يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

زرع جزيرة مغطاة بالدهون باستخدام الأنسجة الدهنية البيضاء البربخ

2.3K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/62096

⸱

مايو 25, 2021

 ,  ,  , 
1Department of Regenerative Medicine and Transplantation, Faculty of Medicine, Fukuoka University, 2Center for Regenerative Medicine, Fukuoka University Hospital

في هذه المقالة

ملخص

طريقة زرع الجزر المغطاة بالدهون مناسبة للكشف عن الجزر الصغيرة المحفورة في التجويف داخل الصفاق. والجدير بالذكر أنه لا يتطلب استخدام عوامل الربط الحيوي أو الخياطة.

الملخص

زرع الجزيرة هو علاج بديل خلوي لمرض السكري الحاد. عادة ما يكون التجويف داخل الصفاق هو موقع الزرع لهذا الإجراء. ومع ذلك ، فإن زرع الجزيرة داخل الصفاق له بعض القيود ، بما في ذلك ضعف فعالية الزرع ، والقدرة على اكتشاف الكسب غير المشروع ، ونقص القدرة على استئصال الطعم لتحليل ما بعد الزرع. في هذه الورقة ، يتم استخدام "زرع الجزر المغطاة بالدهون" ، وهي طريقة زرع جزيرة داخل الصفاق تستخدم الأنسجة الدهنية البيضاء البربخية ، لتقييم الآثار العلاجية للجزر المهندسة بيولوجيا. تكمن بساطة الطريقة في بذر الجزر على الأنسجة الدهنية البيضاء البربخية واستخدام الأنسجة لتغطية الجزر. في حين يمكن تصنيف هذه الطريقة على أنها تقنية زرع جزيرة داخل الصفاق ، إلا أنها تشترك في الخصائص مع زراعة الأنسجة داخل جزيرة الدهون. تظهر طريقة زرع الجزر المغطاة بالدهون تأثيرات علاجية أكثر قوة من زراعة الأنسجة داخل الأنسجة الدهنية ، بما في ذلك تحسين مستويات الجلوكوز في الدم والأنسولين في البلازما وإمكانية إزالة الكسب غير المشروع. نوصي باعتماد هذه الطريقة لتقييم آليات نقش الجزر في الأنسجة الدهنية البيضاء والآثار العلاجية للجزر المهندسة بيولوجيا.

المقدمة

زرع الجزيرة هو علاج بديل خلوي للمرضى الذين يعانون من داء السكري الحاد. أظهرت التقارير الأخيرة أن معدلات استقلال الأنسولين بعد ثلاث سنوات من الزرع تتحسن بنسبة تصل إلى 44٪ 1 وأن ما يقرب من 80٪ من المتلقين الذين يتلقون أكثر من 600000 مكافئ إجمالي للجزيرة يحققون استقلال الأنسولين2. علاوة على ذلك ، في أحدث تقرير لسجل زراعة الجزر التعاوني ، تم الكشف عن أن مستويات الجلوكوز في الدم الصائم تم الحفاظ عليها عند 60-140 مجم / ديسيلتر لأكثر من 5 سنوات في أكثر من 70٪ من المرضى الذين خضعوا لعملية زرع جزيرة وحدها. حددت الدراسة أيضا أن حوالي 90٪ من المرضى الذين خضعوا لعملية زرع جزيرة بمفردهم أو زرع جزيرة بعد زرع الكلى لم يصابوا بأي أحداث سكر الدم شديدة لأكثر من 5 سنوات3.

على الرغم من تحسن النتائج السريرية لهذا العلاج ، إلا أنه لا يزال يتعين معالجة بعض القيود ، بما في ذلك ضرورة إنشاء موقع زرع مثالي. الكبد هو موقع زرع نموذجي لزراعة الجزر السريرية لأنه أكبر عضو يمكن أن يستوعب عددا كبيرا من الجزر. ومع ذلك ، في بعض المرضى ، يكون الكبد غير متوفر (على سبيل المثال ، بسبب ارتفاع ضغط الدم البابي و / أو التهاب الكبد و / أو تليف الكبد4) وبالتالي مواقع أخرى ، بما في ذلك الفضاء تحت المحفظة الكلوي5،6 ، الجيب omental7،8،9،10 ، المساريق 11 ، الجهاز الهضمي 12 ، العضلات الهيكلية 13 ، الأنسجة تحت الجلد13 ، نخاع العظام 14 ، والطحال 15 ، 16،17 ، تم اعتبارها مواقع زرع بديلة.

على الرغم من أنه يمكن إجراء عملية زرع الجزيرة داخل الصفاق بسهولة تحت التخدير الموضعي ، مما يجعل التجويف داخل الصفاق موقعا جذابا لزراعة الجزر السريرية ، إلا أنه عند الزرع ، تنتشر الجزر في جميع أنحاء التجويف داخل الصفاق بأكمله ، مما يجعل اكتشاف النقش الجزري وتأكيد engraftment الناجح أمرا صعبا. لذلك ، لا يتم التعرف على التجويف داخل الصفاق على نطاق واسع كموقع زرع سريري مثالي. بدلا من ذلك ، يتم استخدامه بشكل متكرر كنموذج تحكم للدراسات قبل السريرية للتحقيق في فعالية الجزر المزروعة المغلفة18 والجزر المهندسة بيولوجيا19. ومع ذلك ، من الصعب إجراء مقارنة دقيقة بين الجزر المهندسة بيولوجيا والجزر الضابطة بسبب التحديات في إجراء تقييم دقيق للنقش.

في المقابل ، تم الإبلاغ جيدا عن استخدام الأنسجة الدهنية البيضاء داخل الصفاق في الجيب 8 ، والمساريق ، والمواقع الأخرى خارج الكبد 10،20،21،22،23 والعديد من الدراسات التي تبحث في وظيفة الجزر المهندسة بيولوجيا المزروعة باستخدام الأنسجة الدهنية البيضاء كانت قادرة على الإبلاغ عن نتائج علاجية واعدة20،24،25 ، 26. نظرا لأن استخدام الأنسجة الدهنية البربخية يسهل اكتشاف الجزر المزروعة ، فقد تم تطوير "طريقة زرع الجزر المغطاة بالدهون" ، باستخدام الأنسجة الدهنية البربخية ، للتغلب على قيود زرع الجزر داخل الصفاق. في هذه الورقة ، تم وصف زراعة الجزر المغطاة بالدهون باستخدام الأنسجة الدهنية البربخية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

يتم تنفيذ الإجراء التالي في ثلاث خطوات. تتضمن الخطوة الأولى تحريض مرض السكري في الفئران المتلقية وعزل الجزر المانحة. تتضمن الخطوة الثانية إعداد الجزر قبل الزرع. في الخطوة الثالثة ، يتم إجراء زرع الجزر على الأنسجة الدهنية البربخية وتغطية الجزر باستخدام الأنسجة الدهنية. بعد ذلك ، تم تقييم الآثار العلاجية. يتوافق التعامل مع الفئران والإجراءات التجريبية التي أجريت في هذه الدراسة مع "مبادئ رعاية المختبر" (دليل رعاية واستخدام المختبر ، منشور المعاهد الوطنية للصحةالطبعة 8 ، 2011) ، وتمت الموافقة على البروتوكول التجريبي من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوان بجامعة فوكوكا (رقم الموافقة: 186018).

1. التحضير الجراحي

  1. تحريض داء السكري: تحفيز مرض السكري في 20-25 جم من وزن الجسم ، ذكور الفئران المتلقية البالغة من العمر 8-12 أسبوعا من خلال الحقن في الوريد من محلول الستربتوزوتوسين 18 مجم / مل المحضر في محلول سترات 0.1M (180 مجم / كجم من وزن الجسم). تعتبر الفئران التي تزيد مستويات الجلوكوز في الدم فيها عن 400 مجم / ديسيلتر مصابة بمرض السكري. استخدام الفئران السكري في غضون 1 أسبوع بعد تحريض مرض السكري قبل ضمور مفرط من الأنسجة الدهنية البيضاء البربخ لتغطية الجزر.
  2. عزل الجزيرة: قم بإجراء عزل جزيرة الفئران قبل يوم واحد من الزرع باتباع طريقة Gotoh27 لعزل الجزيرة.
  3. باختصار ، هضم أنسجة البنكرياس باستخدام محلول كولاجيناز. عزل الجزر عن طريق الطرد المركزي المتدرج الكثافة باستخدام محلول فصل الخلايا المناسب. ثم الجزر الاستزراع بين عشية وضحاها في حاضنة عند 22 درجة مئوية و 5 ٪ CO2 (تم الإبلاغ عن الثقافة عند <37 درجة مئوية لمنع موت الجزر28،29،30،31).
    ملاحظة: تعامل مع مزارع الجزيرة المنقاة في خزانة أمان. قم بتعقيم جميع المحاليل المستخدمة لعزل الجزر واستزراعها باستخدام مرشح 0.22 ميكرومتر.

2. تحضير الجزر الصغيرة للزرع

  1. اجمع الأدوات والمواد المناسبة كما هو موضح في الشكل 1 أ.
  2. نظرا لأن الإنزيمات الهاضمة مثل الأميليز والليباز قد تؤدي إلى إصابة الجزر المعزولة والمزروعة ويمكن أن يحدث فقدان للجزر من الوقوع في الأنسجة الليفية الملوثة داخل طبق المزرعة ، قبل الزرع ، استخدم ملقط لاختيار أي مكونات خارج الجزيرة من البنكرياس ، بما في ذلك الأنسجة العنيبية والليفية (الشكل 1 ب) ، تحت المجهر تشريح. بعد الانتقاء ، استخدم مصفاة الخلايا لتصفية الخلايا العنيبية المفردة.
  3. انقل الجزر المفلترة إلى طبق استزراع جديد يحتوي على أي وسط استزراع مناسب أو محلول عازل (على سبيل المثال ، DMEM مع انخفاض الجلوكوز أو RPMI1640 أو CMRL1066 أو HBSS) مكمل بمصل بقري أو ألبومين لمنع ارتباط الجزيرة بالبلاستيك وتدوير الطبق لوضع الجزر في وسط الطبق (الشكل 1 ج). باستخدام ماصة P200 الدقيقة والمجهر ، اختر الجزر الفردية في أنبوب تجميع مناسب (الشكل 1D).
  4. ضع مصفاة خلية جديدة 40 ميكرومتر فوق أنبوب بلاستيكي سعة 50 مل (الشكل 1E يسارا ووسطا) واغسل الفلتر بوسط جديد (الشكل 1E على اليمين).
  5. استخدم ماصة 1000 ميكرولتر لإضافة الجزر إلى المصفاة لفصل الجزر والخلايا العنيبية المفردة (الشكل 1 F1 والشكل 1F2).
    ملاحظة: ستكون الجزر المنقاة على مصفاة الخلايا نقية بنسبة 100٪ تقريبا.
  6. استخدم ملقط لقلب المصفاة على طبق استزراع جديد غير معالج بحجم 60 أو 100 مم يحتوي على وسط استزراع أو محلول عازل مناسب مكمل بمصل بقري أو ألبومين (الشكل 1 F3 والشكل 1F4). استخدم وسيطا / عازلا طازجا لغسل الجزر في طبق ثقافة جديد. ثم أضف ما يكفي من الوسط / المخزن المؤقت إلى طبق الاستزراع للوصول إلى حجم إجمالي يبلغ حوالي 20 مل.
  7. عد الجزر تحت المجهر وقسم عدد الجزر بالتساوي بين أنابيب الطرد المركزي البلاستيكية الفردية سعة 1.5 مل وفقا لعدد الحيوانات المانحة (الشكل 1G). على سبيل المثال ، ستتم إضافة مائتي جزيرة مكافئة من 100-200 ميكرومتر (IEQ) من فأرين إلى كل من أنبوبين.
  8. الطرد المركزي للجزر في 2100 × غرام في غضون 1 دقيقة في درجة حرارة الغرفة والتخلص من طاف الأسنان. عادة ما يبقى حوالي 20-30 ميكرولتر من المحلول المتبقي في الأنبوب (الشكل 1H).

3. زرع جزيرة على الأنسجة الدهنية البربخ وتغطيتها بالأنسجة الدهنية البيضاء البربخ

  1. قبل الجراحة ، اجمع آلة تخدير للحيوانات الصغيرة ، مجهر ستيريو ، مصدر ضوء ، ماصة دقيقة 50-200 ميكرولتر مع أطراف ماصة دقيقة 200 ميكرولتر ، مسحات قطنية ، مجموعة خياطة 4-0 ، وأدوات جراحية مطهرة (الشكل 2 أ). الأوتوكلاف مقص كوبر ، مقص العيون ، ملقط البازلاء ، ملاقط ، وحوامل الإبر. بعد التعقيم ، اغمر الجهاز في محلول بوفيدون اليود 1٪ (الشكل 2 أ). استخدم مسحات القطن لتعبئة الأنسجة الدهنية البيضاء البربخية وللإرقاء في حالات النزيف. استخدم ماصة صغيرة مع نصائح 50-200 ميكرولتر لزرع الجزيرة.
  2. تسليم التخدير إلى الفأر المتلقي لمرض السكري باستخدام عامل مخدر مستنشق (2٪ إيزوفلوران في الأكسجين). ضع مادة تشحيم العيون على كلتا العينين لمنع الجفاف. ثم ضع الماوس في وضع الاستلقاء (الشكل 2 ب على اليسار) وقم بإزالة الشعر من البطن لمنع العدوى باستخدام ماكينة قص الشعر و / أو كريم مزيل الشعر. تطهير البطن والمنطقة الأربية باستخدام ثلاث جولات متناوبة على الأقل من محلول بوفيدون اليود متبوعا بنسبة 70٪ من الإيثانول (الشكل 2 ب على اليمين). قبل الجراحة ، تأكد من عمق التخدير عن طريق عدم وجود منعكس قرصة إصبع القدم. توفير الدعم الحراري أثناء العملية باستخدام وسادة التدفئة واستخدام الستارة الجراحية لتأمين المنطقة الجراحية المعقمة.
  3. شق الجلد في المنطقة المتوسطة السفلية (الشكل 2C اليسار). يوصى بشق الجلد الذي يبلغ طوله حوالي 2 سم. قم بتثبيت جدار البطن الأيسر باستخدام ملقط البازلاء (يمكن أيضا استخدام ملقط غير رضحي أو مبعد) واسحب الأنسجة إلى الجانب الأيسر من الماوس لتأمين المجال الجراحي (الشكل 2C الأيمن). بعد بضع البطن ، قم بتقليل نسبة الأيزوفلوران إلى 1.0-1.5٪ للحفاظ على التخدير.
  4. استخدم قطعة قطن لتعبئة الأمعاء الدقيقة والغليظة إلى الجانب الأيمن من الماوس (أي الجانب الأيسر من المشغل). توجد الأنسجة الدهنية البيضاء البربخية اليسرى في تجويف البطن في المنطقة الأربية اليسرى. قم بتعبئة الأنسجة الدهنية البيضاء البربخية والخصية اليسرى إلى خارج البطن (الشكل 2D إلى اليسار) وتمديد الأنسجة (2D اليمين).
  5. استخدم ماصة صغيرة P200 مزودة بطرف ماصة 200 ميكرولتر لجمع الحجم الكامل للجزر من أنبوب واحد سعة 1.5 مل مع ماصة لطيفة (الشكل 2E الأيسر) ، مع الحرص على عدم ترك أي جزر صغيرة في الأنبوب عند التجميع. اسمح للجزر المجمعة بالاستقرار على طرف الماصة عن طريق الجاذبية (الشكل 2E على اليمين).
  6. ضع طرف الماصة الدقيقة برفق على الأنسجة الدهنية المنتفخة. مع الحرص على منع التدفق المفرط للوسط / المخزن المؤقت في الطرف ، قم بزرع الجزر بعناية على الأنسجة (الشكل 2F اليسار). بعد البذر ، تأكد من الموضع الصحيح للجزر تحت مجهر تشريح (الشكل 2F على اليمين).
  7. قم بتغطية الجزر بالأنسجة الدهنية البيضاء البربخية (الشكل 2G). ليست هناك حاجة لاستخدام الغرز أو عوامل الربط الحيوي.
  8. ضع الخصية اليسرى تحت الأنسجة الدهنية البيضاء البربخية وأعد الأنسجة إلى التجويف داخل الصفاق (الشكل 2H). أغلق الجلد في طبقتين (الصفاق ، ثم العضلات والجلد) باستخدام خياطة 4-0 (يمكن استخدام أي خيوط مثل النايلون أو الغرز القابلة للامتصاص) (الشكل 2I). حقن حمض أسيتيل الساليسيليك (300 ملغ/كغ; SQ) بالقرب من الجرح لتسكين ما بعد الجراحة. ثم ضع الماوس تحت مصباح حراري ومراقب حتى الشفاء التام.

4. المراقبة بعد زرع الجزيرة (ملخص)

  1. تقييم الآثار العلاجية لزراعة الجزر من خلال مراقبة نسبة الجلوكوز في الدم واختبار تحمل الجلوكوز والتقييم النسيجي في يوم ما بعد الجراحة (POD) 28.
    1. راقب نسبة الجلوكوز في الدم ، بما في ذلك قياسات الجلوكوز في الدم في اختبار تحمل الجلوكوز ، باستخدام مقياس جلوكوز صغير.
    2. جمع عينات الدم (ميكرولتر صغير) من الوريد الذيل. فيما يتعلق بالتقييم النسيجي ، تم الكشف عن أنسولين الفئران (للكشف عن الجزر المطعمة) وعامل فون ويلبراند (للكشف عن الأوعية ، وهو دليل على نقش الجزيرة) في الجزر المزروعة في الأنسجة الدهنية البربخية المستعادة بواسطة الكيمياء المناعية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

لمقارنة فعالية زرع الجزر المغطاة بالدهون مع تلك التي بعد زرع جزيرة داخل الصفاق ، تم زرع نفس العدد من الجزر على الصفاق في الفضاء النظير الأيسر للحيوانات المصابة بالسكري المتلقية للسيطرة. لوحظ أن مستويات الجلوكوز في الدم لدى الفئران المصابة بزراعة الجزر المغطاة بالدهون تنخفض تدريجيا وبشكل ملحوظ مقارنة بالفئران المزروعة داخل جزيرة الصفاق (p = 0.0023; الشكل 3 أ). بعد شهر واحد من الزرع ، تم الحفاظ على نسبة الجلوكوز في الدم في الفئران المصابة بزراعة جزيرة مغطاة بالدهون عند مستويات أقل من تلك التي ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تتضمن طريقة زراعة الجزر المغطاة بالدهون تقنيات من تقنيتين مختلفتين للزراعة: زرع جزيرة داخل الصفاق وزرع جزيرة الأنسجة الدهنية. نظرا لأن الغشاء السطحي للأنسجة الدهنية البيضاء البربخية يعتبر النسيج الدهني الأبيض الذي يغطيه الصفاق والمرتبط بالبربخ ، يمكن تصنيف طريقة زرع الجزيرة المغطاة بالدهون تشريحيا كنوع من زرع الجزر داخل الصفاق. ومع ذلك ، فإن التقنية التي يتم من خلالها تسليم الجزر إلى الحيوان المتلقي ، تشبه إلى حد كبير تلك المستخدمة في زراعة الأنسجة داخل الأنسجة الدهنية. تظهر بياناتنا أن التأثير العلاجي لطريقة زرع الجزر ا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدينا تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

تم تمويل هذه الدراسة من خلال منحة معونة للبحث العلمي (C) (19K09839، NS) من وزارة التعليم والثقافة والرياضة والعلوم والتكنولوجيا في اليابان.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
4-0 نايلونألفريساER2004NA45-KF2إغلاق البطن
Alexa 488 حمار مترافق مضاد لخنزير غينياجاكسون Immunoresearch706-546-148الجسم المضاد الثانوي للجسم المضاد للأنسولين
Alexa 647 الحمار المترافق المضاد للأرانبJackson Immunoresearch711-606-152الجسم المضاد الثانوي لعامل فون ويلبراند الجسم المضاد
DMEM ، الجلوكوز المنخفض ، البيروفاتThermoFisher Scientific11885084زراعة الجزر الصغيرة ، زرع الجزر
EosinFujifilm Wako Chemicals051-06515تستخدم لتلوين الأنسجة بواسطة
أنابيب القفل الآمن من eosin Eppendorf ، 1.5 ملEppendorf30120086جمع الجزر   ؛
Falcon 15 مل أنابيب الطرد المركزي المخروطية Corning352095جمع الجزر
Falcon 40 & micro ؛ m Cell StrainerFalcon352340يستخدم لفصل الجزر الصغيرة عن أنسجة البنكرياس الأخرى
Falcon 50 مل أنابيب الطرد المركزي المخروطيةCorning352070التخلص من المتوسط المفرط / العازلة
خنزير غينيا المضاد للأنسولينAgilent Technologies Japan، Ltd. (Dako)IR002الجسم المضاد الأساسي للأنسولين الفئران
HematoxylinMuto Pure Chemicals Co.، Ltd.30002استخدام تلطيخ الأنسجة بواسطة محلول هيماتوكسيلين
إيزودين 10٪Shionogi & Co.، Ltd.لا يوجد رقم كتالوجيستخدم للتطهير
IsofluraneFujifilm Wako Chemicals095-06573يستخدم للتخدير
Labcon 1000 & micro ؛ L ZapSilk منخفضة الاحتفاظ بأطراف الماصةLabcon1177-965-008تستخدم لفصل الجزر الصغيرة عن أنسجة البنكرياس الأخرى
Labcon 200 & micro ؛ L ZapSilk Low Reception Pipette TipsLabcon1179-965-008استخدام لبذر الجزر الصغيرة على الأنسجة الدهنية البيضاء البربخية
MintsensorSanwa Kagaku Kenkyusho Co. Ltd. ،8AEB02Eاستخدام لمراقبة نسبة الجلوكوز في الدم
Pipetteman P-1000GilsonF123602يستخدم لفصل الجزر الصغيرة عن أنسجة البنكرياس
الأخرى Pipetteman P-200GilsonF123601استخدام لبذر الجزر الصغيرة على الأنسجة الدهنية البيضاء
البربخية الأرنب المضاد ل vWFAbcamab6994الجسم المضاد الأساسي لعامل الفئران فون ويلبراند

المراجع

  1. Barton, F. B., et al. Improvement in outcomes of clinical islet transplantation: 1999-2010. Diabetes Care. 35 (7), 1436-1445 (2012).
  2. Balamurugan, A. N., et al. Islet product characteristics and factors related to successful human islet transplantation from the Collaborative Islet Transplant Registry (CITR) 1999-2010. American Journal of Transplantation. 14 (11), 2595-2606 (2014).
  3. Collaborative Islet Transplant Registry. Collaborative Islet Transplant Registry. Annual Report. , (2017).
  4. Rajab, A., et al. Total Pancreatectomy and Islet Autotransplantation Following Treated Hepatitis C Infection. Cell Transplantation. 27 (10), 1569-1573 (2018).
  5. Mellgren, A., Schnell Landstrom, A. H., Petersson, B., Andersson, A. The renal subcapsular site offers better growth conditions for transplanted mouse pancreatic islet cells than the liver or spleen. Diabetologia. 29 (9), 670-672 (1986).
  6. Hiller, W. F., Klempnauer, J., Luck, R., Steiniger, B. Progressive deterioration of endocrine function after intraportal but not kidney subcapsular rat islet transplantation. Diabetes. 40 (1), 134-140 (1991).
  7. Yasunami, Y., Lacy, P. E., Finke, E. H. A new site for islet transplantation--a peritoneal-omental pouch. Transplantation. 36 (2), 181-182 (1983).
  8. Kin, T., Korbutt, G. S., Rajotte, R. V. Survival and metabolic function of syngeneic rat islet grafts transplanted in the omental pouch. American Journal of Transplantation. 3 (3), 281-285 (2003).
  9. Kasoju, N., et al. Bioengineering a pre-vascularized pouch for subsequent islet transplantation using VEGF-loaded polylactide capsules. Biomaterials Science. 8 (2), 631-647 (2020).
  10. Sakata, N., Yoshimatsu, G., Kodama, S. White Adipose Tissue as a Site for Islet Transplantation. Transplantology. 1 (2), 55-70 (2020).
  11. Osama Gaber, A., Chamsuddin, A., Fraga, D., Fisher, J., Lo, A. Insulin independence achieved using the transmesenteric approach to the portal vein for islet transplantation. Transplantation. 77 (2), 309-311 (2004).
  12. Fujita, M., et al. Technique of endoscopic biopsy of islet allografts transplanted into the gastric submucosal space in pigs. Cell Transplantation. 22 (12), 2335-2344 (2013).
  13. Sakata, N., et al. Strategy for clinical setting in intramuscular and subcutaneous islet transplantation. Diabetes/Metabolism Research and Reviews. 30 (1), 1-10 (2014).
  14. Cantarelli, E., et al. Transplant Site Influences the Immune Response After Islet Transplantation: Bone Marrow Versus Liver. Transplantation. 101 (5), 1046-1055 (2017).
  15. White, S. A., et al. The risks of total pancreatectomy and splenic islet autotransplantation. Cell Transplantation. 9 (1), 19-24 (2000).
  16. Itoh, T., Nishinakamura, H., Kumano, K., Takahashi, H., Kodama, S. The Spleen Is an Ideal Site for Inducing Transplanted Islet Graft Expansion in Mice. PLoS One. 12 (1), 0170899(2017).
  17. Sakata, N., Yoshimatsu, G., Kodama, S. The Spleen as an Optimal Site for Islet Transplantation and a Source of Mesenchymal Stem Cells. International Journal of Molecular Sciences. 19 (5), (2018).
  18. Sakata, N., et al. Effect of rat-to-mouse bioartificial pancreas xenotransplantation on diabetic renal damage and survival. Pancreas. 32 (3), 249-257 (2006).
  19. Nagaya, M., et al. Effectiveness of bioengineered islet cell sheets for the treatment of diabetes mellitus. Journal of Surgical Research. 227, 119-129 (2018).
  20. Weaver, J. D., et al. Vasculogenic hydrogel enhances islet survival, engraftment, and function in leading extrahepatic sites. Science Advances. 3 (6), 1700184(2017).
  21. Dufour, J. M., et al. Development of an ectopic site for islet transplantation, using biodegradable scaffolds. Tissue Engineering. 11 (9-10), 1323-1331 (2005).
  22. Chen, X., et al. The epididymal fat pad as a transplant site for minimal islet mass. Transplantation. 84 (1), 122-125 (2007).
  23. Sakata, N., et al. Mechanism of Transplanted Islet Engraftment in Visceral White Adipose Tissue. Transplantation. 104 (12), 2516-2527 (2020).
  24. Navarro-Requena, C., et al. PEG hydrogel containing calcium-releasing particles and mesenchymal stromal cells promote vessel maturation. Acta Biomaterialia. 67, 53-65 (2018).
  25. Phelps, E. A., Headen, D. M., Taylor, W. R., Thule, P. M., Garcia, A. J. Vasculogenic bio-synthetic hydrogel for enhancement of pancreatic islet engraftment and function in type 1 diabetes. Biomaterials. 34 (19), 4602-4611 (2013).
  26. Manzoli, V., et al. Immunoisolation of murine islet allografts in vascularized sites through conformal coating with polyethylene glycol. American Journal of Transplantation. 18 (3), 590-603 (2018).
  27. Gotoh, M., Maki, T., Kiyoizumi, T., Satomi, S., Monaco, A. P. An improved method for isolation of mouse pancreatic islets. Transplantation. 40 (4), 437-438 (1985).
  28. Brandhorst, D., Brandhorst, H., Hering, B. J., Bretzel, R. G. Long-term survival, morphology and in vitro function of isolated pig islets under different culture conditions. Transplantation. 67 (12), 1533-1541 (1999).
  29. Noguchi, H., et al. Low-temperature preservation of isolated islets is superior to conventional islet culture before islet transplantation. Transplantation. 89 (1), 47-54 (2010).
  30. Itoh, T., et al. Low temperature condition prevents hypoxia-induced islet cell damage and HMGB1 release in a mouse model. Cell Transplantation. 21 (7), 1361-1370 (2012).
  31. Komatsu, H., et al. Optimizing Temperature and Oxygen Supports Long-term Culture of Human Islets. Transplantation. 103 (2), 299-306 (2019).
  32. Unger, R. H. Lipid overload and overflow: metabolic trauma and the metabolic syndrome. Trends in Endocrinology, Metabolism. 14 (9), 398-403 (2003).
  33. Mao, D., et al. A macroporous heparin-releasing silk fibroin scaffold improves islet transplantation outcome by promoting islet revascularisation and survival. Acta Biomaterialia. 59, 210-220 (2017).
  34. Wang, K., Wang, X., Han, C. S., Chen, L. Y., Luo, Y. Scaffold-supported Transplantation of Islets in the Epididymal Fat Pad of Diabetic Mice. Journal of Visualized Experiments. (125), e54995(2017).
  35. Wang, X., Wang, K., Zhang, W., Qiang, M., Luo, Y. A bilaminated decellularized scaffold for islet transplantation: Structure, properties and functions in diabetic mice. Biomaterials. 138, 80-90 (2017).
  36. Rios, P. D., Zhang, X., Luo, X., Shea, L. D. Mold-casted non-degradable, islet macro-encapsulating hydrogel devices for restoration of normoglycemia in diabetic mice. Biotechnology and Bioengineering. 113 (11), 2485-2495 (2016).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

زرع جزيرة مغطاة بالدهون باستخدام الأنسجة الدهنية البيضاء البربخ
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.