مقالة منهجية

حقن الخلايا الجذعية الوسيطة البشرية في التجويف الشوكي وتتبع هجرتها إلى دماغ الفئران

DOI:

10.3791/62120

⸱

فبراير 3, 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Stem Cell & Regenerative Medicine Institute, Samsung Medical Center, 2Stem Cell Institute, ENCell Co. Ltd, 3Department of Neurosurgery, Samsung Medical Center, Sungkyunkwan University School of Medicine, 4Animal Research and Molecular Imaging Center, Samsung Biomedical Research Institute, Samsung Medical Center, 5Department of Neurology, Samsung Medical Center, Sungkyunkwan University School of Medicine, 6Neuroscience Center, Samsung Medical Center, 7Samsung Alzheimer Research Center, Samsung Medical Center

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يمكن استخدام عدة طرق للإعطاء لتوصيل الخلايا الجذعية الوسيطة (MSCs) إلى الدماغ. في هذه الدراسة ، تم تسليم الخلايا الجذعية الجذعية في جميع أنحاء المحور العصبي والدماغ عن طريق الحقن داخل التجويف الشوكي. تم حقن الخلايا الجذعية الجذعية في تجاويف العمود الفقري للفئران ، وتم تتبع هجرة الخلايا الجذعية وقياسها كميا.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت دراسة الخلايا الجذعية الوسيطة (MSCs) لعلاج الأمراض المختلفة. في الأمراض التنكسية العصبية التي تنطوي على عيوب في كل من الدماغ والحبل الشوكي ، يكون طريق الإعطاء مهما للغاية ، لأن الخلايا الجذعية الجذعية يجب أن تهاجر إلى كل من الدماغ والحبل الشوكي. تصف هذه الورقة طريقة لإعطاء الخلايا الجذعية الجذعية في القناة الشوكية (حقن التجويف الشوكي) التي يمكن أن تستهدف الدماغ والحبل الشوكي في نموذج الفئران. تم حقن مليون MSC في القنوات الشوكية للفئران على مستوى الفقرات القطنية 2-3. بعد الإعطاء ، تم القتل الرحيم للفئران في 0 و 6 و 12 ساعة بعد الحقن. تم استخدام التصوير البصري وتفاعل البوليميراز المتسلسل الكمي في الوقت الفعلي (qPCR) لتتبع الخلايا الجذعية الجذعية المحقونة. أظهرت نتائج الدراسة الحالية أن الخلايا الجذعية الجذعية التي يتم إعطاؤها عبر التجويف الشوكي يمكن اكتشافها لاحقا في كل من الدماغ والحبل الشوكي في 12 ساعة. يتميز الحقن داخل التجويف الشوكي بعدم الحاجة إلى تخدير عام وله آثار جانبية قليلة. ومع ذلك ، يجب التغلب على عيب معدل الهجرة المنخفض للخلايا الجذعية الجذعية إلى الدماغ.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الخلايا الجذعية الوسيطة
في ظل الظروف المرضية ، تفرز الخلايا الجذعية الجذعية مواد علاجية خاصة بالمرض عن طريق إجراءات الباراكرين1 التي تم الإبلاغ عنها لتنظيم الاستجابات المناعية واستعادة الأنسجة التالفة وإزالة المواد السامة2. لذلك ، يعتبر علاج MSC أكثر فعالية من العلاج أحادي الهدف في علاج الأمراض متعددة العوامل مثل مرض الزهايمر والساركوبينيا3،4،5،6. بالإضافة إلى ذلك ، على عكس المستحضرات الصيدلانية ، فإن الخلايا الجذعية الجذعية لها تأثير موجه ، حيث تنتقل إلى منطقة الأنسجة التالفة من خلال التعرف على السيتوكينات الالتهابية أو الكيموكينات في الجسم7،8. لسوء الحظ ، تصل مجموعة فرعية فقط من الخلايا إلى المنطقة المتضررة ، وتقل صلاحية الخلايا الجذعية الجذعية أثناء الهجرة9،10،11،12. وبالتالي ، لتعظيم الفعالية العلاجية للخلايا الجذعية الجذعية ، من الضروري توصيل خلايا قابلة للحياة إلى الموقع المستهدف. لذلك ، عند إعطاء الخلايا الجذعية الجذعية ، من المهم اختيار الطريق المناسب للإعطاء ، بناء على طبيعة المرض المستهدف.

طريق الحقن
هناك العديد من الطرق التي يتم من خلالها إعطاء العوامل العلاجية للمرضى. الطرق الأكثر شيوعا هي الحقن الوريدي في الدورة الدموية الجهازية ، والإدارة الفموية ، والحقن تحت الجلد أو العضلي. في الأمراض التنكسية العصبية ، العقبة الرئيسية في توصيل العوامل العلاجية إلى الدماغ هي الحاجز الدموي الدماغي (BBB). يحمي BBB الدماغ من مسببات الأمراض الخارجية عن طريق الوصلات الضيقة بين الأوعية الدموية وحمة الدماغ13،14. ومع ذلك ، فإن BBB يمنع أيضا العوامل العلاجية من دخول حمة الدماغ. لذلك ، فإن المرور عبر BBB هو العقبة الرئيسية في تطوير علاجات أمراض الدماغ15،16. يتم إجراء الحقن داخل المخ للتغلب على هذا العيب عن طريق حقن المواد المستهدفة مباشرة في الدماغ من خلال العمليةالجراحية 17،18،19. ومع ذلك ، يجب مراعاة الآثار الجانبية للتدخلات الجراحية ، خاصة وأن الإبرة تلحق الضرر بالخلايا العصبية أثناء العملية.

إدارة التجويف الشوكي
الإعطاء داخل القراب - إعطاء الأدوية في القناة الشوكية أو الفضاء تحت العنكبوتية - يوصل الأدوية إلى الدماغ أو المحور العصبي من خلال السائل الدماغي النخاعي (CSF) وهو بديل قابل للتطبيق للحقن داخل المخ. يمكن تقسيم الحقن داخل القراب وفقا لموقع الحقن: البطين الجانبي ، وصهريج ماجنا ، والتجويف الشوكي. تسمح الطرق الثلاثة للأدوية أو الخلايا بالتشتت في جميع أنحاء السائل الدماغي النخاعي في الدماغ والحبل الشوكي. قد يكون توصيل الدواء إلى الدماغ أكثر كفاءة في حالة الحقن داخل البطين وداخل الصهريج لأن العامل يتم حقنه بالقرب من الدماغ. ومع ذلك ، فإن الحقن داخل التجويف الشوكي له مزايا عدم الحاجة إلى تخدير عام أو جراحة لإدخال خزان داخل البطين ، كونه آمنا بشكل عام20 ، ويمكن إجراؤه بشكل متكرر إذا لزم الأمر.

كان الغرض من هذه الدراسة هو التحقق من صحة إدارة التجويف داخل العمود الفقري كوسيلة لإيصال الخلايا الجذعية الجذعية إلى كل من الدماغ والحبل الشوكي. أولا ، تم إنشاء التجويف داخل العمود الفقري في نموذج الفئران. بعد ذلك ، تم تصنيف الخلايا الجذعية الجذعية بتتبع محب للدهون ، DiD (DiIC18 (5) ؛ 1،1-ديوكتاديسيل-3،3،3،3- رباعي ميثيل إندوديكاربوسيانين ، 4-ملح كلوروبنزين سلفونات) ، لتقييم كفاءة هجرة الخلايا الجذعية إلى النخاع الشوكي والدماغ. تم إجراء التصوير البصري خارج الجسم الحي لتقييم تشتت الخلايا. يمكن تنفيذ هذا البروتوكول البسيط دون تدخل جراحي ويمكن استخدامه ليس فقط لغرض إدارة الخلايا الجذعية ، ولكن أيضا المستحضرات الصيدلانية والأجسام المضادة ووسائط التباين وغيرها من المواد المعدة لتوصيلها إلى الحبل الشوكي أو الدماغ.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ملاحظة: تمت الموافقة على هذه الدراسة من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامه (رقم الموافقة: 20170125001 ، التاريخ: 25 يناير 2017) لمعهد سامسونج للأبحاث الطبية الحيوية (SBRI) في مركز سامسونج الطبي. بصفتها مرفقا معتمدا من الرابطة الدولية لتقييم واعتماد رعاية المختبر ، تعمل الهيئة الفرعية للتنفيذ وفقا للمبادئ التوجيهية التي وضعها معهد الموارد الحيوانية المختبرية.

1. تحضير الخلايا الجذعية الجذعية المشتقة من الهلام من وارتون البشري

  1. زراعة الخلايا الجذعية الوسيطة المشتقة من الهلام البشري في وارتون (WJ-MSCs)
    1. قم بإذابة قارورة WJ-MSCs البشرية بسرعة في حمام مائي 37 درجة مئوية. انقل WJ-MSCs إلى أنبوب مخروطي سعة 50 مل ، وأضف وسط نمو بحجم لا يقل عن 10 × حجم الخلايا (v / v). Pipet لأعلى ولأسفل لتعليق الخلايا.
    2. جهاز طرد مركزي عند 300 × جم لمدة 5 دقائق. تخلص بعناية من المادة الطافية ، وأعد تعليق الخلايا.
      ملاحظة: احرص على عدم التخلص من حبيبات الخلية.
    3. بذور WJ-MSCs في قوارير T175 بكثافة 5,000-6,000 خلية / سم2. احتضان WJ-MSCs في حاضنةCO2 37 درجة مئوية. قم بتغيير وسط النمو كل 72 ساعة حتى تصل WJ-MSCs إلى 80-90٪ من التقاء.
      ملاحظة: بشكل عام ، يستغرق الأمر من 3 إلى 4 أيام حتى تصل MSCs إلى 80-90٪ من التقاء.
  2. زراعة فرعية من WJ-MSCs البشرية
    1. تخلص من وسط النمو ، واغسل الخلايا ب 10 مل من المحلول الملحي المخزن بالفوسفات (PBS). قم بإزالة PBS ، وأضف 5 مل من 0.25٪ حمض التريبسين ثنائي الصوديوم إيثيلين ديامين تترا أسيتيك (EDTA) (انظر جدول المواد). احتضان الخلايا عند 37 درجة مئوية في حاضنة ثاني أكسيد الكربون2 لمدة 3 دقائق حتى تنفصل WJ-MSCs عن قارورة الزراعة.
    2. أضف 5 مل من وسط النمو الذي يحتوي على 10٪ مصل بقري جنيني لتحييد 0.25٪ تريبسين-EDTA. اجمع خليط الخلية وانقله إلى أنبوب مخروطي سعة 50 مل. اغسل قارورة زراعة الخلايا ب 10 مل من وسط النمو ، واجمع الخلايا في أنبوب سعة 50 مل باستخدام ماصة مصلية معقمة.
    3. الطرد المركزي خليط الخلية على حرارة 300 × جم لمدة 5 دقائق. تخلص من المادة الطافية ، وأعد تعليق الخلايا في 10 مل من وسائط النمو ، واحسب عدد WJ-MSCs.
      تنبيه: احرص على عدم التخلص من حبيبات الخلية.
    4. بذور WJ-MSCs بكثافة 4,000-6,000 خلية / سم2 ، اعتمادا على التجربة.
  3. وضع العلامات على الخلايا الجذعية الجذعية WJ-بصبغة DiD وإعداد الخلايا الجذعية الجذعية WJ-لحقن التجويف الشوكي
    ملاحظة: تم تنفيذ إجراء وضع العلامات على الصبغة DiD وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.
    1. افصل WJ-MSCs عندما تصل إلى 80٪ من التقاء ، باستخدام الإجراء المذكور أعلاه. قم بتعليق WJ-MSCs بكثافة 1 × 106 / مل في α الحد الأدنى من الوسط الأساسي الخالي من الفينول الأحمر (MEM) بدون مصل.
    2. أضف 5 ميكرولتر من محلول وضع العلامات DiD لكل 1 مل من تعليق الخلية ؛ تخلط بلطف مع سحب العينات.
    3. احتضان لمدة 15 دقيقة عند 37 درجة مئوية ؛ جهاز الطرد المركزي لتعليق الخلية عند 300 × جم لمدة 5 دقائق.
    4. قم بإزالة المادة الطافية ، وأعد تعليق WJ-MSCs في α MEM الخالية من الفينول الأحمر بكثافة 1 × 106 / 0.2 مل.

2. حقن التجويف الشوكي ل WJ-MSCs

  1. التحضير لحقن التجويف الشوكي
    1. تخدير فئران Sprague-Dawley البالغة من العمر 6 أسابيع مع 5٪ أيزوفلوران. ثم حافظ على التخدير بنسبة 2٪ من الأيزوفلوران طوال العملية الجراحية.
      ملاحظة: تحسين ظروف التخدير قبل بدء التجربة.
    2. حلق المنطقة الجراحية باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية للحيوانات الصغيرة.
      ملاحظة: يمكن استبدال ماكينة الحلاقة الكهربائية بشفرة حلاقة يدوية وجل حلاقة.
    3. تطهير المنطقة الجراحية باستخدام بوفيدون اليود. قم بعمل شق 3 سم في الجلد بشفرة جراحية. استئصال الجلد المتبقي والأنسجة العضلية باستخدام شفرة جراحية ومقص. اكشف عن العمليات الشائكة في أسفل الظهر 2-3 (L2-3).
  2. حقن WJ-MSCs المسمى DiD عبر التجويف داخل العمود الفقري
    1. ضع الجرذ في وضع الانبطاح. ثني العمود الفقري للفأر بشكل مناسب لتوسيع المسافة بين العمليات الشائكة المجاورة ، باستخدام كميات كافية من المناديل الورقية أو غيرها من المواد التي يمكن أن تساعد في الحفاظ على الوضع المناسب.
    2. املأ حقنة سعة 1 مل ب 0.2 مل من WJ-MSCs المسمى DiD. ضع مجموعة إبرة حقنة 23 جم عموديا بين العمليات الشائكة ل L2 و L3 ، وأدخل الإبرة حتى تلامس جسم العمود الفقري.
    3. عندما تلامس الإبرة الجسم الفقري ، اسحبها بحوالي 0.5 سم ، مع وضع طرف الإبرة في القناة الشوكية. قم بإمالة المحقنة ، وضع طرف الإبرة بحيث يشير إلى الاتجاه المنقاري. حقن WJ-MSCs في التجويف الشوكي خلال فترة 1 دقيقة.
      ملاحظة: يجب تحسين سرعة الحقن مسبقا.
    4. بعد الحقن ، قم بإزالة المحقنة تماما من القناة الشوكية. خياطة الشق ، ثم تطهير موقع الجراحة باستخدام بوفيدون اليود.
  3. علاج ما بعد العملية
    1. قم بتثبيت الجرذ وكبحه لمنع أي حركة ، ووضعه رأسا على عقب بزاوية 45 درجة لمدة 15 دقيقة ، بينما لا يزال تحت التخدير. بعد 15 دقيقة ، توقف عن التخدير وانتظر حتى يستيقظ الفئران.

3. تقييم حقن التجويف الشوكي

  1. القتل الرحيم للفئران وعزل الدماغ والحبل الشوكي بعد 0 و 6 و 12 ساعة بعد الحقن
    1. تخدير التجارب بنسبة 5٪ من الأيزوفلوران ؛ الحفاظ على التخدير مع 2٪ الأيزوفلوران أثناء تروية PBS.
    2. قم بعمل شق أسفل الحجاب الحاجز باستخدام مقص جراحي. افتح الشق بالملقط ، واقطع القفص الصدري بشكل مؤخر لكشف القلب.
    3. قم بعمل ثقب صغير في الأذين الأيمن ، وأدخل إبرة فراشة في البطين الأيسر. ضع 100 مل من PBS البارد في البطين الأيسر لمدة 4-5 دقائق ، حتى يتم تطهير الكبد من الدم.
    4. بعد التروية ، قم بعمل شق طويل على الجانب الخلفي من الرأس إلى الذيل باستخدام شفرة جراحية على طول المستوى الطولي. اعزل الدماغ المتبقي والعمود الفقري بالكامل باستخدام مقص جراحي وملقط وقاطع عظام. قم بإزالة الضلوع المتبقية والعظام المتصلة واللحم.
  2. التصوير البصري الفلوري Ex vivo DiD
    1. ضع الأنسجة المعزولة في حجرة جهاز التصوير البصري.
    2. اضبط المعلمات على النحو التالي: الانبعاث ، 700 نانومتر ؛ الإثارة ، 605 نانومتر ؛ ووقت التعرض ، ثانيتان ، كفوتونات لكل ثانية في سنتيمتر مربع لكل ستيراديان (ف / ثانية / سم2 / sr). التقط الصور البصرية.
      ملاحظة: يجب الحصول على جميع الصور بإعدادات إضاءة متطابقة (جهد المصباح والمرشحات وf/stop ومجال الرؤية وbinning).
    3. ارسم ثلاث مناطق مستطيلة ذات أهمية (ROIs) بحجم مكافئ للحبل الشوكي وعائد استثمار دائرة واحدة للدماغ باستخدام أداة الرسم. قياس شدة الفلورسنت لعائد الاستثمار.
  3. استخراج الحمض النووي الجيني (gDNA) من الحبل الشوكي وأنسجة المخ
    1. قم بإزالة الجمجمة والعمود الفقري بعناية باستخدام ملقط جراحي ومقص وغمر.
    2. حصاد الدماغ والحبل الشوكي من الجمجمة والعمود الفقري. قطع الحبل الشوكي إلى ثلاث قطع (عنق الرحم والصدر وأسفل الظهر).
      ملاحظة: يجب تخزين الأنسجة المحصودة عند -80 درجة مئوية إذا لم يتم تحليلها على الفور.
    3. طحن الأنسجة باستخدام ملاط مبرد مسبقا ومدقة ونيتروجين سائل. استخراج gDNA باستخدام المنتجات التجارية ، باتباع تعليمات الشركة المصنعة.
  4. تفاعل البوليميراز المتسلسل الكمي في الوقت الحقيقي (qPCR)
    1. حدد كمية gDNA في كل عينة باستخدام مقياس الطيف الضوئي.
    2. قم بإجراء qPCR باستخدام 10 نانوغرام من gDNA لكل عينة وبادئات مفصليات الصفراء البشرية (ALU) 12،21.
    3. احسب العدد الدقيق ل WJ-MSCs في العينات باستخدام طريقة ΔΔCT 22.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لتقييم فعالية حقن الخلايا الجذعية الجذعية داخل النخاع ، تم استخدام الخلايا الجذعية الجذعية المسماة DiD في هذه الدراسة. قبل حقن الخلايا الجذعية الجذعية في التجويف الشوكي ، تم تقييم فعالية وضع العلامات في المختبر باستخدام التصوير البصري والفحص المجهري الفلوري (الشكل 1). بعد تلطيخ الخلايا الجذعية الجذعية بكاشف وضع العلامات DiD باستخدام الإجراء الموضح في قسم البروتوكول 3.1 ، تم التقاط صور بصرية لألواح الاستزراع التي تم زرع الخلايا الجذعية الجذعية المسمى عليها DiD (الشكل 1 أ<...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يجب اختيار الطريقة المثلى للإعطاء للعلاج باستخدام الخلايا الجذعية الجذعية اعتمادا على المرض المستهدف وحالة المريض ونوع الدواء المراد تسليمه. في العلاجات الخلوية ، بما في ذلك علاج MSC ، يجب مراعاة الحقن المباشر للخلايا الجذعية في الدماغ أو داخل القراب عبر السائل الدماغي النخاعي لأن الخلايا لا يمكن أن تمر عبر BBB19. الحقن داخل التجويف الشوكي غير جراحي نسبيا ولا يسبب تلفا في الخلايا العصبية في الدماغ ، على عكس الحقن داخل المخ البطيني ، ويرتبط بانخفاض خطر الآثار الجان...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذه الدراسة بمنح من برنامج البحوث الأساسية من خلال المؤسسة الوطنية للبحوث في كوريا الجنوبية (NRF) ، بتمويل من وزارة التعليم (NRF-2017R1D1A1B03035940) ، ومنحة من مشروع البحث والتطوير في مجال التكنولوجيا الصحية الكوري من خلال المعهد الكوري لتطوير الصناعة الصحية (KHIDI) ، بتمويل من وزارة الصحة والرعاية الاجتماعية ، جمهورية كوريا (أرقام المنح: HI14C3484 و HI18C0560). نود أن نشكر Editage (www.editage.co.kr) على التحرير باللغة الإنجليزية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0.25٪ تريبسين-EDTAجيبكو إنفيتروجين25200114زراعة الخلايا
مصل الأبقار الجنينيbiowestS1520مكمل متوسط
الثقافة gentamicinGibco-invitrogen15710-072مكمل متوسط ثقافة
مجموعة الأنسجة جينترا بيورجينكياجين158689عزل gDNA
MEM ، بدون جلوتامين ، بدون فينول أحمرGibco51200038WJ-MSC fomulation للحقن
Miminum Essential Medium alphaGibco-invitrogen12571063WJ-MSC ثقافة
متوسطة الطاقة SYBR Green PCR Master Mixالأنظمة الحيوية التطبيقية4368577الكمي في الوقت الحقيقي كاشف PCR
QuantStudio 6 Flex في الوقت الحقيقي نظام PCRThermo fisher4485694الكمي في الوقت الحقيقي
PCR trypan الأزرقGibco15250061Injection
Vybrant DiD Cell-Labeling SolutioninvitrogenV22887حل وضع العلامات على الخلايا الجذعية
Xenogen IVIS نظام الطيفPerkin Elmer124262التصوير البصري
جهاز

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Gnecchi, M., Danieli, P., Malpasso, G., Ciuffreda, M. C. Paracrine mechanisms of mesenchymal stem cells in tissue repair. Methods in Molecular Biology. 1416, 123-146 (2016).
  2. Liang, X., Ding, Y., Zhang, Y., Tse, H. F., Lian, Q. Paracrine mechanisms of mesenchymal stem cell-based therapy: current status and perspectives. Cell Transplantation. 23 (9), 1045-1059 (2014).
  3. Kang, J. M., Yeon, B. K., Cho, S. J., Suh, Y. H. Stem cell therapy for Alzheimer's disease: a review of recent clinical trials. Journal of Alzheimer's Disease. 54 (3), 879-889 (2016).
  4. Staff, N. P., Jones, D. T., Singer, W. Mesenchymal stromal cell therapies for neurodegenerative diseases. Mayo Clinic Proceedings. 94 (5), 892-905 (2019).
  5. Kim, J., et al. Mesenchymal stem cell therapy and Alzheimer's disease: current status and future perspectives. Journal of Alzheimer's Disease. 77 (1), 1-14 (2020).
  6. Florea, V., Bagno, L., Rieger, A. C., Hare, J. M. Attenuation of frailty in older adults with mesenchymal stem cells. Mechanisms of Ageing Development. 181, 47-58 (2019).
  7. Karp, J. M., Leng Teo, G. S. Mesenchymal stem cell homing: the devil is in the details. Cell Stem Cell. 4 (3), 206-216 (2009).
  8. Regmi, S., Pathak, S., Kim, J. O., Yong, C. S., Jeong, J. H. Mesenchymal stem cell therapy for the treatment of inflammatory diseases: Challenges, opportunities, and future perspectives. European Journal of Cell Biology. 98 (5-8), 151041(2019).
  9. Kim, H. S., et al. Lowering the concentration affects the migration and viability of intracerebroventricular-delivered human mesenchymal stem cells. Biochemical and Biophysical Research Communications. 493 (1), 751-757 (2017).
  10. Kim, D. H., et al. Effect of growth differentiation factor-15 secreted by human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells on amyloid beta levels in in vitro and in vivo models of Alzheimer's disease. Biochemical and Biophysical Research Communications. 504 (4), 933-940 (2018).
  11. Park, S. E., et al. Distribution of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells (hUCB-MSCs) in canines after intracerebroventricular injection. Neurobiology of Aging. 47, 192-200 (2016).
  12. Kim, H., et al. Intrathecal injection in a rat model: a potential route to deliver human Wharton's jelly-derived mesenchymal stem cells into the brain. International Journal of Molecular Sciences. 21 (4), 1272(2020).
  13. Daneman, R., Prat, A. The blood-brain barrier. Cold Spring Harbor Perspectives Biology. 7 (1), 020412(2015).
  14. Abbott, N. J., Patabendige, A. A., Dolman, D. E., Yusof, S. R., Begley, D. J. Structure and function of the blood-brain barrier. Neurobiology of Disease. 37 (1), 13-25 (2010).
  15. Banks, W. A. From blood-brain barrier to blood-brain interface: new opportunities for CNS drug delivery. Nature Reviews Drug Discovery. 15 (4), 275-292 (2016).
  16. Pardridge, W. M. CSF, blood-brain barrier, and brain drug delivery. Expert Opinion on Drug Delivery. 13 (7), 963-975 (2016).
  17. Elia, C. A., et al. Intracerebral injection of extracellular vesicles from mesenchymal stem cells exerts reduced Aβ plaque burden in early stages of a preclinical model of Alzheimer's disease. Cells. 8 (9), 1059(2019).
  18. Kim, H. J., et al. Stereotactic brain injection of human umbilical cord blood mesenchymal stem cells in patients with Alzheimer's disease dementia: A phase 1 clinical trial. Alzheimer's & Dementia (N Y). 1 (2), 95-102 (2015).
  19. Park, S. E., Lee, N. K., Na, D. L., Chang, J. W. Optimal mesenchymal stem cell delivery routes to enhance neurogenesis for the treatment of Alzheimer's disease: optimal MSCs delivery routes for the treatment of AD. Histology & Histopathology. 33 (6), 533-541 (2018).
  20. Sandow, B. A., Donnal, J. F. Myelography complications and current practice patterns. American Journal of Roentgenology. 185 (3), 768-771 (2005).
  21. Funakoshi, K., et al. Highly sensitive and specific Alu-based quantification of human cells among rodent cells. Scientific Reports. 7 (1), 13202(2017).
  22. Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta Delta C(T)) Method. Methods. 25 (4), 402-408 (2001).
  23. Glass, J. D., et al. Lumbar intraspinal injection of neural stem cells in patients with amyotrophic lateral sclerosis: results of a phase I trial in 12 patients. Stem Cells. 30 (6), 1144-1151 (2012).
  24. Harris, V. K., et al. Clinical and pathological effects of intrathecal injection of mesenchymal stem cell-derived neural progenitors in an experimental model of multiple sclerosis. Journal of the Neurological Sciences. 313 (1-2), 167-177 (2012).
  25. Janson, C. G., Ramesh, T. M., During, M. J., Leone, P., Heywood, J. Human intrathecal transplantation of peripheral blood stem cells in amyotrophic lateral sclerosis. Journal of Hematotherapy and Stem Cell Research. 10 (6), 913-915 (2001).
  26. Chiu, C., et al. Temporal course of cerebrospinal fluid dynamics and amyloid accumulation in the aging rat brain from three to thirty months. Fluids Barriers CNS. 9 (1), 3(2012).
  27. Bull, E., et al. Stem cell tracking using iron oxide nanoparticles. International Journal of Nanomedicine. 9, 1641-1653 (2014).
  28. Chen, D., et al. Bright polymer dots tracking stem Cell engraftment and migration to injured mouse liver. Theranostics. 7 (7), 1820-1834 (2017).
  29. Lee, N. K., et al. Magnetic resonance imaging of ferumoxytol-labeled human mesenchymal stem cells in the mouse brain. Stem Cell Reviews and Reports. 13 (1), 127-138 (2017).
  30. Bradley, W. G., Haughton, V., Mardal, K. A. Cerebrospinal fluid flow in adults. Handbook Clinical Neurology. 135, 591-601 (2016).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

الفيديو قريباً

مقالات ذات صلة