خلايا الدم المسمى بالفلورسنت من الفئران. 2) بناء نافذة وعاء مفتوحة للفحص المجهري داخل الحيوية في فأر مخدر ، و 3) قياس سرعة تدفق الدم وحجمه باستخدام تسجيل غير متصل بالإنترنت للتصوير. يتم تقديم الطريقة في شكل فيديو لإظهار كيفية استخدام نهج النافذة المفتوحة في الماوس للتحقيق في التغيرات الهيكلية والوظيفية في دوران الأوعية الدقيقة للقوقعة الصناعية في ظل الظروف العادية والمرضية.

المقدمة

تعد الوظيفة الطبيعية لدوران الأوعية الدقيقة في جدار القوقعة الصناعية الجانبي (الذي يضم غالبية الشعيرات الدموية في الرباط الحلزوني والأوعية الدموية المخططة) مهمة للغاية للحفاظ على وظيفة السمع1. CoBF غير طبيعي متورط في الفيزيولوجيا المرضية للعديد من اضطرابات الأذن الداخلية بما في ذلك فقدان السمع الناجم عن الضوضاء ، واستسقاء الأذن ، و presbycusis2،3،4،5،6،7،8،9. سيمكن تصور CoBF داخل الحيوية من فهم أفضل للروابط بين وظيفة السمع وأمراض الأوعية الدموية القوقعية.

على الرغم من أن تعقيد القوقعة وموقعها داخل العظم الصدغي يحول دون التصور المباشر وقياس CoBF ، فقد تم تطوير طرق مختلفة لتقييم CoBF بما في ذلك قياس تدفق الدوبلر بالليزر (LDF) 10،11،12 ، التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI) 13 ، المجهر الفلوري داخل الحيوية (FIVM) 14 ، التنظير المجهري الفلوري (FME) 15 ، التصوير بالأشعة بالليزر بالمنظار (LSCI)16 ، والنهج القائمة على حقن العلامات الموسومة والميكروسفير الموسوم إشعاعيا في مجرى الدم (تصوير الأوعية الدقيقة الضوئية، OMAG)17،18،19،20. ومع ذلك ، لم تمكن أي من هذه الطرق من التتبع المطلق في الوقت الفعلي للتغيرات في CoBF في الجسم الحي ، باستثناء FIVM. FIVM ، بالاقتران مع نافذة وعاء في جدار القوقعة الصناعية الجانبي ، هو نهج تم استخدامه والتحقق من صحته في خنزير غينيا في ظل ظروف تجريبية مختلفة من قبل مختبرات مختلفة14،21،22.

تم إنشاء طريقة FIVM بنجاح لدراسة التغيرات الهيكلية والوظيفية في دوران الأوعية الدقيقة القوقعة الصناعية في الفأر باستخدام فلوريسين إيزوثيوسيانات (FITC)-dextran كوسط تباين وصبغة فلورية - إما DiO (3 ، 3′-dioctadecyloxacarbocyanine perchlorate ، الأخضر) أو Dil (1,1-dioctadecyl-3,3,3,3-tetramethylindocarbocyanine perchlorate ، red) - لوضع العلامات المسبقة على خلايا الدم ، وتصور الأوعية ، وتتبع سرعة تدفق الدم. في هذه الدراسة ، تم وصف بروتوكول هذه الطريقة للتصوير وتحديد التغيرات في CoBF في الفئران في ظل الظروف العادية والمرضية (مثل بعد التعرض للضوضاء). تمنح هذه التقنية الباحث الأدوات اللازمة للتحقيق في الآليات الأساسية ل CoBF المتعلقة بضعف السمع وعلم الأمراض في الأوعية الدموية stria ، خاصة عند تطبيقها بالاقتران مع نماذج الفئران المعدلة وراثيا المتاحة بسهولة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

ملاحظة: هذه جراحة عدم البقاء على قيد الحياة. تمت مراجعة جميع الإجراءات التي تنطوي على استخدام الحيوانات والموافقة عليها من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات في جامعة أوريغون للصحة والعلوم (رقم موافقة IACUC: TR01_IP00000968).

1. إعداد خلايا الدم الفلورسنت المسمى

  1. تخدير الفئران المانحة (ذكور الفئران C57BL / 6J التي تبلغ أعمارها ~ 6 أسابيع) مع حقن داخل الصفاق (i.p) من محلول مخدر الكيتامين / xylazine (5 مل / كجم ، انظر جدول المواد).
    ملاحظة: بروتوكول التخدير هذا موثوق به للغاية ويحافظ على ضغط الدم النظامي.
  2. ضع الماوس على ظهره ، وافتح الجلد وكشف تجويف الصدر باستخدام ملاقط ومقص تشريح. قطع فتح الحجاب الحاجز ، والاستيلاء على قاعدة القص باستخدام مقص المشبك ، وقطع من خلال القفص الصدري ورفع لفضح القلب. جمع 1 مل من الدم في الهيبارين (15 وحدة دولية / مل من الدم) عن طريق ثقب القلب ، وأجهزة الطرد المركزي في 3000 × غرام لمدة 3 دقائق عند 4 درجات مئوية. القتل الرحيم للفأر عن طريق خلع عنق الرحم بعد جمع الدم.
  3. قم بإزالة البلازما ، واغسل حبيبة خلايا الدم ب 1 مل من المياه المالحة العازلة بالفوسفات (PBS) ، وأجهزة الطرد المركزي 3x عند 3000 × جم لمدة 3 دقائق عند 4 درجات مئوية.
  4. قم بتسمية خلايا الدم ب 1 مل من 20 mM DiO أو Dil في PBS ، واحتضنها في الظلام لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة23,24.
  5. جهاز طرد مركزي وغسل خلايا الدم المصنفة ب 1 مل من PBS ، وأجهزة الطرد المركزي 3x عند 3000 × g لمدة 3 دقائق عند 4 درجات مئوية ، وإعادة تعليق بيليه الخلية في 30٪ من الهيماتوكريت مع ~ 0.9 مل من PBS (الحجم النهائي ~ 1.3 مل) قبل الحقن.

2. جراحة لإنشاء نافذة مفتوحة 25

  1. قم بإعداد الأدوات الجراحية المعقمة ومنصة التصوير ، ووضع وسادة تدفئة تحت الستارة (الشكل 1A). تخدير الفئران (ذكور الفئران C57BL/6J التي تبلغ أعمارها ~ 6 أسابيع) كما هو موضح في الخطوة 1.1 ، وتحقق من عمق التخدير عن طريق مراقبة منعكس المخلب وقوة العضلات العامة. ضع الحيوان على وسادة التدفئة الدافئة ، وحافظ على درجة حرارة المستقيم عند 37 درجة مئوية.
  2. ضع ذيل الحيوان في نظام مراقبة CODATM لمراقبة ضغط الدم وضربات القلب (انظر جدول المواد). سجل ضغط الدم الانقباضي للحيوان وضغط الدم الانبساطي ومتوسط ضغط الدم (MBP) في حالة التخدير.
    ملاحظة: لا يوجد فرق في MBP الحيواني في الحالة المخدرة وغير المخدرة (107 ± 11 مم زئبق مقابل 97 ± 7 مم زئبق). معدل ضربات قلب الحيوان مستقر تحت التخدير ، على الرغم من أنه أقل (لا يزال ضمن المعدل الطبيعي) مما هو عليه في حالة عدم التخدير (357 ± 12 bmp مقابل 709 ± 3 bmp). يجب توقع زيادة طفيفة في ضربات القلب في الحيوانات الموضوعة في قيود26.
  3. افتح الثور الطبلي الأيسر عبر نهج جانبي وبطني تحت مجهر ستيريو (انظر جدول المواد) ، تاركا الغشاء الطبلي والعظيمات سليمة21.
    1. قم بعمل شق على طول خط الوسط من عنق الحيوان مع شل حركة رأسه ووضعه لتقليل الحركة (الشكل 1B). إزالة الغدة تحت الفك السفلي الأيسر والبطن الخلفي للعضلة digastric والكي.
      ملاحظة: حقن البوبرينورفين تحت الجلد عند 0.05 ملغم/كغ لتقليل الألم أثناء الجراحة.
    2. حدد موقع الفقاعة العظمية وكشفها عن طريق تحديد العضلة القصية والعصب الوجهي الممتد أماميا نحو الفولا.
    3. افتح الفلا العظمية بإبرة 30 جم ، وقم بإزالة العظم المحيط بعناية باستخدام ملاقط جراحية لتوفير رؤية واضحة للقوقعة والشريان المستقر ، مع وجود هامشها الإنسي على حافة مكان النافذة المستديرة ، ويتجه أماميا متفوقا نحو النافذة البيضاوية (الشكل 1C ، D).
      ملاحظة: يتم إجراء بضع القصبة الهوائية للحفاظ على مجرى الهواء دون عائق ويجب أن يتم ذلك فقط عندما يكون الحيوان يعاني من مشكلة في الجهاز التنفسي أثناء الجراحة. بشكل عام ، فإن معظم الحيوانات تحت التخدير لديها تنفس سلس. ومع ذلك ، إذا تلقت الحيوانات بضع القصبة الهوائية أثناء الجراحة ، فلا ينبغي استخدام تدفق الدم المسجل لأي مقارنة.
  4. استخدم شفرة سكين صغيرة (مشرط #16 مطحون حسب الطلب) لكشط عظم الجدار الجانبي عند المنعطف العلوي الأوسط لقوقعة الفأر ، على بعد حوالي 1.25 مم من القمة حتى يتم تكسير بقعة رقيقة. قم بإزالة رقائق العظام باستخدام خطافات سلكية صغيرة (الشكل 1E).
  5. قم بتغطية نافذة السفينة بغطاء مقطوع للحفاظ على الظروف الفسيولوجية الطبيعية وتوفير رؤية بصرية لتسجيل صور الوعاء.
    ملاحظة: يجب تنفيذ جميع الإجراءات بحذر. بالإضافة إلى مراقبة درجة حرارة الجسم ، يجب أيضا مراقبة العلامات الحيوية للحيوان ، بما في ذلك ضغط الدم وضربات القلب ، طوال الجراحة.

3. تصوير CoBF تحت FIVM

  1. قم بعمل شق ~ 1 سم على طول الوريد الصافن الأيمن لفضح الوعاء (الشكل 1F).
  2. غرس 100 ميكرولتر من محلول FITC-dextran (2000 kDa ، 40 mg / mL في PBS) و 100 μL من تعليق خلايا الدم (30٪ hematocrit) على التوالي في الحيوان من خلال الوريد الصافن (الشكل 1G) لتمكين تصور الأوعية الدموية وتتبع سرعة تدفق الدم.
  3. راقب تدفق الدم في الوقت الفعلي مباشرة على شاشة فيديو بعد 5 دقائق من الحقن. قم بتصوير الأوعية الدموية باستخدام مجهر فلوري مجهز بهدف مسافة العمل الطويلة (W.D. 30.5 مم ، 10x ، 0.26 فتحة رقمية) وغلاف مصباح يحتوي على مرشح إثارة متعدد النطاقات ومرشح انبعاثات متوافق (جدول المواد). سجل الفيديو باستخدام كاميرا جهاز رقمية عالية الدقة بالأبيض والأسود مقترنة بالشحن (جدول المواد) بمعدل 2 إطار / ثانية). احصل على أكثر من 350 صورة لكل فيديو لضمان التحليل الناجح لسرعة التدفق.
    ملاحظة: يمكن تصوير الأوعية الدموية لكل من الرباط الحلزوني والأوعية الدموية عن طريق ضبط التركيز البصري (فيديو تكميلي 1).

4. تحليل الفيديو

  1. قياس قطر السفينة باستخدام البرنامج المناسب (جدول المواد)، وتحديد المسافة بين نقطتين ثابتتين عبر السفينة في الصور التي تم الحصول عليها.
  2. احسب سرعة تدفق الدم من إطارات الفيديو الملتقطة عن طريق تتبع حركة خلايا الدم المصنفة في المسافة المكانية بين مواقع الصور27.
    1. افتح فيديو تدفق الدم في البرنامج (تم استخدام فيجي [ImageJ] في هذا البروتوكول) ، واضبط مقياس الصور.
    2. تتبع خلايا الدم الملطخة ب DiO المحددة باستخدام وظيفة التتبع. استخدم المسافة التي تحركت بها الخلايا والفاصل الزمني بين إطارات الصور في الفيديو للحساب التلقائي لسرعة التدفق.
  3. احسب التدفق الحجمي (F) وفقا للمعادلة التالية: F = V × A. (V: السرعة; ج: منطقة المقطع العرضي للسفينة).

5. التعرض للضوضاء

  1. ضع الحيوانات في أقفاص شبكية سلكية. قم بتعريضهم لضوضاء النطاق العريض عند مستوى ضغط صوت 120 ديسيبل في كشك التعرض للصوت لمدة 3 ساعات ولمدة 3 ساعات إضافية في اليوم التالي.
    ملاحظة: ينتج عن نظام التعرض للضوضاء هذا، المستخدم بشكل روتيني في هذا المختبر، فقدانا دائما لحساسية القوقعة الصناعية28.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

بعد التعرض الجراحي للشعيرات الدموية القوقعية في الجدار الجانبي (الشكل 1) ، كانت المراقبة المجهرية الفلورية عالية الدقة داخل الحيوية لخلايا الدم التي تحمل علامة ديل في الأوعية التي تحمل علامة FITC-dextran ممكنة من خلال نافذة وعاء مفتوحة. الشكل 2A هو صورة تمثيلية تم التقاطها تحت FIVM توضح الشعيرات الدموية للجدار الجانبي لقمة قوقعة الأذن الوسطى للفأر. يتم جعل لومينا هذه الأوعية مرئية من خلال تألق FITC-dextran الممزوج بالبلازما. خلاي...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

توضح هذه الورقة كيف يمكن تصور الشعيرات الدموية في الجدار الجانبي للقوقعة الصناعية (وفي ستريا والأوعية الدموية) لنموذج الفأر مع وضع العلامات الفلوروفورية في إعداد نافذة وعاء مفتوح تحت نظام FIVM. يستخدم نموذج الماوس على نطاق واسع ويفضل كنموذج للثدييات للتحقيق في صحة الإنسان ومرضه. البروتوكول الموصوف هنا هو نهج عملي لتصوير وفحص CoBF في الجدار الجانبي للفأر (خاصة في الأوعية الدموية المخططة) باستخدام نافذة وعاء مفتوحة تحت نظام FIVM توفر الطريقة دقة كافية لتحديد سرعة تدفق الدم وحجمه باستخدام خلايا الدم الموسومة بالتألق كمقتفي ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

تم دعم هذا البحث من قبل NIH / NIDCD R21 DC016157 (X.Shi) ، NIH / NIDCD R01 DC015781 (X.Shi) ، NIH / NIDCD R01-DC010844 (X.Shi) ، ومؤسسة البحوث الطبية من جامعة أوريغون للصحة والعلوم (OHSU) (X.Shi).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0.9٪ كلوريد الصوديومHospiraNDC 0409-1966-020.6 مل (ل 1 مل)
1،1 & رئيس ؛ -ديوكتاديسيل-3،3،3 & رئيس ؛ 3 & -tetramethylindocarbocyanine perchlorateسيجما ألدريتش46849520 & micro ؛ M
3،3 & -ديوكتاديسيلoxacarbocyanine بيركلوراتديو (3،3 & prime ;-ديوكتاديسيلوكساكاربوسيانين بيركلوراتسيجما ألدريتشD429220 & مايكرو; نظام مراقبة M
CODAمراقب كينت العلميCODA ، لمراقبة ضغط الدم ونبضات القلب
CoverslipFisher Scientific12-542A
DC Temperature ControllerFHC40-90-8D
Fiji / ImageJقياسقطر الوعاء
FITC-dextern (2000 كيلو دالتون)Sigma AldrichFD2000s40 ملغم/مل
حقن الصوديوم الهيبارين ، USP MDVMylanNDC 67457-374-125000 وحدة USP / مل
Katathesia (100 مجم / مل) HenryScheinNDC 11695-0702-10.2 مل (ل 1 مل)
المجهرMitutoyo378-823-5الموديل: M Plan Apo NIR 10x
ORCA-ER كاميراHamamatsuالموديل: C4742-80-12AG
PBSGibco2085387
زيزين (100 مجم / مل ، 5 مرات مخفف للاستخدام)لويدLPFL048210.2 مل (1 مل)
مجهر ستيريو ZoomOlympusالموديل: SZ61 ، مجهر فلوري
هدف

المراجع

  1. Shi, X. Physiopathology of the cochlear microcirculation. Hearing Research. 282 (1), 10-24 (2011).
  2. Brown, J. N., Miller, J. M., Nuttall, A. L. Age-related changes in cochlear vascular conductance in mice. Hearing Research. 86 (1), 189-194 (1995).
  3. Gratton, M. A., Schmiedt, R. A., Schulte, B. A. Age-related decreases in endocochlear potential are associated with vascular abnormalities in the stria vascularis [corrected and republished article originallly printed in Hearing Research. Hearing Research. 94 (1-2), 181-190 (1996).
  4. Le Prell, C. G., Yamashita, D., Minami, S. B., Yamasoba, T., Miller, J. M. Mechanisms of noise-induced hearing loss indicate multiple methods of prevention. Hearing Research. 226 (1-2), 22-43 (2007).
  5. Miller, J., Ren, T. -Y., Laurikainen, E., Golding-Wood, D., Nuttall, A. Hydrops-induced changes in cochlear blood flow. The Annals of otology, rhinology, and laryngology. 104 (6), 476-483 (1995).
  6. Miller, J. M., Ren, T. -Y., Nuttall, A. L. Studies of inner ear blood flow in animals and human beings. Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 112 (1), 101-113 (1995).
  7. Nakashima, T., et al. Disorders of cochlear blood flow. Brain Research Reviews. 43 (1), 17-28 (2003).
  8. Nuttall, A. L. Sound-induced cochlear ischemia/hypoxia as a mechanism of hearing loss. Noise and Health. 2 (5), 17(1999).
  9. Trune, D. R., Nguyen-Huynh, A. Vascular pathophysiology in hearing disorders. Seminars in Hearing. , Thieme Medical Publishers. 242-250 (2012).
  10. Nakashima, T., Hattori, T., Sone, M., Sato, E., Tominaga, M. Blood flow measurements in the ears of patients receiving cochlear implants. The Annals of otology, rhinology, and laryngology. 111 (11), 998-1001 (2002).
  11. Ren, T., Brechtelsbauer, P. B., Miller, J. M., Nuttall, A. L. Cochlear blood flow measured by averaged laser Doppler flowmetry (ALDF). Hearing Research. 77 (1-2), 200-206 (1994).
  12. Goodwin, P. C., Miller, J. M., Dengerink, H. A., Wright, J. W., Axelsson, A. The laser Doppler: a non-invasive measure of cochlear blood flow. Acta Otolaryngologica. 98 (5-6), 403-412 (1984).
  13. Le Floc'h, J., et al. Markers of cochlear inflammation using MRI. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 39 (1), 150-161 (2014).
  14. Axelsson, A., Nuttall, A. L., Miller, J. M. Observations of cochlear microcirculation using intravital microscopy. Acta Otolaryngologica. 109 (3-4), 263-270 (1990).
  15. Monfared, A., et al. In vivo imaging of mammalian cochlear blood flow using fluorescence microendoscopy. Otology & Neurotology. 27 (2), 144(2006).
  16. Kong, T. H., Yu, S., Jung, B., Choi, J. S., Seo, Y. J. Monitoring blood-flow in the mouse cochlea using an endoscopic laser speckle contrast imaging system. PLoS One. 13 (2), 0191978(2018).
  17. Angelborg, C., Hillerdal, M., Hultcrantz, E., Larsen, H. The microsphere method for studies of inner ear blood flow. ORL. 50 (6), 355-362 (1988).
  18. Choudhury, N., Chen, F., Shi, X., Nuttall, A. L., Wang, R. K. Volumetric imaging of blood flow within cochlea in gerbil in vivo. IEEE Journal of Selected Topics in Quantum Electronics. 16 (3), 524-529 (2010).
  19. Subhash, H. M., et al. Volumetric in vivo imaging of microvascular perfusion within the intact cochlea in mice using ultra-high sensitive optical microangiography. IEEE Transactions on Medical Imaging. 30 (2), 224-230 (2011).
  20. Reif, R., et al. Monitoring hypoxia induced changes in cochlear blood flow and hemoglobin concentration using a combined dual-wavelength laser speckle contrast imaging and Doppler optical microangiography system. PLoS One. 7 (12), 52041(2012).
  21. Nuttall, A. L. Techniques for the observation and measurement of red blood cell velocity in vessels of the guinea pig cochlea. Hearing Research. 27 (2), 111-119 (1987).
  22. Nuttall, A. L. Cochlear blood flow: measurement techniques. American Journal of Otolaryngology. 9 (6), 291-301 (1988).
  23. Hanna, G., et al. Automated measurement of blood flow velocity and direction and hemoglobin oxygen saturation in the rat lung using intravital microscopy. American Journal of Physiology. Lung Cellular Molecular Physiology. 304 (2), 86-91 (2013).
  24. Narciso, M. G., Nasimuzzaman, M. Purification of platelets from mouse blood. Journal of Visualized Experiments. (147), e59803(2019).
  25. Shi, X., et al. Thin and open vessel windows for intra-vital fluorescence imaging of murine cochlear blood flow. Hearing Research. 313, 38-46 (2014).
  26. Lorenz, J. N. A practical guide to evaluating cardiovascular, renal, and pulmonary function in mice. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 282 (6), 1565-1582 (2002).
  27. Dai, M., Shi, X. Fibro-vascular coupling in the control of cochlear blood flow. PloS One. 6 (6), 20652(2011).
  28. Shi, X. Cochlear pericyte responses to acoustic trauma and the involvement of hypoxia-inducible factor-1alpha and vascular endothelial growth factor. American Journal of Pathology. 174 (5), 1692-1704 (2009).
  29. Hou, Z., et al. Platelet-derived growth factor subunit B signaling promotes pericyte migration in response to loud sound in the cochlear stria vascularis. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 19 (4), 363-379 (2018).
  30. Hultcrantz, E., Nuttall, A. L. Effect of hemodilution on cochlear blood flow measured by laser-Doppler flowmetry. American Journal of Otolaryngology. 8 (1), 16-22 (1987).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

FITC Dextran DiO DiL
قياس تدفق الدم الغريلي في قوقعة الفئران باستخدام نافذة الأوعية المفتوحة والمجهر الفلوري داخل الحيوية
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.