Method Article

التصور والقياس الكمي للأنسجة الدهنية البنية والبيج في الفئران باستخدام [18F] FDG Micro-PET / MR التصوير

DOI:

10.3791/62460

⸱

July 1st, 2021

 ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Pharmaceutical Biotechnology, The University of Hong Kong, 2Department of Medicine, Li Ka Shing Faculty of Medicine, The University of Hong Kong, 3Department of Diagnostic Radiology, Li Ka Shing Faculty of Medicine, The University of Hong Kong, 4School of Biomedical Sciences, Institute of Vascular Medicine, Chinese University of Hong Kong

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

التصوير الوظيفي والقياس الكمي لمستودعات الدهون الحرارية في الفئران باستخدام نهج قائم على التصوير المصغر PET / MR.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتم التعرف الآن على الخلايا الشحمية البنية والبيج كأهداف علاجية محتملة للسمنة ومتلازمات التمثيل الغذائي. تعد طرق التصوير الجزيئي غير الغازية ضرورية لتوفير رؤى مهمة حول مستودعات الدهون الحرارية هذه. هنا ، يقدم البروتوكول طريقة قائمة على التصوير بالأشعة فوق البنفسجية / التصوير بالرنين المغناطيسي لتقييم نشاط الخلايا الشحمية البنية البنية والبيج في الأنسجة الدهنية البنية بين الكتفين (iBAT) والأنسجة الدهنية البيضاء الإربية تحت الجلد (iWAT). تم تحقيق التصور والقياس الكمي لمستودعات الدهون الحرارية باستخدام [18F] FDG ، وهو تناظري الجلوكوز غير القابل للاستقلاب ، باعتباره المقتفي الإشعاعي ، عند دمجه مع المعلومات التشريحية الدقيقة التي يوفرها التصوير بالرنين المغناطيسي. تم إجراء التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني / التصوير بالرنين المغناطيسي بعد 7 أيام من التأقلم البارد وتم إجراء قياس كمية لإشارة [18F] FDG في مستودعات دهنية مختلفة لتقييم التعبئة النسبية للأنسجة الدهنية الحرارية. إزالة iBAT زادت بشكل كبير من امتصاص [18F] FDG في iWAT من الفئران.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

استجابة للاحتياجات الغذائية المتغيرة، تعمل الأنسجة الدهنية كمخزن مؤقت للطاقة لاعتماد إما تخزين الدهون أو وضع التعبئة لتلبية احتياجات الجسم1. علاوة على ذلك ، تلعب الأنسجة الدهنية أيضا وظيفة رئيسية في التنظيم الحراري ، من خلال عملية تسمى توليد الحرارة غير المرتعشة ، وتسمى أيضا التوليد الحراري الاختياري. ويتحقق ذلك عادة عن طريق النسيج الدهني البني (BAT) ، الذي يعبر عن مستوى وفير من بروتين غشاء الميتوكوندريا غير المقترن 1 (UCP1). كحامل بروتون ، يولد UCP1 الحرارة عن طريق فصل نقل البروتون وإنتاج ATP 2. عند التحفيز البارد ، يتم تشغيل توليد الحرارة في BAT عن طريق تنشيط الجهاز العصبي الودي (SNS) ، يليه إطلاق النورادرينالين (NE). يرتبط NE بالمستقبلات الأدرينالية β3 ويؤدي إلى ارتفاع AMP الدوري داخل الخلايا (cAMP). ونتيجة لذلك، فإن المشاركة المعتمدة على cAMP/PKA ل CREB (بروتين ربط عنصر استجابة cAMP) تحفز نسخ Ucp1 عن طريق الربط المباشر على عناصر استجابة CREB (CRE)2. بالإضافة إلى BAT ، توجد الخلايا الشحمية الشبيهة باللون البني أيضا داخل الأنسجة الدهنية البيضاء وبالتالي تسمى الخلايا البيج أو البني في الأبيض1,3. استجابة لمحفزات محددة (مثل البرد) ، يتم إعادة تشكيل هذه الخلايا البيج الهادئة لإظهار ميزات متعددة تشبه اللون البني ، بما في ذلك قطرات الدهون متعددة المواقع ، والميتوكوندريا المعبأة بكثافة ، وتعبير UCP1 المعزز 3,4,5.

أظهرت الدراسات التي أجريت على الحيوانات أن الخلايا الشحمية البنية والبيج تمتلك فوائد استقلابية متعددة تتجاوز تأثيرها في تقليل الدهون ، بما في ذلك تحسس الأنسولين ، وخفض الدهون ، ومكافحة الالتهاب ، ومكافحة تصلب الشرايين6,7. في البشر ، ترتبط كمية الدهون البيج / البني عكسيا بالعمر ومؤشر مقاومة الأنسولين واضطرابات القلب والتمثيل الغذائي 8. علاوة على ذلك ، فإن تنشيط الخلايا الشحمية البيج / البني في البشر إما عن طريق التأقلم البارد أو ناهض مستقبلات الأدرينالية β3 يمنح الحماية ضد سلسلة من الاضطرابات الأيضية4،9،10. تشير هذه الأدلة مجتمعة إلى أن تحريض الأنسجة الدهنية البنية والبيج هو استراتيجية علاجية محتملة لإدارة السمنة ومضاعفاتها الطبية ذات الصلة8.

ومن المثير للاهتمام أنه على الرغم من أنها تشترك في وظيفة مماثلة، فإن الخلايا الشحمية البيج والبني الكلاسيكي مشتقة من سلائف مختلفة ويتم تنشيطها بواسطة آليات متداخلة ولكنها متميزة1. لذلك ، في الجسم الحي التصوير والقياس الكمي للخلايا الشحمية البنية والبيج ضرورية لتحقيق فهم أفضل للتحكم الجزيئي لهذه الأنسجة الدهنية. في الوقت الحالي، لا يزال التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني (PET) 18F-fluorodeoxyglucose ([18F]FDG) جنبا إلى جنب مع التصوير المقطعي المحوسب (CT) هو المعيار الذهبي لتوصيف الخلايا البنية والبيج المولدة للحرارة في الدراسات السريرية8. يستخدم التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI) مجالات مغناطيسية قوية ونبضات ترددات الراديو لإنتاج هياكل تشريحية مفصلة. بالمقارنة مع التصوير المقطعي المحوسب ، يولد التصوير بالرنين المغناطيسي صورا للأعضاء والأنسجة الرخوة بدقة أعلى. يتم توفير بروتوكول هنا للتصور والقياس الكمي للدهون البنية والبيج الوظيفية في نماذج الفئران بعد التأقلم مع التعرض للبرد ، وهي طريقة شائعة وأكثر موثوقية للحث على التحمير الدهني. يمكن تطبيق هذه الطريقة لتوصيف مستودعات الدهون الحرارية في نماذج حيوانية صغيرة بدقة عالية.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتبع البروتوكول الموضح أدناه إرشادات رعاية الحيوان لجامعة هونغ كونغ. كانت الحيوانات المستخدمة في الدراسة من الفئران C57BL / 6J البالغة من العمر 8 أسابيع.

1. العمليات الجراحية للحيوانات والتحدي البارد

  1. إجراء تشريح BAT (iBAT) بين الكتفات.
    1. تخدير الفئران عن طريق الحقن داخل الصفاق من الكيتامين / زيلازين (100 ملغ / كغ من الكيتامين من وزن الجسم و 10 ملغ / كغم من وزن الجسم زيلازين). بعد التخدير ، حلق شعر الفأر من الرقبة إلى أسفل الكتف مباشرة.
    2. ضع الفئران على وسادة التدفئة بعد التطهير وقم بعمل شق 2 سم على طول خط الوسط الظهري للفئران.
    3. قم بإزالة وسادات iBAT (ثنائية). في المجموعة التي تعمل بشكل صوري ، قم بإجراء نفس الشق ولكن اترك وسادات iBAT سليمة.
    4. أغلق الشق باستخدام مشابك جرح من الفولاذ المقاوم للصدأ مقاس 7 مم بعد توقف النزيف.
    5. بعد الجراحة ، أعط ميلوكسيكام (5 ملغ / كغ في مياه الشرب) للفئران لمدة 6 أيام ووضعها في وحدة العناية المركزة (ICU) لمدة 14 يوما. قم بإزالة المشابك بمجرد التئام الجرح (7-10 أيام).
  2. التحدي البارد للفئران: قم بإيواء الفئران عند الحياد الحراري (30 درجة مئوية) لمدة 14 يوما. في اليوم 13 ، قم بتبريد أقفاص الحيوانات مسبقا في البرد (6 درجات مئوية) بين عشية وضحاها. في اليوم 14 ، ضع الفئران عند 6 درجات مئوية في الغرفة البيئية لمدة 7 أيام. ضع اثنين من الفئران في كل قفص.

2. معايرات Micro-PET / MR وإعداد سير العمل

ملاحظة: يتم إجراء التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني الدقيق/التصوير بالرنين المغناطيسي باستخدام نظام PET/MR متسلسل (انظر جدول المواد). يتم وضع كل ماوس على سرير التصوير ؛ المسح الضوئي الأول باستخدام التصوير بالرنين المغناطيسي بحثا عن مرجع تشريحي (عرض كشفي) قبل التقدم إلى مركز مجال رؤية PET (FOV) للحصول على صورة ثابتة [18F] FDG PET ، تليها تصوير MR كمرجع تشريحي. يتم إنشاء سير عمل تصوير في برنامج تشغيل الماسحة الضوئية (انظر جدول المواد) لتمكين عمليات المسح الضوئي التلقائية والمتسلسلة PET/MR قبل جلسة التصوير.

  1. قم بإنشاء سير عمل تصوير في برنامج التشغيل يتضمن اكتساب PET ثابت ، وعمليات الاستحواذ على التصوير بالرنين المغناطيسي لتصحيح التوهين ، والمرجع التشريحي باستخدام التصوير ثلاثي الأبعاد T1 الموزون والتصوير ثنائي الأبعاد الموزون T2 ، على التوالي.
  2. للحصول على PET ، اضبط التمييز على مستوى 400-600 keV ، ونظائر دراسة F-18 ، ووضع الصدفة 1-5 ، والمسح الضوئي لمدة 20 دقيقة.
  3. للحصول على MR الموزون T1 (لتصحيح التوهين) ، قم بتعيين Gradient Echo-3D (TE = 4.3 مللي ثانية ، TR = 16 مللي ثانية ، FOV = 90 × 60 مم ، عدد الإثارة (NEX) = 3 ، 28 شريحة بسماكة 0.9 مم ، حجم voxel = 0.375 × 0.375 × 0.9 مم).
  4. للحصول على MR الموزون T2 (مرجع تشريحي) ، اضبط Fast-spin Echo 2D (TE = 71.8 مللي ثانية ، TR = 3000 مللي ثانية ، FOV = 90 × 60 مم ، NEX = 5 ، 32 شريحة بسماكة 0.9 مم ، حجم voxel = 0.265 × 0.268 × 0.9 مم 3).
  5. لإعادة بناء PET ، استخدم خوارزمية Tera-Tomo 3D (TT3D) (8 تكرارات ، 6 مجموعات فرعية) مع وضع الصدفة 1-3 ، ومع تصحيحات الاضمحلال والوقت الميت والعشوائية والتوهين والتشتت لإنشاء صور بحجم إجمالي 0.3 مم 3 فوكسل.
  6. قم بإجراء اختبار نشاط التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني للماسح الضوئي PET/MR الصغير قبل يوم واحد من بدء دراسة التصوير للتحقق من دقة كمية التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني (PET).
    1. قم بإعداد حقنة سعة 5 مل مملوءة ب [18F] FDG على النحو الموصى به في إرشادات الشركة المصنعة (140-220 μCi / 5-8 MBq في الماء أو المالحة).
    2. سجل نشاط المحقنة باستخدام معايرة الجرعة (انظر جدول المواد) ولاحظ وقت القياس.
    3. حدد عائد استثمار القطع الناقص المحرف لرسم حجم الاهتمام (VOI) على الصورة المعاد إنشاؤها لمقارنة النشاط المسترد بالقيمة المقاسة كما هو موضح أعلاه. النشاط المسترد للماسح الضوئي المعاير جيدا دقيق في حدود ±5٪.

3. حقن [18F] FDG

  1. اطلب جرعة سريرية من [18F] FDG (10 mCi/370 MBq) من المورد لوصولها إلى مختبر التصوير قبل حوالي 30 دقيقة من الحقن الأول المقرر. تأكد من ارتداء معدات الحماية الشخصية المناسبة (PPE) ، مثل معطف المختبر والقفازات ومقياس جرعات الإشعاع الشخصي مثل الأصابع والجسم كله عند تلقي العبوة التي تحتوي على مواد مشعة. تغيير القفازات بانتظام لمنع التلوث المتبادل للنشاط الإشعاعي وزيادة المسافة من المصدر المشع قدر الإمكان.
  2. استخدم الملقط لنقل قارورة مخزون [18F] FDG بعناية خلف درع سطح الطاولة L-block.
  3. استغني عن أليكوت [18F] FDG وخفف بمحلول ملحي معقم لإعطاء تركيز نشاط إجمالي عند 200-250 μCi / 7-9 MBq) في 100-150 ميكرولتر.
  4. اسحب محلول FDG [18F] إلى حقنة سعة 1 مل بإبرة (انظر جدول المواد) ، وقم بقياس النشاط الإشعاعي باستخدام معايرة جرعة مضبوطة على F-18 ، وسجل وقت القياس.
  5. سجل وزن الماوس قبل الحقن. حقن محلول FDG المحضر [18F] عبر الوريد الذيلي. لاحظ وقت الحقن وبقايا النشاط الإشعاعي للمحقنة لتمكين تصحيح الاضمحلال.
  6. ضع الماوس مرة أخرى في القفص واسمح بامتصاص [18F] FDG لمدة 60 دقيقة قبل فحص PET.
  7. احسب نشاط FDG المحقون [18F] باستخدام الصيغة التالية11:
    نشاط الحقن (μCi/MBq)
    = النشاط في المحقنة قبل الحقن
    - النشاط في المحقنة بعد الحقن

4. اقتناء Micro-PET / MR

  1. قم بتشغيل سخان الهواء على سرير الماوس للسماح للهواء الدافئ بالمرور عبره.
  2. تخدير الفأر باستخدام 5٪ أيسوفلوران (1 لتر / دقيقة طبية O2). بمجرد الحث ، انقل الماوس إلى سرير الماوس الدافئ وحافظ على التخدير بنسبة 2٪ -3٪ من الأيزوفلوران عبر مخروط قناع الأنف. ضع رأس الماوس على شريط العضة وتأكد من أن الماوس لا يبرز خارج قطر السرير. ضع مواد تشحيم العين لتجنب تجفيف وتكوين قرحة القرنية.
  3. راقب درجة حرارة الجسم ومعدل التنفس بواسطة مسبار حراري ووسادة تنفسية ، على التوالي. الحفاظ على درجة حرارة الجسم عند 36-37 درجة مئوية ، ومعدل التنفس عند 70-80 نفسا في الدقيقة (bpm) عن طريق ضبط مستوى الايزوفلوران.
  4. قم بإجراء طريقة عرض كشفية لتحديد موضع الماوس. اضبط موضع سرير الماوس ليشمل جسم الماوس بالكامل ، وللتأكد من أن مركز FOV للتصوير بالرنين المغناطيسي في وسط جسم الماوس.
  5. ضمن اكتساب PET في نافذة قائمة الدراسة، حدد نطاق المسح الضوئي في الاستحواذ السابق لاستخدام موضع العرض الكشفي كما هو موضح أعلاه. انقر فوق إعداد لنقل سرير الحيوان من التصوير بالرنين المغناطيسي إلى PET. حدد موافق لبدء فحص PET. سجل جرعة الحقن والوقت الذي تم قياسه قبل وبعد [18F] إدارة FDG في محرر المستحضرات الصيدلانية الإشعاعية. أدخل وزن الماوس ضمن قائمة معلومات الموضوع .
  6. بمجرد اكتمال فحص PET ، حدد الاستعداد للانتقال إلى MR وإكمال جميع عمليات الاستحواذ على MR في نافذة قائمة الدراسة. حدد موافق لبدء فحص التصوير بالرنين المغناطيسي.
  7. بعد اكتمال سير العمل بأكمله، قم بتقييم جودة صور التصوير بالرنين المغناطيسي التي تم الحصول عليها بإيجاز باستخدام برنامج ما بعد المعالجة (انظر جدول المواد). انقر على زر الصفحة الرئيسية لنقل سرير الماوس من MR إلى الموضع الأصلي.
  8. قم بإزالة الماوس بعناية من الماسح الضوئي وأعده إلى قفص سكني نظيف مع وسادة ساخنة تحته للسماح بالاسترداد في بيئة دافئة. تزويد الماوس بالطعام والماء. النظام جاهز الآن للماوس التالي في قائمة الانتظار.
  9. لإعادة إنشاء البيانات، حدد اكتساب PET ضمن قائمة الفحص الأولي لتحميل فحص PET المكتمل. حدد الحصول على MR المرجح T1 لإنشاء خريطة المواد. أعد إنشاء البيانات كما هو موضح أعلاه (راجع الخطوة 2.5).
  10. اتبع اللوائح المحلية ولوائح المعهد فيما يتعلق برعاية والتعامل مع ماوس التصوير بعد التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني (PET). النظر في جميع المحاقن / الإبر المستخدمة والقفازات والفراش والبراز كنفايات مشعة تتطلب مناولة / التخلص منها بشكل خاص وفقا للوائح المحلية.

5. تحليل ما بعد التصوير

  1. افتح برنامج تحليل الصور (انظر جدول المواد) وانقر على تحميل بيانات DICOM لاسترداد صور MR و PET المقابلة.
  2. قم بإجراء تسجيل مشترك لصورة MR و PET عن طريق سحب هذه الصور إلى نافذة العرض. انقر على وظيفة التسجيل التلقائي .
    1. حدد تحويل جامد ضمن القائمة المنسدلة إعداد التسجيل. تحقق من التحول والدوران ضمن القائمة Rigid/Affine.
    2. حدد الحصول على MR المرجحة T1 كمرجع واكتساب PET كشريحة ضمن قائمة تحديد الدور العالمي.
    3. افحص التسجيل في جميع الأبعاد الثلاثة للتأكد من التوافق المثالي بين صور MR و PET. لضبطه يدويا ، انقر فوق التسجيل اليدوي.
  3. استخدم عائد الاستثمار الإهليلجي المستوفى لرسم VOI على الأنسجة ذات الاهتمام ، أي iBAT والأنسجة الدهنية البيضاء الإربية (iWAT) باستخدام صورة MR كمرجع. استخدم أداة الفرشاة وأداة الممحاة لتحديد حدود VOI ؛ وبالتالي ، تشريح الأنسجة. تأكد من عدم وجود امتصاص متداخل باستخدام صورة PET لتجنب الامتداد من الأعضاء المجاورة. كرر العملية شريحة تلو الأخرى حتى يتم تحديد VOI بأكمله. إذا لزم الأمر، قم بتحرير VOIs للحفاظ على وحدات تخزين VOI متسقة بين كل ماوس.
  4. استخدم VOI الإهليلجي لرسم 3 مم 3 VOI على الرئة كعضو مرجعي. تجنب أي امتداد من القلب والعضلات المجاورة.
  5. عند الانتهاء ، انقر فوق إظهار جدول عائد الاستثمار لإعادة تسمية كل VOI. سجل متوسط النشاط الإشعاعي باستخدام VOI وحجم الأنسجة في جدول بيانات. أرشفة رسومات VOI وبيانات التصوير إلى جهاز تخزين بيانات.
  6. احسب قيمة الامتصاص الموحدة (SUV) لجميع VOIs باستخدام المعادلة التالية11:
    SUVmean = النشاط الإشعاعي VOI في kBq / (الاضمحلال - الجرعة المحقونة المصححة في kBq / وزن جسم الفأر بالكيلوغرام) ، بافتراض كثافة الأنسجة من 1 جم / مل.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

خضعت ثلاث مجموعات من الفئران (n = 3 لكل مجموعة) لتصوير micro-PET / MR في هذه الدراسة ، حيث تم إيواؤها إما في الحياد الحراري (30 درجة مئوية) أو الباردة (6 درجات مئوية) لمدة 7 أيام. قامت مجموعة واحدة من الفئران (n = 3) بإزالة iBAT (iBATx) قبل العلاج البارد (الشكل 1A). أدت هذه الطريقة إلى تغيير نشاط الأنسجة الدهنية البيضاء في جميع الفئران الثلاثة. على وجه الخصوص ، لوحظت زيادة ملحوظة في امتصاص [18F] FDG في iWAT باستخدام التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني الدقيق / التصوير

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في هذه الدراسة ، تم وصف التصوير القائم على PET / MR وتحديد كمية الأنسجة الدهنية الوظيفية البنية والبيج في الحيوانات الصغيرة. تستخدم هذه الطريقة نظير الجلوكوز غير القابل للاستقلاب [18F] FDG كعلامة حيوية للتصوير لتحديد الأنسجة الدهنية ذات الطلب العالي على الجلوكوز بطريقة غير جراحية. يوفر التصوير بالرنين المغناطيسي تباينا جيدا في الأنسجة الرخوة ويمكن أن يميز الأنسجة الدهنية الدهنية بشكل أفضل عن الأنسجة الرخوة والعضلات المجاورة. عندما يقترن ذلك ب PET ، فإن هذا يتيح التصوير وتحديد كمية الخلايا الدهنية المنشطة نتيجة...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نشكر دعم المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (NSFC) - صندوق العلماء الشباب الممتاز (هونغ كونغ وماكاو) (81922079) ، وصندوق البحوث العام لمجلس هونغ كونغ للمنح البحثية (GRF 17121520 و 17123419) ، وصندوق البحوث التعاوني لمجلس هونغ كونغ للمنح البحثية (CRF C7018-14E) لتجارب التصوير على الحيوانات الصغيرة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
0.9٪ محلول ملحي معقمBBraun0.9٪ تسريب كلوريد الصوديوم ، 500 مل
حقنة 5 ملTerumoSS05L5 مل حقنة Luer Lock
جرعة معايرBiodexAtomlab 500
زيوت تشحيم العينAlcon Duratearsمرهم تشحيم العين المعقم ، 3.5 جم
حقنة الأنسولينTerumo10ME29131 مل حقنة أنسولين مع إبرة
برنامج InterView FusionMedisoالإصدار 3.03برنامج المعالجة اللاحقة وتحليل الصور
IsofluraneChanelle PharmaIso-Vet ، مخدر استنشاق ، 250 مل
كيتامينالفسان الدولية BVHK-37715محلول حقن الكيتامين 10٪ ، 10 مل
أكسجين طبيLinde HKO101-HRغاز مضغوط ، نقاء 99.5٪
MetacamBoehringer Ingelheim5 مجم / مل محلول ميلوكسيكام للحقن للكلاب والقطط ، 10 مل
نانو سكان PET / MR ماسحضوئي Mediso3 Tesla MR
Nucline nanoScanMedisoالإصدار 3.0Scanner برنامج التشغيل
مقاطع الجرحReflex 7203-1007 مم مقاطع الجرح المصنوعة من الفولاذ المقاوم للصدأ ، 20 مقطعا
XylazineAlfasan International B.V.HK-56179محلول حقن زيلازين 2٪ ، 30 مل
Software

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. What we talk about when we talk about fat. Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).
  2. Cannon, B., Brown Nedergaard, J. adipose tissue: function and physiological significance. Physiological Review. 84 (1), 277-359 (2004).
  3. Jal Wu,, et al. Beige adipocytes are a distinct type of thermogenic fat cell in mouse and. 150 (2), 366-376 (2012).
  4. Cypess, A. M., et al. Activation of human brown adipose tissue by a beta3-adrenergic receptor agonist. Cell Metabolism. 21 (1), 33-38 (2015).
  5. Ishibashi, J., Seale, P. Beige can be slimming. Science. 328 (5982), 1113-1114 (2010).
  6. Jal Schulz, T., et al. Brown-fat paucity due to impaired BMP signalling induces compensatory browning of white fat. Nature. 495 (7441), 379-383 (2013).
  7. Pal Cohen,, et al. Ablation of PRDM16 and beige adipose causes metabolic dysfunction and a subcutaneous to visceral fat switch. Cell. 156 (1-2), 304-316 (2014).
  8. Mal Cypess, A., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. New England Journal of Medicine. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  9. Aal vander Lans, A., et al. Cold acclimation recruits human brown fat and increases nonshivering thermogenesis. Journal of Clinical Investigation. 123 (8), 3395-3403 (2013).
  10. Jal Hanssen, M., et al. Short-term cold acclimation improves insulin sensitivity in patients with type 2 diabetes mellitus. Nature Medicine. 21 (8), 863-865 (2015).
  11. Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT. Journal of Visualized Experiments: JoVE. 69, (2012).
  12. Greenwood, H. E., Nyitrai, Z., Mocsai, G., Hobor, S., Witney, T. H. High-throughput PET/CT imaging using a multiple-mouse imaging system. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (2), 292-297 (2020).
  13. Carter, L. M., Henry, K. E., Platzman, A., Lewis, J. S. 3D-printable platform for high-throughput small-animal imaging. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (11), 1691-1692 (2020).
  14. Jal Andersson,, et al. Estimating the cold-induced brown adipose tissue glucose uptake rate measured by (18)F-FDG PET using infrared thermography and water-fat separated MRI. Scientific Reports. 9 (18), 12358(2019).
  15. Eal Lundstrom,, et al. Brown adipose tissue estimated with the magnetic resonance imaging fat fraction is associated with glucose metabolism in adolescents. Pediatric Obesity. 14 (9), (2019).
  16. Eal Lundstrom,, et al. Magnetic resonance imaging cooling-reheating protocol indicates decreased fat fraction via lipid consumption in suspected brown adipose tissue. PLoS One. 10 (4), 0126705(2015).
  17. Nakamura, Y., Yanagawa, Y., Morrison, S. F., Nakamura, K. Medullary reticular neurons mediate neuropeptide Y-induced metabolic inhibition and mastication. Cell Metabolism. 25 (2), 322-334 (2017).
  18. Jal Fueger, B., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
  19. Vines, D. C., Green, D. E., Kudo, G., Keller, H. Evaluation of mouse tail-vein injections both qualitatively and quantitatively on small-animal PET tail scans. Journal of Nuclear Medicine Technology. 39 (4), 264-270 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Brown Adipose TissueBeige Adipose TissuePET MR Imaging18F FDG UptakeThermogenic AdipocytesCold AcclimationInterscapular Brown FatInguinal White FatMouse ImagingAdipocyte Quantification

Related Articles