يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

نموذج جراحي معدل لإقفارية الأطراف الخلفية في ApoE-/- الفئران باستخدام شق مصغر

3.6K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/62402

⸱

مايو 13, 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Medical Faculty Manheim, Heidelberg University, 2European Center of Angioscience ECAS, Medical Faculty Manheim, Heidelberg University, 3Computer-Assisted Clinical Medicine, Mannheim Institute for Intelligent Systems in Medicine, Medical Faculty Mannheim, Heidelberg University, 4Cooperative Core Facility Animal Scanner ZI, Medical Faculty Mannheim, Heidelberg University

في هذه المقالة

ملخص

توضح هذه المقالة نهجا جراحيا فعالا لإنشاء نقص التروية الحاد في الفئران ذات الشق الصغير. ويمكن تطبيق هذا النهج من قبل معظم مجموعات البحوث دون أي تحسينات مختبرية.

الملخص

الغرض من هذه الدراسة هو إدخال وتقييم نهج جراحي معدل للحث على نقص التروية الحاد في الفئران التي يمكن تنفيذها في معظم مختبرات الحيوانات. خلافا للنهج التقليدي للربط المزدوج للشريان الفخذي (DLFA) ، تم إجراء شق أصغر على المنطقة الأربية اليمنى لفضح الشريان الفخذي القريب (FA) لأداء DLFA. ثم، باستخدام خياطة 7-0، تم سحب الشق إلى منطقة الركبة لفضح FA البعيدة. تم استخدام التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI) على الأطراف الخلفية الثنائية للكشف عن انسداد الاتحاد الإنجليزي بعد الجراحة. في 0, 1, 3, 5, و 7 أيام بعد الجراحة, تم تقييم الانتعاش الوظيفي للأطراف الخلفية بصريا ومتدرج باستخدام مقياس تارلوف. تم إجراء تقييم الهسطولوجيا بعد القتل الرحيم للحيوانات بعد 7 أيام من DLFA. تم تنفيذ الإجراءات بنجاح على الساق اليمنى في عشرة فئران ApoE-/- ، ولم تمت أي فئران أثناء الملاحظة اللاحقة. كانت أحجام الشق في جميع الفئران العشرة أقل من 5 مم (4.2 ± 0.63 مم). وأظهرت نتائج التصوير بالرنين المغناطيسي أن تدفق الدم FA في الجانب الإقفاري كان محظورا بشكل واضح. أظهرت نتائج مقياس Tarlov أن وظيفة الأطراف الخلفية انخفضت بشكل كبير بعد الإجراء وتعافى ببطء على مدى الأيام السبعة التالية. أظهر التقييم النسيجي استجابة التهابية كبيرة على الجانب الإقفاري وانخفاض كثافة الأوعية الدموية الدقيقة في الطرف الخلفي الإقفاري. في الختام، تقدم هذه الدراسة تقنية معدلة باستخدام شق مصغر لإجراء نقص التروية في الأطراف الخلفية (HLI) باستخدام DLFA.

المقدمة

هناك حاجة غير ملباة لنماذج الحيوانات قبل السريرية للبحث في أمراض الأوعية الدموية مثل أمراض الشرايين الطرفية (PAD). على الرغم من التطورات المتقدمة في التشخيص والعلاج ، كان هناك أكثر من 200 مليون مريض يعانون من PAD في عام 20181، وعددهم في تزايد مستمر. علىالرغممن أن العديد من النهج العلاجية الجديدة 2،3،4،5،6،7 قد وصفت ، الترجمة الناجحة لهذه الطرائق العلاجية في التطبيق السريري لا تزال مهمة شاقة. لذلك ، مطلوب نماذج تجريبية موثوقة ووثيقة الصلة في الجسم الحي تحاكي حالة المرض البشري للتحقيق في الآلية المحتملة وكفاءة هذه النهج العلاجية الجديدة لعلاج PAD6،7.

فرط الدهون و تصلب الشرايين (AS) هي عوامل الخطر الرئيسية لتطوير PAD. ApoE-/- الفئران (على نظام غذائي عالي الدهون) عرض التمثيل الغذائي للدهون غير طبيعية وفرط الدهون وتطوير في وقت لاحق لويحات تصلب الشرايين مما يجعل ApoE-/- الفئران كأفضل خيار لمحاكاة PAD ذات الصلة سريريا. يتم إنشاء نماذج HLI قبل السريرية من خلال الربط المزدوج للشريان الفخذي (DLFA) ، وهو النهج الأكثر استخداما في المختبرات في جميع أنحاء العالم8و9و10و 11و12و13و14و15 لمحاكاة نقص التروية الحاد على المزمن. ومع ذلك، يتطلب هذا النهج عادة شق كبير نسبيا والغازية. وعلاوة على ذلك، فإنه يؤدي حتما إلى الحيوانات (وخاصة الفئران) الذين يعانون من زيادة إصابة الألم والالتهاب، مما يؤثر أيضا على النتائج التجريبية اللاحقة5،6،16،17. تصف هذه الورقة نموذج HLI حاد على مزمن في APOE-/- الفئران باستخدام شق صغير جدا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

ملاحظة: تم تنفيذ جميع الإجراءات التجريبية وفقا للمبدأ التوجيهي للمفوضية الأوروبية EC 2010/63/EU وتمت الموافقة عليها من قبل التشريع الألماني المحلي (35-9185.81/G[1]239/18). عشرة ذكور ApoE-/- الفئران مع C57BL/6J الخلفية, وزنها 29.6-38.0 غرام, تم إيواء على 12 ساعة ضوء / دورة الظلام وتغذية نظام غذائي غربي (1.25٪ الكوليسترول و 21٪ الدهون) والمياه الإعلانية libitum لمدة 12 أسبوعا من سن 8 أسابيع. تم إجراء HLI على الفئران البالغة من العمر 20 أسبوعا كما هو موضح أدناه.

1. التعريفي من HLI في ApoE-/- الفئران

  1. إعداد المعدات والأدوات اللازمة للجراحة (انظر جدول المواد والشكل 1). تعقيم الأدوات الجراحية عن طريق الالاستعباد التلقائي قبل الاستخدام واستخدام معقم حبة الزجاج أثناء العملية.
  2. تخدير الماوس مع حقن تحت الجلد (S.C.) من خليط من ميدازولام (5 ملغ / كغ), ميدتوميدين (0.05 ملغ / مل / كجم), والفنتانيل (0.5 ملغ / كغ) قبل جميع العمليات الجراحية.
    1. بعد بداية التخدير، استخدم مرهم الطبيب البيطري على العينين لمنع الجفاف، وتأكد من عدم وجود منعكس انسحاب دواسة في الأمامية والطرف الخلفي.
  3. بعد ذلك ضع الماوس على وسادة التدفئة للحفاظ على درجة حرارة الجسم الأساسية في حوالي 37 درجة مئوية. باستخدام مسحات القطن وكريم إزالة الشعر، وإزالة الشعر بعناية من الجلد الطرف الخلفي على الجانب الأيمن.
    ملاحظة: يجب استخدام كريم إزالة الشعر بكمية كافية لتغطية الأطراف الخلفية، وخاصة المنطقة الأربية حيث سيتم إجراء الشق. يجب استخدام كريم إزالة الشعر لمدة أقل من 3 دقائق وينبغي إزالته بعد ذلك بمسحات القطن الرطبة 2 إلى 3 مرات.
  4. ضع الماوس في وضع السطخ على وسادة التدفئة تحت مجهر تشريح. استخدام مطهر الجلد (انظر جدول المواد)لتطهير الجلد من الماوس. بعد ذلك، استخدم ملقط مدبب ومقص جراحي لإجراء شق 3-4 ملم تقريبا في وسط المنطقة الأربية. راجع الشكل 2 للحصول على تخطيطي للإجراء.
  5. إزالة الأنسجة الدهنية تحت الجلد بعناية مع مساعدة من ملقط مدببة غرامة لفضح حزمة الأوعية الدموية العصبية الفخذية القريبة. استخدام بعناية ملقط مدببة غرامة لاختراق غشاء غمد الفخذ. استخدم مسحة قطنية مبللة بالمحلول الملحي لتحريك الشريان الفخذي (FA) بعناية بعيدا عن العصب الفخذي (FN) والوريد الفخذي (FV).
  6. تمرير اثنين من الغرز 7-0 القابلة للامتصاص من خلال الاتحاد الانجليزي القريب، وجعل عقدة مزدوجة باستخدام مقص الربيع لتعبر الاتحاد الانجليزي بين العلاقات اثنين.
  7. لكشف الاتحاد الإنجليزي القاصي، مرر خياطة قابلة للامتصاص 7-0 من خلال الحافة السفلية للشق واسحب الشق برفق إلى منطقة الجانب الأيمن من الركبة في الطرف الخلفي.
  8. تحريك الأنسجة تحت الجلد جانبا بعناية لفضح حزمة العصبية الوعائية. استخدام ملقط مدببة غرامة لاختراق غشاء غمد الفخذ، وتشريح الاتحاد الانجليزي من FV وFN.
  9. تمرير اثنين من الغرز 7-0 قابلة للامتصاص من خلال الاتحاد الانجليزي البعيدة، وجعل عقدة مزدوجة. استخدام مقص الربيع لتقطيع الاتحاد الانجليزي بين العلاقات اثنين.
    ملاحظة: لم يتم إجراء أي ربط على الطرف الأيسر، والذي كان بمثابة عنصر تحكم في كل فأر.
  10. بعد ذلك، استخدم الغرز القابلة للامتصاص 6-0 لخياطة الشق. ضع الماوس على وسادة التدفئة في قفص نظيف ومواصلة رصد معالمها الحيوية حتى الانتعاش. توفير المسكنات بعد العملية الجراحية: بوبرينورفين s.c. (0.1 ملغ / كجم وزن الجسم كل 8 ساعات لمدة 48 ساعة). 48 ساعة بعد العملية، وإعطاء metamizole في مياه الشرب (24 ملغ / 5 مل من الماء يتوافق مع جرعة من 200 ملغ / كغ 4 مرات يوميا).

2. التصوير بالرنين المغناطيسي

ملاحظة: بعد يوم واحد من DLFA ، يجب أن تخضع الفئران للتصوير بالرنين المغناطيسي لتقييم انسداد FA.

  1. ضع الماوس في غرفة تعريف شفافة ، وتخدير الماوس مع isoflurane 1.5-2 ٪ في الهواء المحيط حتى فقدان حق منعكس.
  2. ضع الماوس على سرير حيواني ساخن مجهز بحامل لدغة ووضعها نحو المغناطيس مع نظام يتم التحكم فيه بالليزر. الحفاظ على درجة حرارة الجسم عند 37±1 درجة مئوية.
  3. أثناء الحصول على الصورة، والحفاظ على التخدير مع 1.5-2٪ isoflurane في الهواء المحيط، ورصد التنفس باستخدام مسبار الضغط.
  4. الحصول على الصور في اتجاه الشريحة العرضية باستخدام ثلاثي الأبعاد (3D) وقت الطيران (TOF) تسلسل تصوير الأوعية مع المعلمة صدى الوقت (TE) / وقت التكرار (TR) / زاوية الوجه (FA) = 2 مللي ثانية / 12 مللي ثانية / 13 درجة ، أربعة متوسطات، مصفوفة اقتناء من 178 × 144 أعيد بناؤها إلى 256 × 192 و 121 شرائح، مما أدى إلى قرار متساوي الخواص من 0.15 ملم3. لقمع الإشارة من الأوردة، ضع شريحة تشبع distally إلى الأطراف الخلفية.

3. التقييم السريري والمتابعة

  1. تقدير الانتعاش الوظيفي في 1st, 3rd,5 th, و7 أيام بعد الجراحة باستخدام مقياس تارلوف الوظيفي18,19 ( الجدول1).

4. تقييم الهسولوجيا

  1. بعد سبعة أيام من الجراحة، ضعي حقن البنتوباربيتال (115 ملغم/كغ) للقتل الرحيم للفئران.
  2. مادة ملحية مرزومة بالفوسفات (PBS) تحتوي على 1٪ بارافورمالديهايد (PFA) من خلال البطين القلبي الأيسر (100 مل لكل فأر). إصلاح gastrocnemius الثنائية (جنرال موتورز) من الفئران في 4٪ PFA بين عشية وضحاها في 4 درجة مئوية.
  3. تضمين العينة في البارافين وفقا للبروتوكول20الموصوف سابقا .
    1. قطع 4-5 ميكرومتر أجزاء سميكة من كتلة الأنسجة جزءا لا يتجزأ من البارافين على microtome. مع مساعدة من فرشاة الطلاء جولة، ضع أقسام الأنسجة قطع في حمام الماء الحفاظ على 42 درجة مئوية.
    2. أدخل شريحة المجهر في الماء بزاوية 45 درجة، وضع بعناية تحت مجموعة من المقاطع التي سيتم جمعها.
    3. رفع الشريحة بعناية من الماء، والسماح للأقسام نعلق على الشريحة والجافة بين عشية وضحاها في حاضنة benchtop في 37 درجة مئوية.
  4. أداء hematoxylin / إيوزين (HE) تلطيخ أقسام البارافين.
    1. ضع الشرائح التي تحتوي على المقاطع في شرائح الشرائح. إعداد 3 حاويات من xylene الطازجة، ووضع الشرائح في كل حاوية لمدة 5 دقائق لإزالة الأقسام.
    2. إعادة ترطيب المقاطع عن طريق غمس شرائح على التوالي في 96٪، 80٪، 70٪، 50٪، 30٪ الإيثانول، والمياه deionized لمدة 5 دقائق لكل منهما.
    3. وصمة عار في محلول الهيماتوكسيلين لمدة 10 دقائق.
    4. نقل شرائح إلى وعاء من الماء deionized وشطف عن طريق وضع تحت الماء الصنبور الجارية لمدة 5 دقائق.
    5. باستخدام المجهر، تحقق من شدة تلطيخ الهيماتوكسيلين. إذا كان تلطيخ تمكن من تحديد نواة الخلية بوضوح، والاستمرار في الخطوة التالية. إذا كانت شدة التلطيخ لا تسهل تحديد نواة الخلية أو إذا كانت شدة التلطيخ باهتة ، ضع الشريحة في محلول hematoxylin لمدة دقيقة واحدة ، وكرر الغسيل بالماء (الخطوة 4.4.4) ، ثم تحقق مرة أخرى.
    6. مضادة في حل إيوزين-Y لمدة 5 دقائق.
    7. يجفف الأقسام عن طريق غمس الشرائح على التوالي في حاويات تحتوي على مياه تأينية و 30٪ و 50٪ و 70٪ و 80٪ و 96٪ إيثانول على التوالي لمدة 10 s لكل منها. بعد ذلك ، ضع المقاطع بشكل تسلسلي في ثلاث حاويات من الزيلين الطازج مقابل 10 ق لكل منها.
    8. ضع الشرائح أفقيا على خرائط تخزين الشرائح المجهرية مع الأقسام التي تواجه لأعلى. إضافة متوسطة تركيب كافية على الشريحة، وتركيب الشرائح مع coverlips.
  5. إجراء تلطيخ الهسيميائي المناعي (IHC) لأقسام البارافين.
    1. كرر خطوات إزالة الترطيب والإماهة 4.4.1-4.4.2. ثم، تزج المقاطع في وعاء مع 10 MM الصوديوم سيترات العازلة، درجة الحموضة 6، وتقديم العينة ليغلي في الميكروويف.
      ملاحظة: بما أن الإفراط في تسخين العينات أو تحتها يمكن أن يسبب تلطيخا غير متناسق، حافظ على درجة الحرارة عند أقل بقليل من نقطة الغليان لمدة 10 دقائق.
    2. بعد ذلك، تبريد المقاطع على مقاعد البدلاء لمدة 30 دقيقة. بعد ذلك، اغسل المقاطع في PBS ثلاث مرات لمدة 5 دقائق. جفف المنطقة المحيطة بالعينة بعناية، وارسم دائرة كبيرة حول العينة باستخدام قلم مسعور. .
      ملاحظة: لا تلمس العينة أبدا. وضع علامات باستخدام قلم مسعور يخلق حدود مسعورة ، مما يسهل استخدام حجم أصغر من محلول الأجسام المضادة.
    3. Quench نشاط البيروكسيداز الذاتية عن طريق وضع القسم في 0.3٪ H2O2 في برنامج تلفزيوني لمدة 10 دقيقة. كتلة المقاطع مع 400 ميكرولتر من كتلة العازلة (PBS تحتوي على 3٪ الألبومين مصل البقري و 0.3٪ من المنظفات غير الأيونية) لمدة 1 ساعة في درجة حرارة الغرفة في غرفة رطبة.
    4. غسل المقاطع في برنامج تلفزيوني لمدة 5 دقائق. بعد ذلك، أضف 100-400 ميكرولتر من الأجسام المضادة المخففة CD31 (1:250) بما يكفي لتغطية القسم. بعد ذلك، احتضان أقسام بين عشية وضحاها في 4 درجة مئوية في غرفة رطبة.
      ملاحظة: تأكد من أن القسم مغطى بالكامل بمحلول الأجسام المضادة.
    5. إزالة الأجسام المضادة الأساسية، وغسل المقاطع ثلاث مرات في برنامج تلفزيوني لمدة 5 دقائق لكل منهما.
    6. إعداد 3، 3'-diaminobenzidine (DAB) خليط بإضافة 1 قطرة من التركيز DAB إلى 1 مل من حمأة DAB، وتخلط جيدا. بعد ذلك، أضف 100-400 ميكرولتر من خليط DAB إلى الأقسام، وراقب عن كثب عن طريق العين لمدة دقيقتين حتى يتم ملاحظة كثافة تلطيخ مقبولة.
      ملاحظة: تأكد من أن القسم مغطى بالكامل بخليط DAB.
    7. بعد ذلك، شطف تحت الماء الصنبور الجاري لمدة 5 دقائق. أداء تلطيخ الهيماتوكسيلين كما هو موضح في الخطوات 4.4.3-4.4.5.
    8. تنفيذ تلطيخ eosin-Y الموصوفة في الخطوة 4.4.6. تنفيذ خطوات الجفاف الموضحة في الخطوة 4.4.7.
    9. تحميل المقاطع مع coverlips باستخدام تركيب المتوسطة. استخدم ImageJ لتقدير نسبة مساحة CD31 الإيجابية (٪) في 5 حقول تم اختيارها عشوائيا (40x) يمكن اعتبارها كثافة الأوعية الدموية الدقيقة كما هو موضح سابقا21.

5. التحليل الإحصائي

  1. استخدام برنامج التحليل الإحصائي للتعبير عن النتائج على أنها متوسط الانحراف المعياري ± وإجراء اختبار tغير المدفوع على المقارنات. النظر في P < 0.05 لتكون ذات دلالة إحصائية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

خصائص ApoE-/- الفئران
تم إجراء جراحات DLFA بنجاح على 10 فئران لإنشاء نموذج HLI ، ولم يمت أي من الفئران بعد العملية. لمتابعة التغيرات في وزن الجسم ، تم وزن الفئران قبل إجراء DLFA (قبل DLFA) وبعد 7 أيام من جراحة DLFA (بعد DLFA). تراوحت أوزان ما قبل DLFA من 29.6 إلى 38.0 غرام (متوسط 34.74 ± 2.47 غرام)، وتراوحت أوزان ما بعد DLFA من 26 من 5 إلى 34.1 غرام (متوسط 30.77 ± 2.15 غرام)، والتي كانت أقل بكثير من أوزان ما قبل DLFA (P < 0.05،

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

هذه الدراسة تقارير تعديل, مبسطة, ونهج فعال جراحيا لإنشاء نموذج HLI في ApoE-/- الفئران باستخدام الربط المزدوج في المناطق القريبة والقاصية من الاتحاد الانجليزي من خلال شق 3-4 ملم دون أي ترقيات المختبر المطلوبة. السمة الرئيسية لهذه الطريقة هي أصغر حجم الشق مقارنة مع الدراسات التي سبق الإبلاغ عنها واصفا الماوس HLI نماذج8،9،10،11،12،

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ويعلن المؤلفان أن محتوى المادة قد ألف في غياب أي علاقات تجارية أو مالية يمكن تفسيرها على أنها تضارب محتمل في المصالح.

شكر وتقدير

يشكر المؤلفون فيكتوريا سكودي وألكساندر شلوند وفيليكس هورنر على الدعم الفني الممتاز.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
10x محلول ملحي عازل للفوسفاتروث9143.1يستخدم لصبغة الهيماتوكسيلين واليوزين وصبغة الكيمياء المناعية
30٪ H2< / sub>O2< / sub>Roth9681.2تستخدم لصبغة الكيمياء المناعية
6-0 خيوط قابلة للامتصاصPROLENE8776Hتستخدم لخياطة الجلد
6-0 خياطة قابلة للفجرPROLENEEP8706تستخدم في الجراحة
7-0 خيوط قابلة للامتصاصPROLENEEH8021Eتستخدم لربط الشريان
7-0 خياطة قابلة للانفصالPROLENEEP8755تستخدم في الجراحة
حمض الخليكروث6755.1تستخدم في صبغة الهيماتوكسيلين واليوزين
الألبومين Fraktion VRoth8076.2تستخدم في صبغة الكيمياء المناعية
الأوتوكلافSystec GmbHSystec VX-150يستخدم لتعقيم الأدوات الجراحية
مجهر Axio vert A1Carl ZeissZEISS Axio Vert.A1يستخدم لعرض والتقاط الصور من صبغة الهيماتوكسيلين واليوزين وصبغة الكيمياء المناعية
Bruker BioSpec 94/20 AVIIIBruker Biospin MRI GmbHN / Aفحص انسداد الشريان الفخذي
Buprenovet Sine 0,3mg / mlBayer AG2542 (WDT)تستخدم في إدارة الألم بعد الجراحة. الجرعة - 0.1 مجم / كجم من وزن الجسم كل 8 ساعات لمدة 48 ساعة بعد العملية
الجسم المضاد CD31Abcamab28364يستخدم لصبغة الكيمياء المناعية
Eosin Y 0.5٪ في الماءRothX883.1يستخدم في الهيماتوكسيلين واليوزين
محلول استرجاع الحاتمة درجة الحموضة 6Leica Biosystems6046945يستخدم في صبغة الكيمياء المناعية
الإيثانول & ge; 99,5٪روث5054.1تستخدم لصبغة الهيماتوكسيلين واليوزين وبقع الكيمياء المناعية
الفنتانيلكايمان الكيميائية437-38-7تستخدم للتخدير
ملقط دقيقالنقطة Medixplus93-4505Sتستخدم لفصل الشريان عن العصب والوريد
معقم حبة زجاجيةSimon KellerType 250يستخدم لتعقيم الأدوات الجراحية
قزحية Graefe ملقط منحنيVUBUVUBU-02-72207يستخدم للفصل الحاد للجلد والأنسجة تحت الجلد
كريم مزيل الشعر ، Veet (مع الصبار)Reckitt Benckiser108972إزالة الشعر من الأطراف الخلفية للفئران
لوحة تسخينST & Ouml ؛ RK-TRONIC7042092الحفاظ على درجة حرارة النعومة للفئران
HematoxylinRothT865.2تستخدم لصبغة الهيماتوكسيلين واليوزين وصمة عار الكيمياء المناعية
مجهر Leica الجراحيLeicaM651توسيع مجال الرؤية لتسهيل العملية
DAB السائل + نظام كروموجين الركيزةDakoK3468المستخدم في صبغة
الكيمياء المناعيةذكور ApoE - /- الفئرانمختبرات نهر تشارلزN / Aتستخدم لإنشاء نموذج الفئران لمرض الشريان المحيطي
MedetomidineCayman Chemical128366-50-7تستخدم للتخدير
حامل الإبرة الدقيقةالأسود & أسود جراحيB3B-18-8عقد الإبرة
ملقط ربط خياطة دقيقةSaver SurgicalIndustries PS-MSF-145تستخدم للمساعدة في العقد أثناء الجراحة
MicrotomeBiobaseBk-Mt268mتستخدم لتقسيم الأنسجة
MidazolamRatiopharm44856.01.00تستخدم للتخدير
مراقبة وبوابة الصغيرة المتوافقة مع MR نموذج 1025SA InstrumentsN / Aمراقبة العلامات الحيوية للحيوان أثناء التصوير بالرنين المغناطيسي
Octeniderm farblosSch & uuml; lke & 180212 تستخدم Mayr GmbHلتطهير الجلد
مرهم للعيون والأنفBayer AG1578675حافظ على بلل العينين تحت التخدير
ParaformaldehydeRoth0335.1يستخدم لتثبيت الأنسجة
Nembutal Pentobarbital76-74-4يستخدم للتخدير
SalineDelta Select1299.99.99يستخدم ل مقص مقبض زنبركي للتخدير
بأطراف دقيقة وحادةأسود وحاد أسود جراحيB66167يستخدم لقطع الشريان
SuperCut مقصأسود & Black SurgicalB55992يستخدم لقطع الجلد
Triton X-100Roth9002-93-1يستخدم في الكيمياء المناعية
للنظام الغذائي الغربي ، 1.25٪ كوليسترولsniff Spezialdi & auml ؛ ten GmbHE15723-34النظام الغذائي للفئران
XyleneRoth4436.3يستخدم لصبغة الهيماتوكسيلين واليوزين وصبغة الكيمياء المناعية
محلول Life نظام

المراجع

  1. Shu, J., Santulli, G. Update on peripheral artery disease: Epidemiology and evidence-based facts. Atherosclerosis. 275, 379-381 (2018).
  2. Tateishi-Yuyama, E., et al. Therapeutic angiogenesis for patients with limb ischaemia by autologous transplantation of bone-marrow cells: a pilot study and a randomised controlled trial. Lancet. 360 (9331), 427-435 (2002).
  3. Wang, Z. X., et al. Efficacy of autologous bone marrow mononuclear cell therapy in patients with peripheral arterial disease. Journal of Atherosclerosis and Thrombosis. 21 (11), 1183-1196 (2014).
  4. Botham, C. M., Bennett, W. L., Cooke, J. P. Clinical trials of adult stem cell therapy for peripheral artery disease. Methodist Debakey Cardiovascular Journal. 9 (4), 201-205 (2013).
  5. van Weel, V., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression in ischemic skeletal muscle enhances myoglobin expression in vivo. Circulation Research. 95 (1), 58-66 (2004).
  6. Olea, F. D., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression does not enhance adipose stromal cell-induced protection on muscle damage in critical limb ischemia. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (1), 184-188 (2015).
  7. Peeters Weem, S. M. O., Teraa, M., de Borst, G. J., Verhaar, M. C., Moll, F. L. Bone marrow derived cell therapy in critical limb ischemia: a meta-analysis of randomized placebo controlled trials. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 50 (6), 775-783 (2015).
  8. Crawford, R. S., et al. Divergent systemic and local inflammatory response to hind limb demand ischemia in wild-type and ApoE-/- mice. Journal of Surgical Research. 183 (2), 952-962 (2013).
  9. Niiyama, H., Huang, N. F., Rollins, M. D., Cooke, J. P. Murine model of hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (23), e1035(2009).
  10. Brenes, R. A., et al. Toward a mouse model of hind limb ischemia to test therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Surgery. 56 (6), 1669-1679 (2012).
  11. Peck, M. A., et al. A functional murine model of hindlimb demand ischemia. Annals of Vascular Surgery. 24 (4), 532-537 (2010).
  12. Lejay, A., et al. A new murine model of sustainable and durable chronic critical limb ischemia fairly mimicking human pathology. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 49 (2), 205-212 (2015).
  13. Nagase, H., Yao, S., Ikeda, S. Acute and chronic effects of exercise on mRNA expression in the skeletal muscle of two mouse models of peripheral artery disease. PLoS One. 12 (8), 0182456(2017).
  14. Fu, J., et al. Hydrogen molecules (H2) improve perfusion recovery via antioxidant effects in experimental peripheral arterial disease. Molecular Medicine Reports. 18 (6), 5009-5015 (2018).
  15. Yu, J., Dardik, A. A murine model of hind limb ischemia to study angiogenesis and arteriogenesis. Methods in Molecular Biology. 1717, 135-143 (2018).
  16. Pu, L. Q., et al. Enhanced revascularization of the ischemic limb by angiogenic therapy. Circulation. 88 (1), 208-215 (1993).
  17. Takeshita, S., et al. Therapeutic angiogenesis. A single intraarterial bolus of vascular endothelial growth factor augments revascularization in a rabbit ischemic hind limb model. Journal of Clinical Investigation. 93 (2), 662-670 (1994).
  18. Tarlov, I. M. Spinal cord compression studies. III. Time limits for recovery after gradual compression in dogs. AMA Archives of Neurology and Psychiatry. 71 (5), 588-597 (1954).
  19. Westvik, T. S., et al. Limb ischemia after iliac ligation in aged mice stimulates angiogenesis without arteriogenesis. Journal of Vascular Surgery. 49 (2), 464-473 (2009).
  20. Hellingman, A. A., et al. Variations in surgical procedures for hind limb ischaemia mouse models result in differences in collateral formation. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 40 (6), 796-803 (2010).
  21. Liu, Q., et al. CRISPR/Cas9-mediated hypoxia inducible factor-1α knockout enhances the antitumor effect of transarterial embolization in hepatocellular carcinoma. Oncology Reports. 40 (5), 2547-2557 (2018).
  22. Padgett, M. E., McCord, T. J., McClung, J. M., Kontos, C. D. Methods for acute and subacute murine hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54166(2016).
  23. Pellegrin, M., et al. Experimental peripheral arterial disease: new insights into muscle glucose uptake, macrophage, and T-cell polarization during early and late stages. Physiological Reports. 2 (2), 00234(2014).
  24. Sun, Z., et al. VEGF-loaded graphene oxide as theranostics for multi-modality imaging-monitored targeting therapeutic angiogenesis of ischemic muscle. Nanoscale. 5 (15), 6857-6866 (2013).
  25. Craige, S. M., et al. NADPH oxidase 4 promotes endothelial angiogenesis through endothelial nitric oxide synthase activation. Circulation. 124 (6), 731-740 (2011).
  26. Kant, S., et al. Neural JNK3 regulates blood flow recovery after hindlimb ischemia in mice via an Egr1/Creb1 axis. Nature Communications. 10 (1), 4223(2019).
  27. Chevalier, J., et al. Obstruction of small arterioles in patients with critical limb ischemia due to partial endothelial-to-mesenchymal transition. iScience. 23 (6), 101251(2020).
  28. Kosmac, K., et al. Correlations of calf muscle macrophage content with muscle properties and walking performance in peripheral artery disease. Journal of the American Heart Association. 9 (10), 015929(2020).
  29. Mohiuddin, M., et al. Critical limb ischemia induces remodeling of skeletal muscle motor unit, myonuclear-, and mitochondrial-domains. Scientific Reports. 9 (1), 9551(2019).
  30. Ministro, A., et al. Assessing therapeutic angiogenesis in a murine model of hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59582(2019).
  31. Kilarski, W. W., Samolov, B., Petersson, L., Kvanta, A., Gerwins, P. Biomechanical regulation of blood vessel growth during tissue vascularization. Nature Medicine. 15 (6), 657-664 (2009).
  32. Portou, M. J., et al. Hyperglycaemia and ischaemia impair wound healing via Toll-like receptor 4 pathway activation in vitro and in an experimental murine model. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 59 (1), 117-127 (2020).
  33. Dokun, A. O., et al. A quantitative trait locus (LSq-1) on mouse chromosome 7 is linked to the absence of tissue loss after surgical hindlimb ischemia. Circulation. 117 (9), 1207-1215 (2008).
  34. Hazarika, S., et al. MicroRNA-93 controls perfusion recovery after hindlimb ischemia by modulating expression of multiple genes in the cell cycle pathway. Circulation. 127 (17), 1818-1828 (2013).
  35. Fan, W., et al. mTORC1 and mTORC2 play different roles in the functional survival of transplanted adipose-derived stromal cells in hind limb ischemic mice via regulating inflammation in vivo. Stem Cells. 31 (1), 203-214 (2013).
  36. Terry, T., et al. CD34(+)/M-cadherin(+) bone marrow progenitor cells promote arteriogenesis in ischemic hindlimbs of ApoE(-)/(-) mice. PLoS One. 6 (6), 20673(2011).
  37. Kwee, B. J., et al. Treating ischemia via recruitment of antigen-specific T cells. Science Advances. 5 (7), (2019).
  38. Nakada, M. T., et al. Clot lysis in a primate model of peripheral arterial occlusive disease with use of systemic or intraarterial reteplase: addition of abciximab results in improved vessel reperfusion. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 15 (2), Pt 1 169-176 (2004).
  39. Carr, A. N., et al. Efficacy of systemic administration of SDF-1 in a model of vascular insufficiency: support for an endothelium-dependent mechanism. Cardiovascular Research. 69 (4), 925-935 (2006).
  40. Del Giudice, C., et al. Evaluation of a new model of hind limb ischemia in rabbits. Journal of Vascular Surgery. 68 (3), 849-857 (2018).
  41. Liddell, R. P., et al. Endovascular model of rabbit hindlimb ischemia: a platform to evaluate therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 16 (7), 991-998 (2005).
  42. Aboyans, V., et al. 2017 ESC guidelines on the diagnosis and treatment of peripheral arterial diseases, in collaboration with the European Society for Vascular Surgery (ESVS): Document covering atherosclerotic disease of extracranial carotid and vertebral, mesenteric, renal, upper and lower extremity arteriesEndorsed by: the European Stroke Organization (ESO)The Task Force for the Diagnosis and Treatment of Peripheral Arterial Diseases of the European Society of Cardiology (ESC) and of the European Society for Vascular Surgery (ESVS). European Heart Journal. 39 (9), 763-816 (2018).
  43. Lo Sasso, G., et al. The Apoe(-/-) mouse model: a suitable model to study cardiovascular and respiratory diseases in the context of cigarette smoke exposure and harm reduction. Journal of Translational Medicine. 14 (1), 146(2016).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

ربط الشريان الفخذيفئران ApoE المستأصلة الجينجراحة الشقوق الصغيرةتقنية الربط المزدوجالتصوير بالرنين المغناطيسيتقييم مقياس تارلوفالكثافة الوعائية الدقيقةإصابة نقص التروية وإعادة الترويةالتقييم النسيجي
نموذج جراحي معدل لإقفارية الأطراف الخلفية في ApoE-/- الفئران باستخدام شق مصغر
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.