مقالة منهجية

إنشاء واستخدام نماذج الطعم الخارجي المشتقة من المريض لورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي

4.3K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/62264

⸱

مايو 7, 2021

 , 
1Department of Translational Genomics, Keck School of Medicine, University of Southern California

في هذه المقالة

ملخص

نقائل الجهاز العصبي المركزي تمثل نماذج PDX الخصائص الظاهرية والجزيئية للورم الخبيث البشري ، مما يجعلها نماذج ممتازة للدراسات قبل السريرية. الموصوف هنا هو كيفية إنشاء نماذج PDX وطرق التلقيح التي يتم استخدامها بشكل أفضل للدراسات قبل السريرية.

الملخص

تم إعاقة تطوير علاجات جديدة لورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي (CNS) بسبب عدم وجود نماذج ما قبل السريرية التي تمثل المرض بدقة. لقد ثبت أن نماذج xenograft المشتقة من المريض (PDX) من ورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي تمثل بشكل أفضل الخصائص المظهرية والجزيئية للمرض البشري ، فضلا عن أنها تعكس بشكل أفضل عدم التجانس والديناميكيات النسيلية لأورام المرضى البشرية مقارنة بنماذج خط الخلايا التاريخية. هناك العديد من المواقع التي يمكن استخدامها لزرع الأنسجة المشتقة من المريض عند إعداد التجارب قبل السريرية ، ولكل منها مزاياها وعيوبها ، ولكل منها مناسب لدراسة الجوانب المختلفة للسلسلة النقيلية. هنا ، يصف البروتوكول كيفية إنشاء نماذج PDX وتقديم ثلاثة طرق مختلفة لاستخدام نماذج PDX ورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي في الدراسات قبل السريرية ، ومناقشة كل من تطبيقاتها وقيودها. وتشمل هذه زرع الجناح ، وحقن تقويم العظام في الدماغ ، والحقن داخل القلب. زرع الجناح تحت الجلد هو الأسهل في المراقبة ، وبالتالي ، الأكثر ملاءمة للدراسات قبل السريرية. بالإضافة إلى ذلك ، لوحظت نقائل إلى الدماغ والأنسجة الأخرى من زرع الجناح ، مما يشير إلى أن الورم قد خضع لخطوات متعددة من ورم خبيث ، بما في ذلك داخل الأوعية ، والتسرب ، والاستعمار. يعد الحقن التقويمي في الدماغ هو الخيار الأفضل لتلخيص البيئة المكروية لورم الدماغ وهو مفيد لتحديد فعالية البيولوجيا لعبور الحاجز الدموي الدماغي (BBB) ولكنه يتجاوز معظم خطوات الشلال النقيلي. يسهل الحقن داخل القلب ورم خبيث في الدماغ وهو مفيد أيضا لدراسة انتحاء الأعضاء. في حين أن هذه الطريقة تتخلى عن الخطوات السابقة للسلسلة النقيلية ، إلا أنه لا يزال يتعين على هذه الخلايا البقاء على قيد الحياة أثناء الدورة الدموية والتسرب والاستعمار. وبالتالي ، تتأثر فائدة نموذج PDX بمسار تلقيح الورم واختيار أي نموذج يجب استخدامه يجب أن تمليه المسألة العلمية والأهداف العامة للتجربة.

المقدمة

زاد حدوث ورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي (CNS) خلال السنوات الأخيرة1،2،3. كانت العلاجات التقليدية لورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي ، مثل استئصال الورم ، والعلاج الإشعاعي للدماغ بالكامل ، والجراحة الإشعاعية التجسيمية ، ملطفة إلى حد كبير ونادرا ما تكون علاجية ، ويمكن أن تؤدي إلى آثار جانبية منهكة ، مثل التدهور المعرفي1. في الآونة الأخيرة ، يتم تطوير العديد من العلاجات المستهدفة والمناعية الجديدة لعلاج ورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي والتي تبشر بالخير في كونها علاجات أكثر فعالية ، مع وجود آثار جانبية أقل4.

غالبا ما تتطلب ترجمة النتائج قبل السريرية إلى نقاط نهاية سريرية ذات مغزى استراتيجيات نمذجة فعالة وتنبؤية. تاريخيا ، كانت نماذج الطعم الأجنبي لخط الخلية هي المعيار للبحوث قبل السريرية في أبحاث ورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي. ومع ذلك ، فإن نماذج خط الخلايا هذه لا تعكس سلوك الورم الحقيقي للورم المضيف أو تمثل عدم التجانس النسيجي أو الجزيئي للمرض. علاوة على ذلك ، فإن نماذج خط الخلايا قادرة على التكيف مع ظروف النمو في المختبر ، وبالتالي تفقد الخصائص الأصلية للورم المضيف. تستخدم الطعوم الخارجية المشتقة من المريض (PDXs) ، والتي تدمج ورم المريض في فأر يعاني من نقص المناعة أو إنساني ، بشكل متزايد في أبحاث السرطان الانتقالية. أظهر الباحثون أن نماذج PDX يمكنها عادة تلخيص نمو الورم بأمانة ، والخصائص النسيجية ، والحفاظ على عدم تجانس الورم ، والإمكانات النقيلية ، والسمات الوراثية الجزيئية. بالإضافة إلى ذلك ، فإن نماذج PDX هي تنبؤ حيث ترتبط فترة كمون الورم PDX ببقاء المريض بشكل عام ، كما ثبت أنها تتنبأ بدقة بالاستجابة العلاجية في تجارب المرضى 5,6.

كان هناك ظهور لورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي PDXs. في الغالب ، تم تطويرها تمثل الأورام الناشئة من أصل واحد ، مثل سرطان الرئة ذو الخلايا غير الصغيرة (NSCLC) 7 وسرطان الثدي 8,9 وسرطان الجلد 10,11. في الآونة الأخيرة ، تم تطوير وتوصيف مجموعة كبيرة ومتنوعة من نماذج PDX ، تمثل ثمانية أنواع فرعية نسيجية مختلفة12. لقد ثبت أن نماذج PDX لورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي تشبه إلى حد كبير ورم المريض الأصلي ، من الناحية النسيجية والجزيئية ، وقد أظهرت أيضا اختلافات وأوجه تشابه نسيجية فريدة10,12. علاوة على ذلك ، في حين أن معظم نماذج PDX النقائل في الجهاز العصبي المركزي تحافظ على عدم التجانس النسيلي للأورام البشرية ، فقد أظهر بعضها أدلة على التعاقب النسيلي12 ، مما يجعلها مثالية أيضا لدراسة مقاومة العلاجات من خلال مراقبة التغيرات النسيلية بعد العلاج.

تحدد البروتوكولات الموصوفة هنا طرق إنشاء PDX وطرق التلقيح المختلفة المستخدمة في الدراسات قبل السريرية لورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي (الشكل 1). تختلف طرق الزرع هذه في قدرتها على تقليد النمو والانبثاث. هنا ، يسلط البروتوكول الضوء على التطبيقات لكل طريق من طرق الزرع ويوضح كيف يمكن استخدامها لدراسة ورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي.

البروتوكول

فيما يلي سلسلة من البروتوكولات خطوة بخطوة المستخدمة لإنشاء نماذج PDX عن طريق زرع الجناح تحت الجلد ولإعداد الدراسات قبل السريرية التي تمكن من اختبار العلاجات ، والتي يمكن أن تساعد في تقييم التغيرات البيولوجية والخطوات المختلفة للسلسلة النقيلية. استخدمت جميع الدراسات والنماذج أنثى الفئران NOG البالغة من العمر 3-8 أسابيع. تم جمع جميع عينات الأنسجة بموجب موافقة مستنيرة وفقا لبروتوكول وافق عليه مجلس المراجعة المؤسسية (IRB). تم إجراء جميع التجارب على الحيوانات وفقا للبروتوكول المعتمد من اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوان (IACUC).

1. إنشاء ونشر نماذج PDX عن طريق زرع الجناح

  1. إنشاء نماذج PDX
    1. بعد الاستئصال الجراحي للورم من المريض في غرفة العمليات ، قم بتخزين أنسجة الورم الطازجة في محلول مناسب (مثل DMEM) وضعها على الفور على الجليد. استخدم فائض من محلول التخزين (>10 مل) لضمان غمر الأنسجة بالكامل.
    2. نقل الأنسجة إلى طبق زراعة الأنسجة وشطف مع 5 مل DPBS.
      ملاحظة: ينبغي إجراء هذه الخطوة في خزانة السلامة الأحيائية باستخدام تقنيات التعقيم. يجب اتخاذ الاحتياطات من خلال ارتداء معدات الحماية الشخصية المناسبة (PPE) للحماية من العوامل المعدية البشرية المحتملة.
    3. إزالة المناطق الميتة من الورم.
      ملاحظة: يمكن التعرف على هذا على أنه منطقة طرية بيضاء باتجاه مركز الأنسجة.
    4. قطع الأنسجة المتبقية إلى قطع 2 × 2 × 2 مم تقريبا.
    5. نقل الأنسجة إلى أنبوب طرد مركزي دقيق يحتوي على عامل النمو خفضت مصفوفة الغشاء القاعدي وتخزينها على الجليد. تأكد من استخدام مصفوفة غشاء قاعدي كافية (>200 ميكرولتر) لغمر كل قطعة نسيج بالكامل.
    6. حفظ الأنسجة المتبقية التي لن يتم زرعها بالتبريد وفقا للبروتوكول الموضح في الخطوة 1.3.
    7. تخدير الحيوان في غرفة التعريفي مع 2-5 ٪ isoflurane والأكسجين. بمجرد التخدير ، انقل الحيوان إلى مخروط الأنف للحفاظ على التخدير بنسبة 1.5-2.5٪ إيزوفلوران مع إمداد مستمر بالأكسجين. تأكد من عمق التخدير عن طريق عدم وجود منعكس الدواسة. ضع مرهم العيون البيطري لمنع جفاف العين أثناء الجراحة. توفير الدعم الحراري للحيوان طوال العملية حتى يتعافى الحيوان.
    8. تحديد موقع الزرع على الماوس.
      ملاحظة: يجب أن يكون هذا على الجانب الأيمن أو الأيسر من الفأر ، وعادة ما يتم تمييزه بشكل جانبي على جانب منطقة البطن ، ذيلية حتى القفص الصدري.
    9. لتحضير المنطقة الجراحية ، حلق الفراء وتطهيره بثلاثة دعك متناوبة من بوفيدون اليود و 70٪ إيثانول.
    10. باستخدام ملقط ، ارفع جلد الماوس وقم بعمل شق 0.5-1 سم على الجلد.
    11. أدخل مقصا جراحيا ببطء تحت الجلد في موقع الشق لإنشاء جيب (بعمق 0.5-1 سم) في المساحة تحت الجلد.
    12. ضع قطعة ورم واحدة بعناية في الجيب وادفعها وادفعها إلى أسفل الجيب لمنع الورم من الانزلاق.
    13. أغلق الشق باستخدام خيوط جراحية من النايلون 4-0.
      ملاحظة: يمكن أيضا استخدام طرق إغلاق الجرح الأخرى مثل الغرز غير القابلة للامتصاص أو القابلة للامتصاص ومشابك الجرح.
    14. نقل الماوس مرة أخرى إلى القفص ومراقبة تعافي الحيوان من التخدير ، حتى يصبح الإسعافية.
      ملاحظة: المسكنات غير مطلوبة ولكن يمكن إعطاؤها إذا لوحظ الألم في الفئران.
    15. مراقبة نمو الورم أسبوعيا. من المتوقع وجود ورم واحد لكل فأر.
      ملاحظة: يبدو أن حجم الورم عند الزرع ينخفض في البداية ولكن هذا ليس مدعاة للقلق. يعتبر الورم قد أخذ بمجرد أن يصبح ملموسا ويدخل مرحلة نمو لوغاريتمي. يمثل هذا المقطع الأول جيل F0.
    16. بمجرد أن تبدأ الأورام في النمو ، قم بقياس الأورام ثلاث مرات في الأسبوع. قياس طول وعرض الأورام مع الفرجار. لحساب حجم الورم ، استخدم الصيغة: الطول × العرض × العرض / 2.
    17. القتل الرحيم للفئران المزروعة بأورام PDX عندما يكون قطر الأورام أكبر من 15 مم باستخدام أطول جانب من الورم. أداء القتل الرحيم عن طريق استنشاق CO 2 في غرفة تحريض CO2 ، تليها خلع عنق الرحم كطريقة ثانوية.
    18. استئصال الورم من جناح الحيوان عن طريق إجراء شق. تشريح الورم المستأصل بلطف بمقص وملقط حاد. للقيام بذلك ، قم أولا بقطع الجلد الموجود أعلى الورم ، ثم قطع الورم بعيدا عن طبقة العضلات تحته.
    19. نقل أنسجة الورم إلى >10 مل من محلول تخزين مناسب (مثل DMEM). ضعه على الفور على الجليد. يمكن حفظ هذا الورم بالتبريد أو نقله إلى مجموعة أخرى من الفئران. اعتبر هذا المقطع F1.
      ملاحظة: المرور مرة أخرى من شأنه أن يجعل مرور الورم F2 وهكذا.
  2. انتشار نماذج PDX
    1. ابدأ بالورم المقطوع المحفوظ في محلول التخزين من الخطوة 1.1.19.
    2. انقل المنديل إلى طبق زراعة الأنسجة واشطفه ب 5 مل DPBS.
    3. إزالة المناطق الميتة من الورم.
    4. قطع الأنسجة إلى قطع 2 × 2 × 2 مم تقريبا.
    5. نقل الأنسجة إلى أنبوب طرد مركزي دقيق يحتوي على مصفوفة غشاء قاعدي مخفضة عامل النمو (>200 ميكرولتر) وتخزينها على الجليد.
    6. حفظ الأنسجة المتبقية التي لا تستخدم للتكاثر بالتبريد وفقا للبروتوكول الموضح في الخطوة 1.3.
    7. تخدير الحيوان في غرفة التعريفي مع 2-5 ٪ isoflurane والأكسجين. بمجرد التخدير ، انقل الحيوان إلى مخروط الأنف للحفاظ على التخدير بنسبة 1.5-2.5٪ إيزوفلوران مع إمداد مستمر بالأكسجين. تأكد من عمق التخدير عن طريق عدم وجود منعكس الدواسة. ضع مرهم العيون البيطري لمنع جفاف العين أثناء الجراحة. توفير الدعم الحراري للحيوان طوال العملية حتى يتعافى الحيوان.
    8. تحديد موقع الزرع على الماوس.
      ملاحظة: يجب أن يكون هذا على الجانب الأيمن أو الأيسر من الفأر ، بشكل عام في منطقة البطن ، ذيلية حتى القفص الصدري.
    9. لتحضير المنطقة الجراحية ، حلق الفراء وتطهيره بثلاثة دعك متناوبة من بوفيدون اليود و 70٪ إيثانول.
    10. قم بعمل شق 0.5-1 سم على جانب واحد من الماوس.
    11. أدخل مقصا جراحيا ببطء تحت الجلد عند الشق لإنشاء جيب (بعمق 0.5-1 سم) في المساحة تحت الجلد.
    12. ضع قطعة ورم واحدة بعناية في الجيب وادفعها إلى أسفل الجيب لمنع الورم من الانزلاق.
    13. أغلق الشق باستخدام خيوط جراحية من النايلون 4-0 أو طرق أخرى لإغلاق الجرح.
    14. نقل الماوس مرة أخرى إلى القفص ومراقبة تعافيه من التخدير ، حتى يصبح متنقلا.
      ملاحظة: المسكنات غير مطلوبة ولكن يمكن إعطاؤها إذا لوحظ الألم في الفئران.
    15. أثناء الكمون (مرحلة عدم النمو) ، راقب نمو الورم أسبوعيا. من المتوقع وجود ورم واحد لكل فأر.
      ملاحظة: يبدو أن حجم الورم عند الزرع ينخفض في البداية ولكن هذا ليس مدعاة للقلق. يعتبر الورم مأخوذا بمجرد أن يصبح واضحا ويبدأ في النمو باستمرار.
    16. بمجرد أن تبدأ الأورام في النمو ، قم بقياس الأورام ثلاث مرات في الأسبوع. قياس طول وعرض الأورام مع الفرجار. احسب حجم الورم باستخدام الصيغة: الطول × العرض × العرض / 2.
    17. القتل الرحيم للفئران المزروعة بأورام PDX عندما يكون قطر الأورام أكبر من 15 مم باستخدام أطول جانب من الورم. أداء القتل الرحيم عن طريق استنشاق CO2 في غرفة تحريض CO2 ، تليها خلع عنق الرحم كطريقة ثانوية.
    18. استئصال الورم من جناح الحيوان عن طريق إجراء شق وتشريح الورم بلطف بمقص وملقط حاد.
    19. انقل أنسجة الورم إلى >10 مل من محلول تخزين مناسب (مثل DMEM) ثم ضعها على الثلج على الفور.
  3. الحفظ بالتبريد لأورام PDX
    1. القتل الرحيم للفئران المزروعة بأورام PDX عندما يكون قطر الأورام أكبر من 15 مم باستخدام أطول جانب من الورم. أداء القتل الرحيم عن طريق استنشاق CO 2 في غرفة تحريض CO2 ، تليها خلع عنق الرحم كطريقة ثانوية.
    2. استئصال الورم من جناح الحيوان عن طريق إجراء شق وتشريح الورم بلطف بمقص وملقط حاد.
    3. انقل أنسجة الورم إلى >10 مل من محلول تخزين مناسب (مثل DMEM) ثم ضعها على الثلج على الفور.
    4. انقل المنديل إلى طبق زراعة الأنسجة واشطفه ب 5 مل DPBS.
    5. إزالة المناطق الميتة من الورم.
    6. قطع الأنسجة إلى قطع 2 × 2 × 2 مم تقريبا.
    7. انقل الأنسجة إلى أنابيب التبريد التي تحتوي على 20٪ DMEM و 70٪ FBS و 10٪ DMSO.
    8. انقل أنابيب التبريد إلى حاوية الحفظ بالتبريد وضعها في مجمد -80 درجة مئوية.
    9. عندما يتم تبريد أنابيب التبريد إلى -80 درجة مئوية ، قم بنقلها إلى تخزين النيتروجين السائل.

2. طرق التلقيح للدراسات قبل السريرية

  1. زرع الجناح تحت الجلد.
    ملاحظة: يمكن استخدام زرع الجناح تحت الجلد لسهولة ويمكن أن يكون مفيدا لدراسة جميع خطوات الشلال النقيلي.
    1. استخدم أورام PDX المتنامية أو أورام PDX المحفوظة بالتبريد لزراعة الخاصرة الأولية.
    2. لزراعة أورام PDX ، القتل الرحيم للفئران باستخدام طريقة معتمدة من IACUC عندما يكون طول الأورام أكبر من 15 مم ؛ استئصال الورم ونقل أنسجة الورم إلى محلول تخزين مناسب (مثل DMEM) ووضعه على الفور على الجليد.
    3. بالنسبة لأورام PDX المحفوظة بالتبريد ، قم بإذابة أنسجة PDX المحفوظة بالتبريد بسرعة عن طريق غمرها في حمام مائي 37 درجة مئوية.
    4. اتبع الخطوات 1.2.2-1.2.19.
  2. زرع تقويم العظام عن طريق الحقن داخل الجمجمة في الدماغ.
    ملاحظة: يمكن استخدام هذا النموذج لاختبار فعالية الأدوية لعبور BBB ودراسة استعمار الورم. يشير هذا القسم في المقام الأول إلى استخدام مجموعة تفكك الورم (انظر جدول المواد). تتطلب أنواع الأنسجة المختلفة بروتوكولات تفكك مختلفة. يوصى بأن يقوم المستخدم باختبار البروتوكول وتحسينه لزيادة كفاءة التفكك.
    1. القتل الرحيم للفئران المزروعة بأورام PDX باستخدام طريقة معتمدة من IACUC عندما يكون طول الأورام أكبر من 15 مم.
    2. في ظل ظروف معقمة في خزانة السلامة الحيوية ، قم باستئصال أورام PDX جراحيا وتخزينها في DMEM على الجليد.
    3. قم بإعداد محلول التفكك في الأنبوب المناسب عن طريق إضافة مزيج الإنزيم إلى DMEM كما هو موضح في بروتوكول الشركة المصنعة.
    4. اغسل الورم في 5 مل DPBS في طبق زراعة الأنسجة.
    5. إزالة المناطق الميتة من الورم.
    6. قطع الورم إلى قطع صغيرة طولها 2-4 مم.
    7. نقل قطع الورم إلى الأنبوب الذي يحتوي على مزيج الإنزيم.
    8. قم بتوصيل الأنبوب بجهاز فك الأنسجة وقم بتشغيل البرنامج المناسب لنوع الأنسجة. استشر بروتوكول الشركة المصنعة لتشغيل البرنامج المناسب ووقت التفكك المطلوب.
    9. بعد الانتهاء من البرنامج ، قم بتصفية الخلايا من خلال مصفاة خلية 70 ميكرومتر.
    10. اغسل مصفاة الخلية ب 20 مل من DMEM.
    11. أجهزة الطرد المركزي الخلايا المنفصلة عند 300 × جم لمدة 7 دقائق.
    12. نضح الطافع وإعادة تعليق الخلايا في DPBS.
    13. عد الخلايا وخففها إلى التركيز المطلوب.
    14. قم بإعداد الإطار التجسيمي وفقا لتعليمات الشركة المصنعة وقم بإعداد وسادة تدفئة للفئران. تعقيم جميع المناطق بنسبة 70٪ من الإيثانول.
    15. تخدير الحيوان في غرفة التعريفي مع 2-5 ٪ isoflurane والأكسجين. بمجرد التخدير ، انقل الحيوان إلى مخروط الأنف للحفاظ على التخدير بنسبة 1.5-2.5٪ إيزوفلوران مع إمداد مستمر بالأكسجين. تأكد من عمق التخدير عن طريق عدم وجود منعكس الدواسة. ضع مرهم العيون البيطري لمنع جفاف العين أثناء الجراحة. توفير الدعم الحراري للحيوان طوال العملية حتى يتعافى الحيوان.
    16. تحضير المنطقة الجراحية عن طريق حلق الفراء على رأس الفأر لكشف فروة الرأس.
    17. تزويد الفأر بالمسكن المناسب ، مثل جرعة واحدة من 1 ملغ / كغ من البوبرينورفين الإفراج المستمر (SR) تدار عن طريق الحقن تحت الجلد.
    18. نقل الماوس إلى الإطار المجسم. تأكد من أن الماوس يعض على كتلة اللدغة. استخدم قضبان الأذن لتأمين رأس الماوس بإحكام.
      ملاحظة: يتم تأمين الماوس بشكل صحيح إذا لم يتحرك الرأس عند دفعه برفق بالملقط.
    19. تطهير المنطقة حلق مع ثلاثة الدعك بالتناوب من البوفيدون اليود و 70 ٪ من الإيثانول.
    20. قم بعمل شق طولي 5-7 مم على فروة الرأس لكشف الجمجمة وسحب فروة الرأس.
    21. اكشط السمحاق بأداة جراحية حادة مثل الملقط.
    22. حدد موقع bregma على الجمجمة.
    23. ضع إبرة إطار التوضيع التجسيمي أعلى bregma وأعد تعيين الإحداثيات إلى 0 أو لاحظ الإحداثيات على الذراع.
    24. حرك الذراع 1 مم خلفي (ذييلي) و 1 مم جانبي ، يمين خط الوسط.
    25. ضع علامة على هذا الموقع بعلامة دائمة. إذا كان الذراع يحتوي على فتحة للمحقنة ، فقم بتوصيل علامة بفتحة المحقنة لتحديد الموقع.
    26. حفر ثقب لدغ صغير في الجمجمة في هذا الموقع. لا تمارس الكثير من الضغط لمنع الحفر في الدماغ.
    27. قم بتحميل حقنة هاميلتون 5 ميكرولتر ، 26 جم مع 5-10 × 104 خلايا ، بحجم 1-2 ميكرولتر ، ونعلق على الذراع المجسم.
    28. أدخل ببطء إبرة حقنة هاملتون 2 مم في الدماغ.
    29. ابدأ في حقن الخلايا بالمعدل المطلوب ، عادة 0.2-0.5 ميكرولتر / دقيقة.
    30. بعد اكتمال الحقن ، اسحب الإبرة ببطء من الدماغ.
    31. املأ حفرة الأزيز بشمع العظام.
    32. أغلق الشق بالغرز الجراحية أو الغراء الجراحي.
    33. نقل الماوس مرة أخرى إلى القفص ومراقبة تعافيه من التخدير.
    34. مراقبة حالة الحيوانات بانتظام والقتل الرحيم عند الوصول إلى معايير نقطة النهاية الإنسانية في البروتوكول المعتمد.
      ملاحظة: يؤدي نمو الورم الناجح في الدماغ إلى تدهور حالة الحيوان ، والتي غالبا ما تظهر مع إمالة الرأس ، ومعطف الشعر الخشن ، والجسم المنحني ، والعينين المحدقتين ، وانخفاض النشاط ، وانخفاض درجة حالة الجسم (BCS < 2).
    35. إجراء تشريح على الحيوانات القتل الرحيم ، تليها التحليل النسيجي لتأكيد وجود أورام في الدماغ. سجل طول الوقت المستغرق من الزرع إلى القتل الرحيم.
  3. زرع نماذج PDX عن طريق الحقن داخل القلب
    ملاحظة: يمكن استخدام هذا النموذج لدراسة انتحاء الأعضاء بمجرد تداول الخلايا السرطانية. يستخدم هذا القسم أيضا مجموعة تفكك الورم ويتطلب التحسين حسب نوع الأنسجة.
    1. اتبع الخطوات 2.2.1-2.2.13.
    2. تخدير الحيوان في غرفة التعريفي مع 2-5 ٪ isoflurane والأكسجين. بمجرد التخدير ، انقل الحيوان إلى مخروط الأنف للحفاظ على التخدير بنسبة 1.5-2.5٪ إيزوفلوران مع إمداد مستمر بالأكسجين. تأكد من عمق التخدير عن طريق عدم وجود منعكس الدواسة. ضع مرهم العيون البيطري لمنع جفاف العين أثناء الجراحة. توفير الدعم الحراري للحيوان طوال العملية حتى يتعافى الحيوان.
    3. ثم ضع الماوس في وضع ضعيف.
    4. لتحضير المنطقة الجراحية على الصدر ، احلق الفراء وقم بتطهيره بثلاثة دعك متناوبة من البوفيدون اليود و 70٪ إيثانول.
    5. ارسم 0.5-10 × 105 خلايا في حقنة على إبرة 28 جم ، حتى حجم 100 ميكرولتر.
      ملاحظة: يختلف عدد الخلايا المطلوبة اعتمادا على عدوانية النموذج ويجب تحديد العدد الأمثل للخلايا تجريبيا لكل نموذج.
    6. حدد موقع الحقن (يسار قليلا من عظم الفأر وفي منتصف الطريق بين الشق القصي وعملية xyphoid ).
    7. أدخل الإبرة عموديا في الماوس في موقع الحقن.
    8. لاحظ الدخول الناجح إلى البطين الأيسر من خلال تدفق الدم الذي يدخل المحقنة. توزيع الخلايا ببطء في البطين الأيسر دون تحريك الإبرة.
    9. اسحب الإبرة ببطء عموديا من الماوس.
    10. ضع قطعة من الشاش المعقم على موقع الحقن واضغط لمدة 1 دقيقة تقريبا حتى يتوقف النزيف ، مع السماح بحركة الصدر للتنفس.
    11. أخرج الماوس من التخدير واتركه يتعافى على وسادة ساخنة.
      ملاحظة: يؤدي نمو الورم الناجح إلى تدهور حالة الحيوان ، والتي غالبا ما تظهر مع معطف الشعر المكشكش ، والجسم المنحني ، والعيون المحدقة ، وانخفاض النشاط ، وانخفاض درجة حالة الجسم (BCS < 2).
    12. مراقبة حالة الحيوانات بانتظام والقتل الرحيم عند الوصول إلى معايير نقطة النهاية الإنسانية في البروتوكول المعتمد.
    13. إجراء تشريح لتحديد النقائل على الحيوانات القتل الرحيم ، تليها التحليل النسيجي لتأكيد وجود الأورام في العضو المستهدف. سجل طول الوقت المستغرق من الحقن داخل القلب إلى القتل الرحيم.

النتائج

تعد أورام PDX التي تنتشر على الأجنحة هي الأسهل في الزرع والمراقبة والاستئصال ، ويوصى بها عموما للإنشاء الأولي لأورام PDX وانتشارها (الشكل 1). عند إنشاء أو نشر أورام PDX ، من الحكمة زرع أورام في متعددة ، حيث قد يختلف معدل أخذ الورم ولن تأخذ كل قطعة من الورم الفئران دائما. تم تطوير طرق لإنشاء ونشر ورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي PDXs مباشرة في الدماغ13. ومع ذلك ، لا تزال هذه الطرق أكثر صعوبة مع انخفاض معدلات التناول والأورام أكثر صعوبة في الانتشار والمراقبة من زرع الجناح.

إذا لم تكن أورام المريض متاحة بسهولة ، فيمكن أيضا الحصول على أورام PDX النقيلي في الجهاز العصبي المركزي من مجموعة متنوعة من المصادر ، بما في ذلك مستودعات المختبرات الأكاديمية أو الشركات التجارية. بعد الحصول على الأورام ، ستكون الأولوية الأولى هي نشر أكبر قدر ممكن من المواد وحفظها بالتبريد ، مما يضمن الحفاظ على عدد كبير من أورام المرور المنخفض. وهذا يضمن توفر مواد كافية لعدد غير محدد من الدراسات اللاحقة مع نماذج PDX. مثل الكثير من خطوط الخلايا الخالدة ، يجب حفظ أورام PDX بالتبريد واستخدامها بأعداد مرور منخفضة ، حيث يؤدي الانجراف الجيني إلى تغييرات في النمط الظاهري والنمط الجيني ل PDXs بمرور الوقت12،14،15. بغض النظر عن مصدر أورام PDX ، من المهم إجراء فحص متكرر لمستعمرات PDX والفئران لكل من مسببات الأمراض البشرية والفئران ، مثل فيروس نقص المناعة البشرية والتهاب الكبد للبشر و Corynebacterium bovis للفئران. سيؤدي ذلك إلى الحد من انتشار مسببات الأمراض غير المرغوب فيها من PDX إلى كل من الفرد الذي يتعامل معها والفئران الأخرى في الدراسة وبيت الحيوان.

يمكن استخدام طرق الزرع الموصوفة هنا لدراسة بيولوجيا الورم ، وتقييم جوانب متعددة من الشلال النقيلي ، وللدراسات قبل السريرية. الميزة الرئيسية لزراعة الجناح هي سهولة مراقبة الورم بمرور الوقت ، حيث تكون الأورام مرئية ، ويمكن قياس نموها بسهولة باستخدام الفرجار. يمكن أن تكون هذه الطريقة مكانا جيدا للبدء في تحديد جدوى هدف الدواء. يفضل الزرع داخل الجمجمة إذا كان وجود البيئة المكروية للدماغ مهما ويمكن أن يغير النمو أو المظهر الجزيئي للورم. بالإضافة إلى ذلك ، يضع الزرع داخل الجمجمة الورم خلف حاجز الدم في الدماغ (BBB) ، مما يجعله ضروريا للدراسات قبل السريرية التي تدرس فعالية الأدوية المطلوبة لاجتياز BBB. ومع ذلك ، من الصعب مراقبة نمو أورام PDX ويتطلب التصوير الإشعاعي أو التصوير الحيوي إذا تم تصنيف الخلايا. تتطلب معرفة متى تبدأ العلاج الدوائي قبل السريري إما بيانات التصوير لمراقبة النمو أو معرفة متوسط بقاء الفئران التي تحمل ورم PDX معين. علاوة على ذلك ، يتجاوز الزرع داخل الجمجمة جميع الخطوات الأساسية للسلسلة النقيلي ، مما يجعله مناسبا فقط لدراسة فعالية الدواء والبيئة المكروية للورم داخل الدماغ. على الرغم من الاختلافات في البيئة المكروية للورم ، فإن مورفولوجيا أورام PDX متشابهة بغض النظر عن موقع الزرع كما يمكن رؤيته في ورم PDX هذا (CM04) المشتق من ورم خبيث في الدماغ نشأ من ورم أولي صغير الخلايا في سرطان الرئة (الشكل 2). يمكن ملاحظة مورفولوجيا سرطان الرئة ذو الخلايا الصغيرة للخلايا السرطانية ذات النوى الصغيرة والسيتوبلازم الضئيل في ورم الجناح والورم داخل الجمجمة وورم خبيث في البطن ناتج عن الحقن داخل القلب. علاوة على ذلك ، لوحظ سابقا ورم خبيث عفوي من الأورام المزروعة في الجناح12 ، مما يشير إلى أن العمليات النقيلية مثل intravasation ، و extravasing ، والاستعمار يمكن تلخيصها ودراستها في أورام الجناح التي لن تكون ممكنة مع أورام تقويم العظام في الدماغ. بشكل عام ، لوحظ أن زرع الجناح هو طريقة مناسبة لدراسة بيولوجيا ورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي وإجراء الدراسات قبل السريرية.

غالبا ما يستخدم الحقن داخل القلب لدراسة انتحاء الأعضاء والإمكانات النقيلية للأورام. يجب أن تخضع الخلايا السرطانية المحقونة لعدة خطوات من السلسلة النقيلية ، بما في ذلك بقاء الدورة الدموية ، والإسراف ، واستعمار الموقع النقيلي. مثل الكثير من الحقن التقويمي في الدماغ ، قد يكون من الصعب تتبع تقدم ورم خبيث الورم دون التصوير الإشعاعي أو وضع العلامات على الخلايا. ومع ذلك ، كما هو الحال مع زرع تقويم العظام ، يؤدي التلقيح الناجح إلى تدهور حالة الحيوانات بمرور الوقت مع انتشار الورم. يوضح الشكل 3 أ ورم خبيث في الدماغ بعد الحقن داخل القلب في نموذج PDX لورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي ، M2 ، والذي نشأ من سرطان الجلد. أدى الحقن داخل القلب لورم PDX (CM04) إلى ورم خبيث في تجويف البطن والكبد (الشكل 3B). الأعضاء الأخرى التي تم تقييمها ، مثل الرئة والكلى والمبيضين لم يكن لها نقائل مرئية.

figure-results-1
الشكل 1: مخطط انسيابي يوضح سير العمل العام لإنشاء ونشر واستخدام PDX للدراسات قبل السريرية. لكل طريقة تلقيح ، يتم سرد خطوات الشلال النقيلي المعني أسفل كل طريقة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-2
الشكل 2: أنسجة أورام PDX باتباع طرق التلقيح المختلفة. تلطيخ الهيماتوكسيلين ويوزين (H&E) لورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي PDX نشأ من سرطان الرئة ذو الخلايا الصغيرة (CM04) المزروع في الفئران التي تعاني من نقص المناعة بالطرق الثلاث لها سمات مرضية ومورفولوجية مماثلة للورم لسرطانات الرئة ذات الخلايا الصغيرة ، مع نوى صغيرة وسيتوبلازم ضئيل. تظهر لوحة الحقن داخل القلب ورم خبيث في البطن. تتضح أعشاش الخلايا الصغيرة الحجم ونسبة النواة إلى السيتوبلازم العالية في جميع الصور الثلاث. تم التقاط الصور على ماسح ضوئي للشرائح وتكبيرها إلى 10x. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-3
الشكل 3: النقائل التي لوحظت بعد الحقن داخل القلب. تلطيخ H&E للأنسجة ذات ورم خبيث مرئي أثناء التقييم عن طريق التشريح بعد الحقن داخل القلب ل (A) M2 و (B) CM04. تم التقاط الصور (A) على ماسح ضوئي للشرائح وتكبيرها إلى 1x (يسار) أو 20x (يمين) أو (B) على مجهر عادي عند تكبير 10x. تم تعديل هذا الرقم من منشورنا السابق12. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

المناقشة

في المخطوطة الحالية ، تم تفصيل طرق إنشاء PDX ونشرها. كما تم عرض ثلاث طرق تلقيح مختلفة يمكن استخدامها لإجراء دراسات قبل السريرية عند تقييم ورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي. يجب أن تعتمد طريقة الاختيار على أهداف التجربة. في بعض الحالات ، سيكون من المفيد استخدام أكثر من طريق تلقيح واحد. على سبيل المثال ، يوفر زرع الجناح تحت الجلد نهجا بسيطا لدراسة فعالية الدواء على نمو الورم وتقييم الدواء على هدفه ، كما أنه يوفر صورة مرئية لحجم الورم يمكن مراقبتها وقياسها بسهولة. ومع ذلك ، بمجرد تحديد الجدوى المستهدفة وخصائص النمو المضادة للورم ، يمكن للمرء إجراء دراسة تقويمية لتقييم فعالية البيولوجيا لعبور BBB ودراسة تأثيرها داخل البيئة المكروية لورم الدماغ. أيضا ، يتم تقييم البقاء على قيد الحياة بشكل أفضل في دراسات الحقن التقويمي وداخل القلب.

غالبا ما يكون الحقن داخل الجمجمة لنماذج PDX لورم خبيث في الدماغ هو النموذج قبل السريري المفضل بسبب وجود البيئة المكروية للدماغ و BBB. ومع ذلك ، فقد أظهرت الدراسات أن النقائل الدماغية لديها القدرة على تعديل BBB ، مما يؤثر على نفاذية الجزيئات إلى الورم16. لن تنعكس هذه التغييرات في BBB عن طريق الأورام المزروعة داخل الجمجمة ، وبسبب هذه الدراسات الدوائية قبل السريرية قد لا تعكس بشكل كامل استجابة أورام المريض. حتى مع هذا التحذير ، يظل الحقن داخل الجمجمة أفضل طريقة لاختبار نفاذية وفعالية الأدوية لعبور BBB في النماذج قبل السريرية. التحدي الآخر مع النماذج داخل الجمجمة هو أنها صعبة لمراقبة نمو الورم وتتطلب استخدام تقنيات التصوير. تم استخدام النقل الفيروسي ل PDXs مع علامات الفلورسنت أو التوهج الحيوي تقليديا ولكن يمكن أن يكون من الصعب القيام به. ومع ذلك ، يتم تطوير العديد من تقنيات التصوير لاستخدامها في الفئران التي لا تتطلب إدخال علامات ، والتي يمكن أن تحسن سهولة مراقبة أورام الدماغ العظمية هذه للدراسات قبل السريرية. وتشمل هذه تقنيات التصوير مثل التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI) والتصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني (PET) والتصوير المقطعي المحوسب الدقيق (micro-CT). أخيرا ، قد لا يعكس الحقن داخل الجمجمة بدقة البيئة المكروية لنقائل الجهاز العصبي المركزي خارج الدماغ ، كما هو الحال في ورم خبيث ليبتومينينجي. في هذه الحالة ، يمكن إجراء الحقن في الصهريج الكبير لتمثيل النقائل leptomeningeal بشكل أكثر دقة17.

يعد توصيف كل من السمات المظهرية والجزيئية لنموذج PDX أمرا مهما لاختيار أفضل النماذج للدراسات قبل السريرية. يمكن أن يتراوح زمن انتقال الورم من 7 إلى 140 يوما ويمكن أن تكون معدلات الاستلام متغيرة للغاية12. يجب أن يعتمد العدد الأمثل للحيوانات المراد زرعها وتوقيت بدء العلاج على خصائص كل نموذج PDX ويجب تحديده تجريبيا. علاوة على ذلك ، فإن المظهر الجزيئي لأورام PDX مهم أيضا لاختيار نماذج PDX الأكثر تمثيلا للدراسات قبل السريرية. كلما كان النموذج أقرب جزيئيا يمثل أنسجة المتبرع كلما كان من المرجح أن يكون أكثر تنبؤا بالاستجابة السريرية. أيضا ، من الأهمية بمكان التأكد من أن الأهداف المختارة من البيانات البشرية موجودة في PDXs التي يتم اختيارها للدراسات ويتم الحفاظ عليها عبر بضعة أجيال ، كما هو موضح يرتبط التعاقب النسيلي بملف تعريف جينومي مختلف للاستنساخ السائد الحالي. في ضوء ذلك ، تم وصف الملامح الظاهرية والجزيئية لأورام PDX النقيلي في الجهاز العصبي المركزي على نطاق واسع على مدى أجيالمتعددة 12.

على الرغم من المزايا العديدة لاستخدام نماذج PDX النقائل في الجهاز العصبي المركزي ، إلا أن هناك العديد من القيود المتعلقة باستخدامها. أولا ، تعد البيئة المكروية البديلة للورم وخاصة نقص الجهاز المناعي قيودا موثقة جيدا لنماذج PDX18. يؤدي الطعم الأجنبي للورم البشري في الفئران إلى استبدال السدى البشري بسدى الفأر مع كل مرور لاحق ويتم استبدال السدى البشري بشكل عام بالكامل بعد عدة مقاطع19. ومع ذلك ، فإن الاختلافات في البيئة المكروية للورم لا تؤدي إلى اختلافات كبيرة في المظهر الجزيئي لأورام PDX المزروعة بالجناح مقارنة بورم المريضالأصلي 12 ، مما يشير إلى أن نماذج الجناح لا تزال تمثل نماذج تجريبية جيدة لدراسة ورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي. ثانيا ، يؤدي استخدام الحيوانات التي تعاني من نقص المناعة إلى نقص تسلل الخلايا المناعية في الورم واستجابة مناعية عامة من قبل المضيف ، مما يحد من الطريقة الأساسية التي يحاول بها المضيف مكافحة نمو السرطان12. في حين أن الفئران المتوافقة مع البشر المطعمة بالخلايا المناعية البشرية متاحة لدراسة تفاعلات خلايا مناعية معينة مع الورم ، لا يزال هناك العديد من الأسئلة والخلافات حول مناهج وطرق وتفسير تلك النتائج20.

في حين ثبت أن غالبية PDXs مستقرة وراثيا ، فقد أظهرنا نحن وآخرون أنه في حالات نادرة ، حتى في حالة عدم وجود علاجات أو ضغوط انتقائية خارجية أخرى ، يمكن أن تكون هناك تغييرات في استنساخ الأورام ، مثل استنساخ بسيط12،14،15. قد يؤدي هذا إلى تغييرات جذرية في المظهر الجزيئي ، مما يجعل الورم في النهاية لا يعكس الحيوانات المستنسخة السائدة في ورم المريض12. في حين أن PDXs التي تعرض التعاقب النسيلي يمكن أن يكون لها استخدام في الدراسات قبل السريرية ، فإن العديد من الجينات المخصصة للاستهداف (على سبيل المثال ، Her2) يمكن أن تضيع مع التعاقب النسيلي. لذلك ، يتم تشجيع الفحص المتكرر لنماذج PDX لتحديد ما إذا كانت لا تزال تحافظ على المظهر الجزيئي للاستنساخ المطلوب.

باختصار ، تمثل نماذج PDX نظاما نموذجيا ممتازا لدراسة ليس فقط ورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي ولكن أيضا أنواع الأورام الأخرى. وقد أظهر تطوير هذه النماذج أنها تعكس إلى حد كبير المظهر الظاهري والملف الجزيئي وعدم تجانس ورم خبيث في الجهاز العصبي المركزيالبشري 8،9،10،12. إنها بمثابة نماذج فعالة لدراسة كل من بيولوجيا ورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي وتعمل أيضا بشكل جيد كنماذج ما قبل السريرية ذات الصلة من الناحية الفسيولوجية ، لتحل محل نماذج خط الخلية المستخدمة بشكل مفرط المستخدمة تاريخيا في الدراسات في الجسم الحي لورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي. مما لا شك فيه أن الاختلافات بين PDX وورم المريض المتبرع موجودة12,18. معرفة ما هي هذه الاختلافات أمر مهم للتخطيط السليم وتنفيذ الدراسات قبل السريرية. أخيرا ، من خلال الاختيار بين العديد من طرق التلقيح ، فإن نماذج PDX متعددة الاستخدامات في استخدامها مما يسمح بدراسة جوانب متعددة من المرض. لا شك أن نماذج PDXs ستلعب دورا مهما في تعزيز فهمنا لورم خبيث في الجهاز العصبي المركزي وتطوير علاجات جديدة.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين أي إفصاحات.

شكر وتقدير

الشكل 3 أ مأخوذ من منشورنا السابق12 وتم إنشاؤه في مختبر الدكتور جان ساركاريا في Mayo Clinic.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
25G إبرةVWRBD305122
70 & مصفاة خلية mVWR21008-952
مناديل مبللة للإيثانول 70٪VWR470106-486
شمع العظامMedVetW31G-RL
CIEA NOG ماوستاكونيكNOG-F
DMEMTHERMOFisher11965092
Ethiqa XR (بوبرينورفين SR)MWI
FBSThermoFisher16000044
لطيف MACS C TubeMiltenyi130-093-237
gentleMACS Octo DissociatorMiltenyi130-095-937
حقنة هاميلتونSigma20919
عامل نمو Matrigel مخفض (GFR)Corning354230
مرهم العيونMedVetPH-PURALUBE-VET
PBS / DPBSThermoFisher14040133
Povidone مسحات اليودVWR15648-906
الإطار التجسيميStoelting51730
الحفر الجراحيStoelting58610
الغراء الجراحيMedVetVG3
خيوط جراحيةMedVetMMV-661-V
حقنةVWR53548-001
طقم تفكك الورمMiltenyi130-095-929
072117

المراجع

  1. Cruz-Munoz, W., Kerbel, R. S. Preclinical approaches to study the biology and treatment of brain metastases. Seminars in Cancer Biology. 21 (2), 123-130 (2011).
  2. Owonikoko, T. K., et al. Current approaches to the treatment of metastatic brain tumours. Nature Reviews. Clinical Oncology. 11 (4), 203-222 (2014).
  3. Salhia, B., et al. Integrated genomic and epigenomic analysis of breast cancer brain metastasis. PLoS One. 9 (1), 85448(2014).
  4. Kotecha, R., Gondi, V., Ahluwalia, M. S., Brastianos, P. K., Mehta, M. P. Recent advances in managing brain metastasis. F1000Research. 7, 1000(2018).
  5. DeRose, Y. S., et al. Tumor grafts derived from women with breast cancer authentically reflect tumor pathology, growth, metastasis and disease outcomes. Nature Medicine. 17 (11), 1514-1520 (2011).
  6. Klinghammer, K., et al. A comprehensively characterized large panel of head and neck cancer patient-derived xenografts identifies the mTOR inhibitor everolimus as potential new treatment option. International Journal of Cancer. 136 (12), 2940-2948 (2015).
  7. Lee, H. W., et al. Patient-derived xenografts from non-small cell lung cancer brain metastases are valuable translational platforms for the development of personalized targeted therapy. Clincal Cancer Research: An Official journal of the American Association of Cancer Research. 21 (5), 1172-1182 (2015).
  8. Ni, J., et al. Combination inhibition of PI3K and mTORC1 yields durable remissions in mice bearing orthotopic patient-derived xenografts of HER2-positive breast cancer brain metastases. Nature Medicine. 22 (7), 723-726 (2016).
  9. Oshi, M., et al. Novel breast cancer brain metastasis patient-derived orthotopic xenograft model for preclinical studies. Cancers (Basel). 12 (2), 444(2020).
  10. Garman, B., et al. Genetic and genomic characterization of 462 melanoma patient-derived xenografts, tumor biopsies, and cell lines. Cell Reports. 21 (7), 1936-1952 (2017).
  11. Krepler, C., et al. A comprehensive patient-derived xenograft collection representing the heterogeneity of melanoma. Cell Reports. 21 (7), 1953-1967 (2017).
  12. Tew, B. Y., et al. Patient-derived xenografts of central nervous system metastasis reveal expansion of aggressive minor clones. Neuro-Oncology. 22 (1), 70-83 (2020).
  13. Liu, Z., et al. Improving orthotopic mouse models of patient-derived breast cancer brain metastases by a modified intracarotid injection method. Scientific Reports. 9 (1), 622(2019).
  14. Davies, N. J., et al. Dynamic changes in clonal cytogenetic architecture during progression of chronic lymphocytic leukemia in patients and patient-derived murine xenografts. Oncotarget. 8 (27), 44749-44760 (2017).
  15. Eirew, P., et al. Dynamics of genomic clones in breast cancer patient xenografts at single-cell resolution. Nature. 518 (7539), 422-426 (2015).
  16. Arvanitis, C. D., Ferraro, G. B., Jain, R. K. The blood-brain barrier and blood-tumour barrier in brain tumours and metastases. Nature Reviews. Cancer. 20 (1), 26-41 (2020).
  17. Choi, S., et al. In vivo bioluminescence imaging for leptomeningeal dissemination of medulloblastoma in mouse models. BMC Cancer. 16 (1), 723(2016).
  18. Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: an emerging platform for translational cancer research. Cancer Discovery. 4 (9), 998-1013 (2014).
  19. Bradford, J. R., et al. Whole transcriptome profiling of patient-derived xenograft models as a tool to identify both tumor and stromal specific biomarkers. Oncotarget. 7 (15), 20773-20787 (2016).
  20. Yip, H., Haupt, C., Maresh, G., Zhang, X., Li, L. Humanized mice for immune checkpoint blockade in human solid tumors. American Journal of Clinical and Experimental Urology. 7 (5), 313-320 (2019).

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة