يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

التصوير ثلاثي الأبعاد لألياف الكولاجين PDL أثناء حركة تقويم الأسنان في نموذج مورين الفك السفلي

5.3K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/62149

⸱

أبريل 15, 2021

 ,  ,  , 
1Department of Oral Medicine, Infection and Immunity, School of Dental Medicine, Harvard University

في هذه المقالة

ملخص

نقدم بروتوكولا لتوليد حركة الأسنان التقويمية في الفئران وطرق التصور ثلاثي الأبعاد لألياف الكولاجين والأوعية الدموية للأربطة اللثة دون تقسيم.

الملخص

حركة الأسنان التقويمية هي عملية بيولوجية معقدة لتغيير الأنسجة الرخوة والثابتة نتيجة للقوى الخارجية. من أجل فهم عمليات إعادة العرض المعقدة هذه ، من المهم دراسة أنسجة الأسنان واللثة ضمن سياقها ثلاثي الأبعاد وبالتالي تقليل أي قطع أثرية من الأقسام والأنسجة. وغالبا ما تستخدم نماذج الماوس في علم الأحياء التنموية والهيكلية، وكذلك في الميكانيكا الحيوية نظرا لصغر حجمها، وارتفاع معدل الأيض، وعلم الوراثة وسهولة التعامل معها. من حيث المبدأ هذا أيضا يجعلها نماذج ممتازة للدراسات المتعلقة بالأسنان. ومع ذلك ، فإن العائق الرئيسي هو صغر حجم الأسنان ، والأضراس على وجه الخصوص. تهدف هذه الورقة إلى توفير بروتوكول خطوة بخطوة لتوليد حركة الأسنان التقويمية وطرقتين للتصوير ثلاثي الأبعاد للمكون الليفي للأربطة اللثة من ضرس الفك السفلي للفأرة. تعتمد الطريقة الأولى المقدمة على إعداد التصوير المقطعي الدقيق الذي يتيح تصوير المرحلة لتعزيز أنسجة الكولاجين الطازجة. الطريقة الثانية هي طريقة تطهير العظام باستخدام إيثيل سينامات التي تمكن التصوير من خلال العظام دون تقسيم ويحافظ على الفلورية الذاتية. الجمع بين هذه الطريقة المقاصة مع الفئران مراسل مثل Flk1-كري; قدمت TdTomato فرصة أولى من نوعها لتصوير الأوعية ثلاثية الأبعاد في PDL وعظم الحويصلات.

المقدمة

العملية البيولوجية الأساسية الكامنة في حركة الأسنان التقويمية (OTM) هي إعادة عرض العظام. ويعزى الزناد لعملية إعادة عرض هذه التغييرات في هيكل الرباط اللثة (PDL) مثل الإجهاد خارج الخلية (ECM) ، نخر وكذلك تدمير الأوعية الدموية وتشكيل1،2،3. ترتبط المحفزات المحتملة الأخرى لإعادة عرض العظام الحويصلات الشمسية باستشعار القوة بواسطة الخلايا العظمية في العظام ، وكذلك التشوه الميكانيكي للعظم الحويصلات الدموية نفسه ؛ لكن دورهم في OTM لا يزال غير توضيح كامل4,5.

على الرغم من العديد من الدراسات التي تهدف إلى الكشف عن العلاقات بين هيكل وظيفة من PDL خلال OTM، آلية وظيفية واضحة لم يتم تعريفهابعد 6،7. والسبب الرئيسي لذلك هو التحدي في استرجاع بيانات الأنسجة الرخوة (PDL) الموجودة بين اثنين من الأنسجة الصلبة (الاسمنت والعظام الحويصلات). عادة ما تتطلب الطرق المقبولة لجمع المعلومات الهيكلية التثبيت والقسمة التي تعطل وتعديل بنية PDL. وعلاوة على ذلك، فإن معظم هذه الطرق تسفر عن بيانات 2D التي حتى لو لم تكن مشوهة، تعطي معلومات جزئية ومترجمة فقط. وبما أن PDL ليست موحدة في هيكلها ووظيفتها ، فإن النهج الذي يعالج الهيكل ثلاثي الأبعاد السليم لمجمع الأسنان PDL-bone بأكمله له ما يبرره.

هذه الورقة سوف تصف طريقة لتوليد OTM في الفئران وطريقتين التي تمكن التصور 3D من ألياف الكولاجين في PDL دون أي تقسيم العينة.

وتستخدم نماذج مورين على نطاق واسع للتجارب في الجسم الحي في الطب والبيولوجيا التنموية وتسليم الأدوية والدراسات الهيكلية. ويمكن تعديلها وراثيا للقضاء على أو تعزيز بروتينات محددة وظيفة; أنها توفر سيطرة سريعة وقابلة للتكرار ويمكن التنبؤ بها التنمية; كما أنها سهلة الصورة نظرا لحجمها الصغير8. على الرغم من مزاياها العديدة ، لا تستخدم نماذج الماوس في أبحاث طب الأسنان بشكل متكرر ، خاصة عندما يكون هناك ما يبرر التلاعب السريري ، ويرجع ذلك في الغالب إلى الأسنان الصغيرة الحجم. نماذج حيوانية مثل الفئران9،10،11، ال12،13، الخنازير14،15،16 والقرود17 تستخدم في كثير من الأحيان من الفئران. مع التطور الأخير لتقنيات التصوير عالية الدقة ، فإن مزايا استخدام نموذج الماوس لفك رموز العمليات المعقدة في OTM عديدة. تقدم هذه الورقة طريقة لتوليد حركة ميسالية للسن الضرس في الفك السفلي مع مستويات القوة الثابتة التي تؤدي إلى إعادة عرض العظام. تتم معظم تجارب OTM في القوارض في الفك العلوي ، لأن حركة الفك السفلي ووجود اللسان يضيفان مستوى تعقيد آخر. ومع ذلك ، فإن الفك السفلي له العديد من المزايا عندما يكون المطلوب السلامة الهيكلية ثلاثية الأبعاد. يمكن تشريحه بسهولة كعظم كامل. في بعض الأنواع يمكن فصله إلى اثنين من الفك السفلي هيمي من خلال السمفونية الليفية; وهو مدمج، شقة ويحتوي فقط على الأسنان دون أي مساحات الجيوب الأنفية. في المقابل ، فإن الفك العلوي هو جزء من الجمجمة ويرتبط ارتباطا وثيقا بالأعضاء والهياكل الأخرى ، وبالتالي هناك حاجة إلى تقسيم واسع النطاق من أجل تشريح عظم السنفية مع الأسنان المرتبطة بها.

باستخدام غرفة الرطوبة في المنزل إلى جانب نظام التحميل داخل عالية الدقة الصغرى CT التي تمكن تعزيز المرحلة، وضعنا طريقة لتصور الأنسجة الليفية الطازجة في 3D كما هو موضح سابقا9،18،19،20،21،22،23. يتم مسح الأنسجة الطازجة مباشرة بعد التضحية بالحيوان دون أي تلطيخ أو تثبيت ، مما يقلل من قطع الأنسجة وكذلك تعديلات الخصائص الميكانيكية الحيوية. ويمكن استخدام هذه البيانات 3D للتوزيع وتحليل اتجاه الألياف كما هو موضح في مكان آخر19.

ويستند الثاني 3D طريقة تصوير الأنسجة الكاملة المعروضة هنا على المقاصة البصرية من الفك السفلي الذي يتيح التصوير من ألياف PDL من خلال العظام دون أي تقسيم. ومن المثير للاهتمام أنه يتيح أيضا تصور ألياف الكولاجين من العظام نفسها، ولكن هذا لن يناقش هنا. بشكل عام، هناك طريقتان لإزالة الأنسجة. الأول هو المقاصة المائية حيث يتم غمر العينة في محلول مائي مع مؤشر انكسار أكبر من 1.4 إما من خلال الغمر البسيط أو الإماهة المفرطة أو تضمين الهيدروجيل. ومع ذلك ، فإن هذه الطريقة محدودة في مستوى الشفافية وكذلك الحفاظ الهيكلي على الأنسجة ، وبالتالي تتطلب تثبيت الأنسجة. الطريقة الثانية التي تسفر عن عينات شفافة للغاية ولا تتطلب التثبيت هي طريقة المقاصة القائمة على المذيبات24،25. لقد قمنا بإنشاء طريقة مقاصة معدلة قائمة على المذيبات استنادا إلى الإيثيل-3-فينيلبروب-2-إينوات (إيثيل سينامات، ECi) للعينات الفكية. هذه الطريقة لديها مزايا استخدام غير سامة الغذاء الصف عامل المقاصة، والحد الأدنى من انكماش الأنسجة، والحفاظ على البروتينات الفلورية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

أجريت جميع التجارب على الحيوانات وفقا للمبادئ التوجيهية للمعهد القومي للصحة لرعاية واستخدام المختبر والمبادئ التوجيهية الصادرة عن اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها في جامعة هارفارد (البروتوكول رقم 01840).

1. حركة الأسنان التقويمية

  1. لتوليد سرير فأر، استخدم منصة بلاستيكية مسطحة مع مسند رأس على شكل إسفين بزاوية 45 درجة. يمكن إنشاء مسند الرأس عن طريق قطع صندوق بلاستيكي.
    1. رفع نهاية الرأس من المنصة لتوليد زاوية 30 درجة تقريبا بين مسند الرأس والطائرة الجدول. إرفاق مشبك ورق سميك عازمة (0.036 "في القطر) إلى نهاية الجانب الرأس لعقد القواطع العلوية.
    2. على نهاية الذيل، وتوليد سطح مرتفعة التي يمكن إرفاق سلسلة طاقة تقويم الأسنان لعقد القواطع السفلي. راجع الشكل 1 للحصول على مثال النظام الأساسي.
  2. تخدير الماوس عن طريق الحقن داخل الصفاق من xylazine في 10 ملغ / كغ والكيتامين 100mg / kg باستخدام حقنة 1 مل وإبرة قياس 27.
  3. ضع الماوس المخدر على النظام الأساسي المخصص وشل الفك العلوي عن طريق ربط القواطع العلوية على حلقة مشبك الورق. افتح الفك السفلي للفأرة مع سلسلة الطاقة التقويمية المكلبة على القواطع السفلية. الحفاظ على الخدين تراجع مع تراجع الفم القولونية المصغرة.
  4. ضع المنصة تحت المجهر الجراحي أو أي مجسم آخر يمكن أن يصل إلى تكبير 5-6x.
  5. تطبيق 50 ميكرولتر من المالحة (ما يقرب من 1 قطرة) على عيون الماوس لمنع جفاف القرنية. تجديد المالحة كل 20 دقيقة.
  6. قطع قطعة من سلك الألومنيوم (0.08 مم قطر) 1 سم في الطول. حرك السلك من الجانب البوكال لغويا في المنطقة بين البروكسيمال خوار نقطة الاتصال بين الأضراس الأولى والثانية باستخدام حامل إبرة جراحية دقيقة. اترك حافة حرة مقاس 2 مم أمام أول ضرس لكي يتم ربطها في نهاية الربيع.
  7. قطع قطعة من التيتانيوم النيكل (NiTi) لفائف، حوالي 7 إلى 9 خيوط في الطول.
    ملاحظة: الخصائص المرنة لللفائف ستوفر قوة ثابتة لحركة تقويم الأسنان. يجب أن يكون الطول الإجمالي غير المدرب لللفائف أقصر من الفجوة بين القاطع والضرس. نضع في اعتبارنا أن هناك حاجة إلى 2 المواضيع إضافية على كل نهاية لفائف مرساة إلى الأسنان. يتم اختيار سلك الألومنيوم من أجل الحد من القطع الأثرية المسح الضوئي مثل تصلب شعاع أثناء التصوير المقطعي المصغر.
  8. إدراج NiTi لفائف الربيع (0.15 مم قطر السلك، 0.9 مم قطر لفائف الداخلية؛ يسلم قوة من 10 غرام) بين الضرس الأول السفلي والقواطع السفلية. استخدام رباط الأسلاك إدراجها حول الضرس الأول في الخطوة 1.6، تطور السلك بإحكام حول 2 المواضيع من الربيع لفائف لإصلاح لفائف على الجانب الضرس.
  9. لضمان مستوى القوة الموحدة، استخدم تماما 3 خيوط نشطة بين الضرس الأول والقاطع. إزالة مؤقتا سلسلة الطاقة من القاطع وحلقة 2 إلى 3 المواضيع غير المدربة على القاطع لترسيخ لفائف. الشريحة المواضيع وصولا الى هامش gingival حرة القاطع.
  10. وضع طبقة من الراتنج مركب قابلة للتدفق على الحدود القاطعة لللفائف وعلاجه مع ضوء علاج الأسنان. استبدال سلسلة الطاقة بعد علاج الراتنج.
  11. باستخدام نفس ضوء المعالجة، تسخين لفائف NiTi لمدة 20 s. وهذا سوف تشديد لفائف NiTi. يظهر الموضع النهائي الشكل 1C.
  12. إما ترك الجانب المقابل سليمة أو إدراج صورية مثل السلك بين الأضراس الأولى والثانية.
  13. ضع الماوس المخدر تحت ضوء ساخن للحفاظ على الماوس دافئا حتى التعافي.
  14. ضع الماوس مرة أخرى في قفص فردي وراقبه يوميا. لا يلزم تغيير النظام الغذائي أثناء حركة تقويم الأسنان.
    ملاحظة: جهاز OTM على جانب واحد يسبب بعض الانزعاج ولكن لا يضعف التغذية. ومع ذلك، لا ينصح إدخال الأجهزة على كلا الجانبين بسبب كمية إضافية من عدم الراحة. لا يلزم تناول أدوية الألم ما لم تظهر علامات الألم الخارجية.

2. التصوير المقطعي الدقيق من ألياف PDL في الفك السفلي هيمي الطازجة

  1. تركيب هيمي الفك السفلي (الشكل 2)
    1. بعد المدة المرغوبة لحركة تقويم الأسنان ، ضحي بالفأر عن طريق خلع عنق الرحم. إزالة الفك السفلي وفصلها إلى الفك السفلي هيمي.
      ملاحظة: بما أن العينة لن تكون ثابتة، فمن المهم جدا إجراء تشريح الفك وتركيبه في أقرب وقت ممكن، وبشكل مثالي في غضون 30 دقيقة.
    2. إزالة الأنسجة الرخوة المحيطة بلطف مع مسح نظيفة خالية من الوبر.
    3. إزالة جهاز تقويم الأسنان باستخدام مقص مجهري وملاقط تحت مجهر ستيريو مع التكبير 4x على الأقل.
    4. حافظ على رطوبة العينة في حجم 1.5 مل، أنبوب طرد مركزي صغير إلى جانب قطعة من المسح الخالي من الوبر مبللة بالماء.
    5. ضع راتنج الأسنان المركب القابل للحزم في فتحة العينة على المسرح ، ثم ضع الهيمي الفك السفلي الطازج في المركب. قبل تركيب تأكد من أن سطح العظام في اتصال مع مركب الأسنان خالية من أي أنسجة لينة وجافة، وإلا فإن مركب الأسنان لا علاج بشكل صحيح.
    6. ضبط موقف هيمي الفك السفلي حتى يتم توسيط الضرس الأول في الأخدود خط الوسط من المرحلة. تأكد من أن سطح الانسداد أفقي. علاج المركب عندما راض عن تحديد المواقع.
      ملاحظة: يمكن وضع كميات صغيرة إضافية من مركبات الأسنان على جانبي الفك السفلي و / أو عبر القاطع للمساعدة في تثبيت العينة.
    7. ضع مسحا مبللا خاليا من الوبر داخل برك الرطوبة في مرحلة العينة. ضع مركب الأسنان على سطح الانسداد من الضرس الأول. قبل إغلاق الغرفة، تأكد من عدم وجود أي شيء يمنع مسار الأشعة السينية على مستوى العينة.
    8. ألصق الغرفة في مقطع مقطعي صغير. المسمار الغرفة في مرحلة عينة التصوير المقطعي الدقيق بحيث يتم تقليل الحركة أثناء التصوير.
    9. بدوره على الأشعة السينية واتخاذ الصور 2D في حين خفض سندان عموديا، حتى يتم إحاطة غيض من سندان من قبل المركب ولكن لم يتم الكشف عن أي زيادة في القوة.
    10. بمجرد أن يتم تضمين سندان في المركب، أغلق مصدر الأشعة السينية. ثم افتح غرفة التصوير المقطعي المصغر وعالج المركب من خلال نافذة زجاج شبكي واضحة.
  2. إعدادات التصوير المقطعي المصغر
    1. تعيين الجهد المصدر إلى 40 كيلو فولت والتيارات إلى 200 μA. باستخدام كاشف التكبير 10x، ضع العينة داخل إطار الرؤية. استخدم binning من 2 للصور الملتقطة.
      ملاحظة: نظرا لأن PDL أقل كثافة بكثير من العظام والأسنان ، فإن تصور PDL يتطلب طاقة أعلى ووقت تعرض أعلى. سيوفر هذا البروتوكول إعدادات تصور PDL.
    2. تعيين وقت التعرض لصورة واحدة إلى 25 s. تعيين دوران مرحلة العينة إلى نطاق 183 درجة أو أكثر. تعيين المسح الضوئي ل 2500 التوقعات. لا تستخدم أي مرشح مصدر الأشعة السينية، والمسح الناتج لديها حجم voxel من 0.76 ميكرومتر على كل جانب.
    3. جمع مسح مرجعي لإعادة الإعمار السليم وفقا للمبادئ التوجيهية التصوير المقطعي الدقيق. استخدم 1/3 عدد الصور المرجعية كإسقاطات إجمالية. أعد بناء وحدة التخزين بدون إعادة تركيب إضافية، باستخدام خوارزمية تمت تصفيتها من الإسقاط الخلفي.

3. طريقة المقاصة (الشكل 3)

  1. إعداد خمسة أنابيب الطرد المركزي الصغيرة 1.5 مل.
  2. إعداد 1.4 مل من الحلول التالية في أنابيب الطرد المركزي الصغيرة 1.5 مل: 4٪ بارافورمالديهيد (PFA) في ملحي الفوسفات المخزنة (PBS)، و 50٪ الإيثانول (EtOH) في المياه الديونة (DI)، و 70٪ EtOH في مياه DI، وأنابيب من 100٪ EtOH.
    ملاحظة: يستخدم PFA لتثبيت العينة. كما ستعمل عملية مسح ECi على عينات غير مثبتة. لمسح العينات غير المثبتة، ما عليك سوى تخطي خطوة PFA.
  3. مكان تشريح هيمي الفك السفلي في 4٪ PFA. تغطية مع رقائق الألومنيوم ومكان على الروك على الإعداد لطيف في درجة حرارة الغرفة لمدة 6 ساعة.
  4. نقل هيمي الفك السفلي إلى 50٪ EtOH. وضعه على الروك مغطاة من الضوء لمدة 16 ساعة.
  5. نقل هيمي الفك السفلي إلى 70٪ EtOH. وضعه على الروك مغطاة من الضوء لمدة 16 ساعة.
  6. نقل هيمي الفك السفلي إلى 100٪ EtOH. وضعه على الروك مغطاة من الضوء لمدة 16 ساعة.
  7. كرر 3.6. في أنبوب EtOH 100٪ الثاني.
  8. إعداد 5 مل من ECi في أنبوب زجاجي أو البولي بروبلين.
    ملاحظة: ECi يذوب البوليسترين، ولكن ليس البولي بروبلين. أيضا، إذا لم يكن استخدام الأنسجة مع البروتينات الفلورية يمكن أن تتعرض العينة للضوء أثناء إجراء المقاصة.
  9. نقل هيمي الفك السفلي إلى أنبوب ECi. تغطية أنبوب مع رقائق الألومنيوم ومكان على الروك على الإعداد لطيف لمدة لا تقل عن 12 ساعة.
    ملاحظة: يمكن إيقاف البروتوكول مؤقتا هنا. يمكن تخزين العينة المجففة في ECi في درجة حرارة الغرفة. درجة التجمد أو الانصهار في ECi هي 6.5 إلى 8.0 درجة مئوية. لا تخزن عند 4 °C .
  10. وهيمي الفك السفلي على استعداد للتصوير مع المجهر الفلوري.
    ملاحظة: أثناء التصوير، يجب أن تكون العينة مغمورة في ECi لتبقى شفافة بصريا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تقدم هذه الورقة طريقة لإنتاج OTM بالإضافة إلى طريقتين للتصوير ثلاثي الأبعاد لألياف الكولاجين داخل PDL دون أي تقسيم. لأغراض البحث الحيواني ، عندما لا تكون محاذاة الأسنان ضرورية ، تعتبر حركة الأسنان تقويم الأسنان إذا كانت تولد إعادة عرض عظم السنفية على جميع مستويات الجذر. مطلوب مستوى القوة الثابتة المطبقة على الأسنان من أجل توليد OTM موثوق بها. هنا، يتم استخدام لفائف NiTi تنشيط شكل الذاكرة لتوليد قوة متسقة من 10 غرام طوال الوقت التجريبي من 7 أيام وما بعدها إذا كان ذلك مبررا. تفعيل لفائف وصفها هنا (الشك...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

توليد OTM في الفئران مرغوب فيه للغاية بسبب الحجم وعلم الوراثة ومزايا المناولة. استخدام الفك السفلي يوفر سهولة التعامل مع كل من حيث تشريح الأنسجة وكذلك إعداد العينة والتصوير. هنا قدمنا طريقة لتوليد OTM مع حركة تحويلية من الأسنان داخل العظام في غضون 7 أيام من OTM. باستخدام هذا البروتوكول ، يمكن تمديد المدة الإجمالية لحركة الأسنان ، لأن الملف المنشط يوفر مستوى قوة ثابت للحركة يصل إلى حوالي 1 مم. ومع ذلك ، يتم إصلاح الجانب المليطي من الملف إلى القاطع ، الذي يثور باستمرار. ونتيجة لذلك، فإن ناقلات القوة تتغير تدريجيا وتبدأ في ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

شكر وتقدير

وقد دعمت هذه الدراسة من قبل المعاهد القومية للصحة (NIDCR R00- DE025053، PI:Naveh). نود أن نشكر مركز هارفارد للتصوير البيولوجي على البنية التحتية والدعم. يتم إنشاء جميع الأرقام مع biorender.com.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
1-مل BD Luer-Lok حقنةBD309628
1X فوسفات مخزن محلول ملحيVWR علوم الحياة0780-10L
200 دليل على الإيثانولVWR علوم الحياةV1016
سبائك الألومنيوم 5019 سلكSigma-aldrichGF15828813سلك قطره 0.08 مم ، طول 100 ، معتدل صعب. تستخدم كربط سلكي حول الضرس
Avizo 9.7Thermo Fisher ScientificN / Aتستخدم لتحليل عمليات المسح المقطعي المحوسب الدقيقة
Castroviejo حاملات الإبر الدقيقةأدوات العلومالدقيقة 12060-01
Clr Plan-Apochromat 20x / 1.0 ، CorrVIS-IR M27 85mmZeissN / Aتستخدم للتصوير التوافقي الثاني
مقبض المقبس المخروطي ، طرف واحد ، يدويG.Hartzell وابنه126-CSH3مقبض مرآة التفتيش
EC Plan-Neofluar 5x / 0.16Zeiss440321-9902تستخدم لتصوير الألواح الخفيفة
Elipar DeepCure-S LED ضوءالمعالجة 3M ESPE76985
أنابيب القفل الآمن Eppendorf ، 1.5 ملEppendorf22363204
إيثيل سينامات ، > = 98٪Sigma-aldrichW243000-1KG-K
إبرة تحت الجلد ، 27 جم × 1/2 بوصة BD305109
Ketathesia 100mg / mlHenry Schein Animal HealthNDC: 11695-0702-1
KIMWIPES ماسحات المهام الحساسةKimberly-Clark21905-026 (رقم كتالوج VWR)تم شراؤها من
VWR LightSheet Z.1 نظام مجهر الإضاءة المزدوجZeissLightSheet Z.1 / LightSheet 7تستخدم لتصوير الألواح الخفيفة
LSM 880 NLO متعدد الفوتون المجهرZeissLSM 880 NLOيستخدم للتصوير ثنائي الفوتون
MEGAmicro ، طائرة ، قطر 5 مم ، SS-ThreadHahnenkratt6220MicroCT مرآة تspectrio للسطح
الأمامي ، MicroXCT-200XradiaMICRO XCT-200
Mini-ColibriFine ScienceTools 17000-01
PermaFlo مركب قابل للتدفقUltradent948
منصة الإجراءN / AN / Aمصنوعة حسب الطلب من مواد المختبر
ميكروسكوب ستيريو روتيني M80Leica MicosystemsM80
Sentalloy NiTi لفائف مفتوحة زنبركTOMY Inc.يوفر ملف NiTi المغلق بقطر 0.15 مم بقطر ملف داخلي يبلغ 0.9 مم قوة 10 جرام. يمكن شراء منتجات مماثلة من Dentsply Sirona.
سلك ربط من الفولاذ المقاوم للصدأ T-304 ، قطر 0.009 بوصةتقويمSBLW1090.009 بوصة (.23 مم) ، مزاج ناعم
X-Ject E (زيلازين) 100 مجم / ملهنري شاين لصحةNDC: 11695-7085-1
Z100 تصالحي ، ظل A23M ESPE5904A2
جهاز الأسنان

المراجع

  1. Li, Y., et al. Orthodontic tooth movement: The biology and clinical implications. The Kaohsiung Journal of Medical Sciences. 34 (4), 207-214 (2018).
  2. Meikle, M. C. The tissue, cellular, and molecular regulation of orthodontic tooth movement: 100 years after Carl Sandstedt. European Journal of Orthodontics. 28, 221-240 (2006).
  3. Krishnan, V., Davidovitch, Z., molecular, Cellular, molecular, and tissue-level reactions to orthodontic force. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 129 (4), 1-32 (2006).
  4. Shoji-Matsunaga, A., et al. Osteocyte regulation of orthodontic force-mediated tooth movement via RANKL expression. Scientific Reports. 7 (1), 8753(2017).
  5. Oppenheim, A. Tissue changes, particularly of the bone, incident to tooth movement. European Journal of Orthodontics. 29, suppl 1 2-15 (2007).
  6. Unnam, D., et al. Accelerated Orthodontics-An overview. Journal of Archives of Oral Biologyogy and Craniofacial Research. 3 (1), 4(2018).
  7. von Bohl, M., Kuijpers-Jagtman, A. M. Hyalinization during orthodontic tooth movement : a systematic review on tissue reactions. European Journal of Orthodontics. 31 (1), 30-36 (2009).
  8. Kirschneck, C., et al. Comparative assessment of mouse models for experimental orthodontic tooth movement. Scientific Reports. 10 (1), 1-12 (2020).
  9. Naveh, G. R. S., Weiner, S. Initial orthodontic tooth movement of a multirooted tooth: a 3D study of a rat molar. Orthodontics & Craniofacial Research. 18 (3), 134-142 (2015).
  10. Nakamura, Y., et al. Time-lapse observation of rat periodontal ligament during function and tooth movement, using microcomputed tomography. European Journal of Orthodontics. 30 (3), 320-326 (2008).
  11. Kawarizadeh, A., Bourauel, C., Jager, A. Experimental and numerical determination of initial tooth mobility and material properties of the periodontal ligament in rat molar specimens. European Journal of Orthodontics. 25 (6), 569-578 (2003).
  12. Jónsdóttir, S. H., Giesen, E. B. W., Maltha, J. C. Biomechanical behavior of the periodontal ligament of the beagle dog during the first 5 hours of orthodontic force application. European Journal of Orthodontics. 28, 547(2006).
  13. Lindhe, J., et al. Experimental breakdown of peri-implant and periodontal tissues. A study in the beagle dog. Clinical Oral Implants Research. 3 (1), 9-16 (1992).
  14. Salamati, A., et al. Functional tooth mobility in young pigs. Journal of Biomechanics. 104, 109716(2020).
  15. Maria, R., et al. An unusual disordered alveolar bone material in the upper furcation region of minipig mandibles: A 3D hierarchical structural study. Journal of Structural Biology. 206 (1), 128-137 (2019).
  16. Wang, S., et al. The miniature pig: a useful large animal model for dental and orofacial research. Oral Diseases. 10, 1-7 (2007).
  17. Melsen, B. Tissue reaction to orthodontic tooth movement--a new paradigm. European Journal of Orthodontics. 23 (6), 671-681 (2001).
  18. Naveh, G. R. S., et al. Direct MicroCT imaging of non-mineralized connective tissues at high resolution. Connective Tissue Research. 55 (1), 52-60 (2014).
  19. Naveh, G. R. S., et al. Nonuniformity in ligaments is a structural strategy for optimizing functionality. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (36), 9008(2018).
  20. Naveh, G. R. S., et al. Tooth periodontal ligament: Direct 3D microCT visualization of the collagen network and how the network changes when the tooth is loaded. Journal of Structural Biology. 181 (2), 108-115 (2013).
  21. Naveh, G. R. S., et al. Tooth movements are guided by specific contact areas between the tooth root and the jaw bone : A dynamic 3D microCT study of the rat molar. Journal of Structural Biology. 17 (2), 477-483 (2012).
  22. Naveh, G. R. S., et al. Tooth-PDL-bone complex: Response to compressive loads encountered during mastication -A review. Archives of Oral Biology. 57 (12), 1575-1584 (2012).
  23. Ben-Zvi, Y., et al. Response of the tooth-periodontal ligament-bone complex to load: A microCT study of the minipig molar. Journal of Structural Biology. 205 (2), 155-162 (2019).
  24. Klingberg, A., et al. Fully Automated Evaluation of Total Glomerular Number and Capillary Tuft Size in Nephritic Kidneys Using Lightsheet Microscopy. Journal of the American Society of Nephrology. 28 (2), 452(2017).
  25. Richardson, D. S., Lichtman, J. W. Clarifying Tissue Clearing. Cell. 162 (2), 246-257 (2015).
  26. Taddei, S. R. dA., et al. Experimental model of tooth movement in mice: A standardized protocol for studying bone remodeling under compression and tensile strains. Journal of Biomechanics. 45 (16), 2729-2735 (2012).
  27. Nakamura, K., Sahara, N., Deguchi, T. Temporal changes in the distribution and number of macrophage-lineage cells in the periodontal membrane of the rat molar in response to experimental tooth movement. Archives of Oral Biology. 46 (7), 593-607 (2001).
  28. Rygh, P., et al. Activation of the vascular system: A main mediator of periodontal fiber remodeling in orthodontic tooth movement. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 89 (6), 453-468 (1986).
  29. Nagao, M., et al. Vascular endothelial growth factor in cartilage development and osteoarthritis. Scientific Reports. 7 (1), 13027(2017).
  30. Licht, A. H., et al. Endothelium-specific Cre recombinase activity in flk-1-Cre transgenic mice. Developmental Dynamics. 229 (2), 312-318 (2004).
  31. Connizzo, B. K., Naveh, G. R. S. In situ AFM-based nanoscale rheology reveals regional non-uniformity in viscoporoelastic mechanical behavior of the murine periodontal ligament. Journal of Biomechanics. 111, 109996(2020).
  32. Connizzo, B. K., et al. Nonuniformity in Periodontal Ligament: Mechanics and Matrix Composition. Journal of Dental Research. 2, 179-186 (2020).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

التصوير بالمقطعي المحوسب الدقيقالترقيق الضوئيسينامات الإيثيلالرباط حول السنيإعادة تشكيل العظممجهر الورقة الضوئية
التصوير ثلاثي الأبعاد لألياف الكولاجين PDL أثناء حركة تقويم الأسنان في نموذج مورين الفك السفلي
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.