مقالة منهجية

احتشاء عضلة القلب عن طريق نشر لفائف الانصمام عن طريق الجلد في نموذج الخنازير

2.7K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/63172

⸱

نوفمبر 4, 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1ICREC Research Program, Germans Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP), 2Faculty of Medicine, University of Barcelona (UB), 3Heart Institute (iCOR), Germans Trias i Pujol University Hospital, 4CIBER Cardiovascular, Instituto de Salud Carlos III

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

إشعار تصحيح

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

ملخص

تعد النماذج الحيوانية لاحتشاء عضلة القلب (MI) التي تحاكي العملية الطبيعية للمرض لدى البشر حاسمة لفهم الآليات الفسيولوجية المرضية واختبار سلامة وفعالية العلاجات الناشئة الجديدة. هنا ، نصف نموذج الخنازير MI الذي تم إنشاؤه عن طريق نشر ملف الانصمام عن طريق الجلد.

الملخص

احتشاء عضلة القلب (MI) هو السبب الرئيسي للوفيات في جميع أنحاء العالم. على الرغم من استخدام العلاجات القائمة على الأدلة ، بما في ذلك إعادة التوعي التاجي وأدوية القلب والأوعية الدموية ، فإن نسبة كبيرة من المرضى يطورون إعادة تشكيل البطين الأيسر المرضي وفشل القلب التدريجي بعد MI. لذلك ، تم تطوير خيارات علاجية جديدة ، مثل العلاجات الخلوية والجينية ، من بين أمور أخرى ، لإصلاح وتجديد عضلة القلب المصابة. في هذا السياق ، تعد النماذج الحيوانية ل MI حاسمة في استكشاف سلامة وفعالية هذه العلاجات التجريبية قبل الترجمة السريرية. تفضل النماذج الحيوانية الكبيرة مثل الخنازير على النماذج الأصغر حجما بسبب التشابه الكبير بين الخنازير وقلوب البشر من حيث تشريح الشريان التاجي وحركية القلب وعملية الشفاء بعد MI. هنا ، كنا نهدف إلى وصف نموذج MI في الخنزير عن طريق نشر ملف دائم. باختصار ، فإنه يتألف من قنية الشريان التاجي الانتقائية عن طريق الجلد من خلال الوصول إلى الفخذ الرجعي. بعد تصوير الأوعية التاجية ، يتم نشر الملف في الفرع المستهدف تحت التوجيه الفلوري. أخيرا ، يتم تأكيد الانسداد الكامل عن طريق تصوير الأوعية التاجية المتكرر. هذا النهج ممكن ، قابل للتكرار بشكل كبير ، ويحاكي التسبب في MI البشري غير الوعائي ، وتجنب جراحة الصدر المفتوحة التقليدية والالتهاب اللاحق بعد الجراحة. اعتمادا على وقت المتابعة ، فإن هذه التقنية مناسبة لنماذج MI الحادة أو شبه الحادة أو المزمنة.

المقدمة

احتشاء عضلة القلب (MI) هو السبب الأكثر انتشارا للوفيات والمراضة والعجز في جميع أنحاء العالم1. على الرغم من التقدم العلاجي الحالي ، فإن نسبة كبيرة من المرضى يطورون إعادة تشكيل بطيني سلبي وفشل القلب التدريجي بعد MI ، مما يؤدي إلى سوء التشخيص بسبب ضعف البطين والموت المفاجئ2،3،4. وبالتالي فإن الخيارات العلاجية الجديدة لإصلاح و / أو تجديد عضلة القلب المصابة تخضع للتدقيق ، وتعد النماذج الحيوانية MI الانتقالية حاسمة في اختبار سلامتها وفعاليتها. على الرغم من استخدام العديد من النماذج لأبحاث القلب والأوعية الدموية ، بما في ذلك الفئران 5,6 ، والفئران 7,8 ، والكلاب9 ، والأغنام 10 ، إلا أن الخنازير هي واحدة من أفضل الخيارات لنمذجة دراسات نقص تروية القلب بسبب تشابهها العالي مع البشر من حيث حجم القلب ، وتشريح الشريان التاجي ، وحركية القلب ، وعلم وظائف الأعضاء ، والتمثيل الغذائي ، وعملية الشفاء بعد MI11 ، 12,13,14,15.

في هذا السياق ، تتوفر العديد من الأساليب الجراحية المفتوحة المختلفة وعن طريق الجلد لتطوير نماذج الخنازير MI. يتضمن نهج الصدر المفتوح إجراء بضع الصدر الجانبي الأيسر وهو مفيد في إجراء ربط الشريان التاجي الجراحي 16,17 ، وإصابة عضلة القلب بالتبريد ، والكي 12 ، ووضع الشريان التاجي للسد الهيدروليكي18 أو مضيق أميرويد 19 ، من بين أمور أخرى. تم استخدام انسداد الشريان التاجي الجراحي على نطاق واسع لاختبار خيارات علاجية جديدة مثل هندسة أنسجة القلب والعلاج الخلوي ، لأنه يسمح بالوصول الواسع والتقييم البصري للقلب. ومع ذلك ، على النقيض من MI البشري ، يمكن أن يؤدي إلى التصاقات جراحية ، وندوب مجاورة ، والتهاب ما بعد الجراحة17. تعد الإصابة بالتبريد في عضلة القلب والكي من التقنيات القابلة للتكرار بسهولة ولكنها لا تعيد إنتاج تطور MI الفسيولوجي المرضي الذي لوحظ في البشر12. من ناحية أخرى ، تم تطوير العديد من التقنيات عن طريق الجلد لإنتاج انسداد الشريان التاجي المؤقت أو الدائم. وتشمل هذه استئصال الإيثانول عبر الشريان التاجي أو داخل الشريان التاجي 20,21 ، أو الانسداد عن طريق رأب الأوعية بالبالون22 ، أو تسليم المواد الخثارية مثل حبات هلام الأغاروز23 ، أو مخاليط الفيبرينوجين9 ، أو انصمام الملف 17,24. في حين أن رأب الأوعية بالبالون هو أكثر ملاءمة لدراسات نقص التروية / إعادة التروية ، فإن نشر الملف التاجي هو واحد من أفضل الخيارات لنمذجة MI غير الوعائية. هذا النهج عن طريق الجلد ممكن ، قابل للتكرار باستمرار ، ويتجنب جراحة الصدر المفتوح. يسمح بالتحكم الدقيق في موقع الاحتشاء ويؤدي إلى الفيزيولوجيا المرضية المشابهة لتلك الخاصة بالإنسان غير المنصهر. علاوة على ذلك ، فإن انصمام الملف مناسب لنمذجة MI الحاد أو شبه الحاد أو المزمن. قصور القلب الاحتقاني المزمن. أو مرض الصمامات17.

يهدف هذا البروتوكول إلى وصف كيفية تطوير نموذج خنازير MI عن طريق نشر ملف دائم. باختصار ، فإنه يتألف من قنية الشريان التاجي الانتقائية عن طريق الجلد من خلال الوصول إلى الفخذ الرجعي. بعد تصوير الأوعية التاجية ، يتم نشر ملف في الشريان الفرعي المستهدف تحت التوجيه الفلوري. أخيرا ، يتم تأكيد الانسداد الكامل عن طريق تصوير الأوعية التاجية المتكرر.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على هذه الدراسة من قبل اللجنة الأخلاقية لوحدة التجارب على الحيوانات التابعة لمعهد البحوث الصحية الألماني Trias i Pujol (IGTP) والسلطات الحكومية (Generalitat de Catalunya; المدونة: 10558 و 11208)، وتمتثل لجميع المبادئ التوجيهية المتعلقة باستخدام الحيوانات في البحث والتدريس على النحو المحدد في دليل رعاية واستخدام المختبر25.

1. إعداد ما قبل الإجراء للحيوانات

  1. استخدم Landrace X الخنازير البيضاء الكبيرة (30-35 كجم) من كلا الجنسين.
  2. حافظ على الحيوانات في حالة صيام لمدة 12 ساعة قبل الإجراء.

2. التخدير والتخدير والتسكين

  1. تخدير الحيوان عن طريق الحقن العضلي (IM) من الكيتامين (3 ملغ / كغ) ، ميدازولام (0.3 ملغ / كغ) ، و dexmedetomidine (0.03 ملغ / كغ). انتظر لمدة 10-15 دقيقة تقريبا.
  2. بمجرد تخدير الخنزير ، قم بتهويته بمزيج من الأكسجين (90-100٪) - الإيسوفلوران (1-2٪) وقناع الوجه لضمان التخدير الأمثل.
  3. ضع مرهم بيطري على عيون الخنزير لمنع الجفاف.
    ملاحظة: كرر كل 20 دقيقة.
  4. ضع عن طريق الوريد (IV) قسطرة 20 جم في وريد الأذن الجانبي. إدارة البروبوفول (1-2 مغ / كغ) للحث على التخدير.
  5. بمجرد أن لا يكون لدى الخنزير منعكس على البلع ، قم بتنبيب الحيوان باستخدام أنبوب القصبة الهوائية (حجم 6.5-7.0 ل 30-35 كجم).
    ملاحظة: اضبط حجم أنبوب القصبة الهوائية وفقا لحجم الخنزير. يجب إجراء التنبيب بسرعة لمنع وجود مستوى مخدر أعمق وانقطاع النفس لفترات طويلة.
  6. إدارة البوبرينورفين الوريدي (0.01 ملغم / كغم) للتسكين داخل الجراحة. استخدم رقعة الفنتانيل عبر الجلد (100 ميكروغرام / ساعة) لتسكين ما بعد الجراحة.
    ملاحظة: يتم تطبيق رقعة الفنتانيل على الجلد الإربي ، وهي نشطة لمدة 72 ساعة للحد من آلام ما بعد الجراحة. لا يبدأ تأثيره الدوائي مباشرة بعد الولادة ، وبالتالي تطبيقه قبل البدء في الإجراء.
  7. إجراء تهوية وحدة كيس قناع مجرى الهواء (20 تضخما / دقيقة) أثناء نقل الخنزير إلى غرفة الأشعة التداخلية الوعائية (VIR).
  8. قم بتوصيل أنبوب القصبة الهوائية بجهاز التخدير المجهز بمستشعر مجرى الهواء وتسجيل الكابنوغرافيا.
  9. ابدأ تهوية الضغط الإيجابي الميكانيكي باستخدام FiO2 0.50 ، باستخدام حجم المد والجزر من 10 مل / كجم وتردد 16-20 نفسا / دقيقة. الحفاظ على التخدير مع الايزوفلوران (1-3 ٪).
    ملاحظة: لتأكيد مستوى التخدير الجراحي الصحيح ، يجب ألا يتنفس الحيوان تلقائيا ولا يكون لديه ردود فعل خفيفة في القرنية أو الحدقتين.

3. مراقبة الدورة الدموية وإعداد المنطقة الجراحية

  1. ضع الحيوان على طاولة العمليات في وضع ضعيف وقم بتثبيت الأطراف على الطاولة بشريط أو ضمادة.
  2. ضع مجسات تخطيط القلب الكهربائي (ECG) تحت الجلد في أطراف الحيوان لتسجيل التغيرات في الجزء ST وموجات T ومعدل ضربات القلب أثناء الإجراء التجريبي.
  3. ضع مقياس التأكسج النبضي على اللسان أو زاوية من شفة الحيوان وكفة الضغط غير الغازية على الطرف الأمامي.
  4. قياس درجة حرارة المستقيم / المريء مع مسبار.
  5. نظف منطقة الفخذ اليمنى بالصابون الجراحي متبوعا بمحلول بوفيدون يودين مطهر بالتناوب والكحول 3 مرات تحت ظروف معقمة.
  6. تأكد من أن الجراح يقوم بغسل اليدين جراحيا ويرتدي ثوبا معقما وقفازات معقمة.
  7. تغطية الحيوان مع ستارة جراحية معقمة.
  8. قم بإعداد الإبرة وغسلها بمحلول ملحي هيبارين، وغمد وعائي 6F، وسلك برأس J مقاس 0.035 بوصة، وقسطرة توجيه 6F JR4 90 سم، وسلك إرشادي مقاس 0.014 بوصة مقاس 200 سم، وقسطرة مجهرية بطول 150 سم/قطرها الداخلي 0.017 بوصة، ومجموعة مشعب الحقن المتوسط المتباينة.

4. الوصول إلى الأوعية الدموية

  1. ثقب الشريان الفخذي الأيمن عن طريق اتباع نهج عن طريق الجلد مع ثقب موجه بالموجات فوق الصوتية. حدد موقع التشعب بين الشريان الفخذي السطحي والشريان الفخذي العميق.
  2. ضع محول الطاقة 2-3 سم بالقرب من التشعب ، في الشريان الفخذي المشترك ، ومحاذاة مركز المحول مع الشريان الفخذي المشترك.
  3. ضع الإبرة في وسط محول الطاقة وثقب الشريان عند دوران يبلغ حوالي 45 درجة. بعد ذلك ، أدخل غمد الأوعية الدموية 6F باستخدام تقنية Seldinger المعدلة26.
    ملاحظة: في حالة حدوث تشنج كبير أو ورم دموي ، ينتقل إلى الشريان الفخذي المعاكس.
  4. اغسل القسطرة بمحلول ملحي هيبارين. (5000 وحدة دولية الهيبارين غير المجزأ / 1000 مل من 0.9٪ NaCL).
  5. إدارة الهيبارين من خلال غمد (300 وحدة دولية / كجم).

5. تصوير الأوعية التاجية

  1. أدخل سلك J-tip في قسطرة توجيه JR4 وقم بإدخال السلك عبر الغمد إلى الشريان الأورطي الصاعد، ثم ضع القسطرة فوق سطح الصمامات.
  2. قم بإزالة السلك وقم بتوصيل القسطرة بنظام مشعب الحقن. تطهير النظام بأكمله.
  3. تحت التنظير الفلوري ، قم بإشراك القسطرة في الشريان التاجي الرئيسي الأيسر وحقن 10 مل من وسط التباين المعالج باليود لتصور نظام الشريان التاجي الأيسر (الشكل 1A ، C).
    ملاحظة: من المهم التأكد من عدم تثبيط الشكل الموجي للضغط الشرياني قبل الحقن لتجنب خطر تشريح الشريان التاجي.
  4. قم بإجراء تصوير الأوعية الدموية في طريقتي نظر متعامدتين: الإسقاطات المائلة الأمامية اليسرى 40 درجة والإسقاطات المائلة الأمامية اليمنى 30 درجة.
  5. قم بتطوير سلك إرشادي مقاس 0.014 بوصة تم تجميعه مسبقا على القسطرة الدقيقة إلى الشريان التاجي الأمامي التنازلي (LAD) أو الشريان التاجي المحيطي الأيسر البعيد (LCX) تحت التوجيه الفلوري.

6. زرع لفائف

  1. تحت التوجيه الفلوري ، تقدم القسطرة الدقيقة عبر السلك إلى الموقع المطلوب حيث يجب نشر غرسة الملف. في حالة انسداد LAD ، ضع الملف البعيد إلى الفرع القطري الأول ، وبالنسبة ل LCX ، ضع الملف البعيد إلى الفرع الهامشي الأول.
    ملاحظة: النهج القريبة (قبل الفروع القطرية الأولى أو الهامشية الأولى) لها معدلات بقاء منخفضة للغاية.
  2. قم بإزالة السلك وحدد الملف.
    ملاحظة: من المهم تحديد حجم الملف الأمثل وطوله. قد لا يكون الملف الصغير أو القصير في وضع جيد في تجويف الوعاء الدموي ولديه خطر كبير جدا للهجرة البعيدة بسبب حقن التباين أو التلقائية ، مما يؤدي إلى حجم احتشاء أصغر. قد يتدلى الملف الكبير أو الطويل بالقرب من الوعاء وينتج احتشاء أكبر من المطلوب. يعد اختيار الملف الصحيح مهما بشكل خاص إذا تم استخدام ملفات غير قابلة للكشف ، حيث لا يمكن إزالتها. الحجم الأمثل هو 1-2 مم أكبر من تجويف الوعاء المراد انسداده ، وعادة ما يكون الطول بين 20-60 مم كافيا للخنازير التي يتراوح وزنها بين 30 و 40 كجم.
  3. قم بتوصيل الملف عبر القسطرة الدقيقة وحقن 5 مل ببطء من وسط التباين المعالج باليود تحت التنظير الفلوري لتصور الموضع الصحيح للملف.
  4. قم بإزالة القسطرة الدقيقة داخل القسطرة الإرشادية ووضع الدليل في فرع جانبي لإجراء حقن التحكم وضمان الوصول إلى الشريان في حالة الحاجة إلى زرع ملف ثان.
  5. انتظر حتى يتخثر الملف ويسد الشريان.
    ملاحظة: عندما يكون الشريان مسدودا، يمكن ملاحظة تغييرات في مخطط كهربية القلب. هناك طريقة أخرى للتحقق من انسداد الشرايين الكامل وهي إجراء حقن بطيئة للتباين المعالج باليود كل 10 دقائق (الشكل 1B ، D). إذا لم ينسد الشريان في غضون 20-30 دقيقة ، فقد تكون هناك حاجة إلى زرع ملف آخر.

7. نهاية الإجراء

  1. بمجرد انسداد الشريان ، قم بإجراء ضخ وريدي مستمر من يدوكائين (50-100 ميكروغرام / كجم / دقيقة) لمدة 1 ساعة على الأقل لمنع نوبات عدم انتظام ضربات القلب.
  2. قم بإجراء تصوير وعائي للتأكد من عدم وجود تدفق بعيد إلى الانسداد.
  3. قم بإزالة السلك والقسطرة الدقيقة والقسطرة التوجيهية.
  4. قم بإزالة الغمد وقم بإجراء الضغط اليدوي لمدة 20 دقيقة.

8. إجراء ما بعد الجراحة واستعادة الحيوانات

  1. راقب الحيوان حتى يتم استرداده بالكامل ، باستخدام ECG ، ودرجة حرارة المستقيم ، وقياس التأكسج النبضي ، و capnography.
    ملاحظة: في حالة عدم انتظام ضربات القلب البطيني ، قم بإعطاء بلعة من يدوكائين (1.5-3.5 مجم / كجم).
  2. إدارة حقن IM من tulathromycin (2.5 ملغ / كغ) كعلاج وقائي بالمضادات الحيوية بعد العملية الجراحية. بالنسبة للتسكين بعد الجراحة ، يتم إعطاء رقعة الفنتانيل عبر الجلد قبل الإجراء الجراحي (الخطوة 2.6).
  3. قم بإيقاف تشغيل الأيزوفلوران والحفاظ على التهوية الميكانيكية حتى يبدأ الحيوان في التنفس تلقائيا.
  4. عندما يستعيد الخنزير منعكس البلع ، قم بإزالة أنبوب القصبة الهوائية. ملاحظة: تحقق مما إذا كان الحيوان لديه SpO2 جيد (أكثر من 95٪) قبل وبعد التنبيب.
  5. نقل الحيوان إلى قفص فردي. ضع الحيوان فوق بطانية ماء ساخن وقم بتغطيته بستارة حرارية لتجنب انخفاض حرارة الجسم بعد الجراحة.
    ملاحظة: لا تعيد الخنزير إلى صحبة الحيوانات الأخرى حتى يتعافى تماما.
  6. راقب الحيوان حتى يستعيد وعيه الكافي للحفاظ على الاستلقاء الصارم.

9. تقييم ومراقبة الألم بعد العملية الجراحية

  1. أثناء المتابعة بعد الجراحة ، راقب الحالة العامة للحيوانات ، بما في ذلك معدل التنفس ، وتناول الطعام والماء ، والنشاط والتفاعل مع الأفراد الآخرين ، ومظهر الجلد وتلوينه ، وتطور الجرح الجراحي.
  2. تطبيق بروتوكول الإشراف اليومي وفقا لمعايير الدرجات التالية:- الوزن:
    0: عادي
    1: < 10٪ فقدان الوزن
    2: 10-20٪ فقدان الوزن
    3:> 20٪ فقدان الوزن

    - حالة الجسم:
    0: جيد: فقرات غير بارزة، عظام الحوض أو العمود الفقري
    2: منتظم: دليل على تجزئة العمود الفقري ، عظام الحوض واضحة
    3: الهزال : هيكل عظمي ملحوظ للغاية ، القليل من اللحوم أو لا يوجد لتغطية

    - السلوك:
    0: عادي: نشط وتفاعلي في بيئتك
    1: انخفاض طفيف في النشاط وأقل تفاعلية
    2: غير طبيعي: انخفاض واضح في النشاط ، معزول
    3: غير طبيعي: غير متحرك أو فرط النشاط ، واحتمال إيذاء النفس

    - المظهر الجسدي:
    0: عادي: الجلد / الشعر لامعة وعيون مشرقة
    1: يختفي التحنيط، والجلد / الشعر دون لمعان
    2: ضعف الجلد / إفرازات الأنف
    3: ضعف الجلد ، موقف غير طبيعي أو منحني

    - الاضطرابات السلوكية:
    0: لا شيء
    1: عدم القدرة على التحرك بشكل طبيعي
    2: غير قادر على الوصول إلى الطعام / الشراب ، معزول عن الحيوانات الأخرى
    3: نية الاختباء / الزاوية ، لا تستجيب للمحفزات (الموت)

    - العلامات السريرية:
    0: لا شيء
    1: انخفاض حرارة الجسم، والحمى، وفشل الجهاز التنفسي الخفيف
    2: عدوى الجرح الجراحي ، فشل الجهاز التنفسي المعتدل مع إفرازات مخاطية دموية
    3: قصور القلب ، فشل الجهاز التنفسي الحاد (زرقة ، الفم المفتوح)

    نقاط:
    - 1-5: الإشراف على الحيوانات مرة واحدة في اليوم.
    - 6-12: توفير العلاج الداعم إذا لزم الأمر.
    - سيتم قتل أي حاصل على درجة 3 في أي من المعلمات المذكورة أعلاه أو بدرجة إجمالية >12.

    ملاحظة: يجب مراقبة الحيوانات يوميا من قبل موظفي رعاية الحيوانات ومرتين في الأسبوع من قبل فريق البحث والفريق البيطري.
  3. على الرغم من عدم توقع أي ألم أو ضيق من الإجراء ، إذا أظهر أي علامات الألم ، فقم بإعطاء علاج مسكن (ترامادول ، عن طريق الفم ، 2-4 مجم / كجم ، يوميا). إذا كان أي لا يستجيب للأدوية المسكنة ويظهر علامات الألم المزمن (احتمال منخفض جدا) ، فقم بالقتل الرحيم للحيوان بجرعة زائدة مخدرة (ثيوبينتال الصوديوم ، IV ، 200 مجم / كجم).
  4. إذا أظهر الجرح الجراحي علامات العدوى (احتمال منخفض) على الرغم من العلاج بالمضادات الحيوية التي يتم إعطاؤها ، فقم بعلاج الجرح يوميا وابدأ نظاما جديدا للمضادات الحيوية (كبريتات سيفكينيوم ، IM ، 2 مجم / كجم ، يوميا).

10. طريقة القتل الرحيم

  1. تحت التخدير والتخدير السابق ، كما هو موضح سابقا ، قم بإعطاء جرعة زائدة من ثيوبنتال الصوديوم الوريدي (200 مجم / كجم).
  2. تأكد من توقف القلب والجهاز التنفسي والوفاة عن طريق مراقبة العلامات الحيوية (تخطيط القلب الكهربائي ، ضغط الدم ، الكابنوغرافيا).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

معدلات البقاء على قيد الحياة MI والموقع
خضع سبعة وخمسون خنزيرا لزرع ملف الشريان التاجي في الفرع الهامشي LCX (n = 25 ؛ 12 أنثى و 13 ذكرا) أو في LAD بين الفرعين القطريين الأول والثاني (n = 32 ؛ 16 أنثى و 16 ذكرا) من الشريان التاجي وتم متابعتهم لمدة 30 يوما. كان معدل بقاء الحيوانات المقدمة إلى MI في الفرع الهامشي LCX 80٪ (n = 20). ماتت ثلاثة خنازير نتيجة لمضاعفات قاتلة تتعلق بكتلة الأذينية البطينية (AV) و asystole قبل نشر الملف ، وتوفي 2 من الخنازير بعد الرجفان البطيني (VF) المتعلق ب MI عبر الجدارية بعد ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يوفر الملف المنشور في الشريان التاجي نموذج MI غير قابل للتكرار ومتسق قبل السريرية في الخنازير يمكن استخدامه لتطوير واختبار استراتيجيات علاجية جديدة للقلب والأوعية الدموية.

في أيدينا ، كان معدل الوفيات عند المتابعة مرتبطا بنسبة 19٪ بمضاعفات MI ، معظمها خلال ال 24 ساعة الأولى من الإجراء. ترتبط جميع هذه الوفيات بالتاريخ الطبيعي ل MI غير المنصهر وكانت النتائج الأولية للدراسة. تعتمد إحدى الخطوات الأكثر أهمية في هذا البروتوكول على دخول القسطرة الدقيقة إلى الشرايين التاجية. في بعض الحالات ، تسبب تقدم...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه

شكر وتقدير

نعرب عن امتناننا لمركز الطب المقارن والتصوير الحيوي في كاتالونيا (CMCiB) والموظفين لمساهمتهم في تنفيذ النموذج الحيواني. تم دعم هذا العمل من قبل معهد كارلوس الثالث (PI18/01227 ، PI18/00256 ، INT20/00052) ، والجمعية الإسبانية لأمراض القلب ، و Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483]. وقد تم تمويل هذا العمل أيضا من قبل مشاريع Red de Terapia Celular - TerCel [RD16/0011/0006] و CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403] ، كجزء من الخطة الوطنية للزراعة + D + I ، وبتمويل مشترك من ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). تم دعم الدكتور فاديولي بمنحة من الجمعية الإسبانية لأمراض القلب (مدريد ، إسبانيا).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
6-F JR4 0-71 "قسطرة توجيهيةميدترونيكLA6JR406F JR4 90 سم قسطرة توجيه
الأدرينالين 1 مجم / ملB.Braunالكود الوطني (NC). 602486الأدرينالين
الأتروبين 1 مجم / ملB.BraunNC. 635649الأتروبين
بيتادينميلانNC. 694109-1محلول اليود بوفيدون
بوباك 0.3 مجم / ملريختر فارما AGنورث كارولاينا 578816.6بوبرينورفين
ديكسدوميتور 0.5 مجم / ملأوريون فارمانورث كارولاينا. 576303.3ديكسميديتوميدين
دراكسينزويتيسنورث كارولاينا. 576313.2تولاثروميسين
EMERALD GuidewireCordis502-5850.035 بوصة سلك J ذو
J مزيل الرجفان الخارجيDigiCareCS81XVETمزيل الرجفان
الخارجي اليدويFendivia 100 & micro; جم / ساعةتاكيداNC. 658524.5إبرة إدخال الفنتانيل عبر الجلد
18 جم × 7 سمGWI1802 الأرجونإبرة
الهيبارين 1٪ROVINC. 641647.1هيبارين
عالي عزم الدوران VersaTurn FAbbott1013317J0.014 بوصة 200 سم
Guidewire IsoFloZoetis50019100Isoflurane
كيتاميدورريختر فارما AG ،نورث كارولاينا 580393.7كيتامين
ليدوكائين 50 مجم / ملB.BraunNC. 645572.2ليدوكائين
MD8000vetMeditech EquipmentMD8000vetجهاز مراقبة متعدد المعلمات
مختبراتميدازولامنورمون نورمون نورث كارولاينا 624437.1Midazolam
Prelude.6F.11 سم (4.3 بوصة) .0.035 بوصة (0.89 مم) .50 سم (19.7 بوصة). مزدوج النهاية.الفولاذ المقاوم للصدأ.6F.16الجدارةPSI-6F-11-0356F غمد الأوعية الدموية
Propovet Multidosis 10 مجم / ملZoetisNC. 579742.7بروبوفول
RENEGADE STC-18 150/20 / STRAIGHT / 1ROبوسطن ScientificM001181370بطول 150 سم بقطر داخلي 0.017 بوصة Microcatheter
RuschelitTeleflex112482أنبوب القصبة الهوائية مع بالون (# 6.5)
SPUR IIAmbu325 012 000كيس قناع مجرى الهواء وحدة تهوية (AMBU)
Vasofix 20 جمB.Braun426909820 جم Cannula
Visipaque 320 مجم / مل USB 10 × 200 ملجنرال إلكتريك1177612متوسط تباين باليود
VortX-18 Diamond 3 مم / 3.3 ممM0013822030 بوسطن Scientific
WATO EX-35MindrayWATO EX-35آلةالتخدير
رأس عبر الجلد مقدمة ملف البيطري

المراجع

  1. Khan, M., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349(2020).
  2. Bhatt, A. S., Ambrosy, A. P., Velazquez, E. J. Adverse remodeling and reverse remodeling after myocardial infarction. Current Cardiology Reports. 19 (8), 71(2017).
  3. Verma, A., et al. Prognostic implications of left ventricular mass and geometry following myocardial infarction: The VALIANT (VALsartan In Acute myocardial iNfarcTion) echocardiographic study. JACC: Cardiovascular Imaging. 1 (5), 582-591 (2008).
  4. Konstam, M., Kramer, D., Patel, A., Maron, M., Udelson, J. Left ventricular remodeling in heart failure: current concepts in clinical significance and assessment. JACC. Cardiovascular Imaging. 4 (1), 98-108 (2011).
  5. Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 5 (1), 30(2009).
  6. Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (48), e2464(2011).
  7. Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), Bethesda, MD. 2104-2111 (2007).
  8. Yang, F., et al. Myocardial infarction and cardiac remodelling in mice. Experimental Physiology. 87 (5), 547-555 (2002).
  9. Suzuki, M., Asano, H., Tanaka, H., Usuda, S. Development and evaluation of a new canine myocardial infarction model using a closed-chest injection of thrombogenic material. Japanese Circulation Journal. 63 (11), 900-905 (1999).
  10. Rienzo, M., et al. A total closed chest sheep model of cardiogenic shock by percutaneous intracoronary ethanol injection. Scientific Reports. 10 (1), 12417(2020).
  11. Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117(2019).
  12. Liu, J., Li, X. Novel porcine models of myocardial ischemia/infarction - Technical progress, modified electrocardiograms validating, and future application. Advances in Electrocardiograms - Clinical Applications. , In Tech. Shanghai, China. 175-190 (2012).
  13. Hughes, G. C., Post, M., Simons, M., Annex, B. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for pre-clinical trials of therapeutic angiogenesis. Journal of Applied Physiology. 94 (5), Bethesda, MD. 1689-1701 (2003).
  14. Tsang, H. G., et al. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochemistry and Function. 34 (3), 113(2016).
  15. Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure. Circulation: Heart Failure. 2 (3), 262-271 (2009).
  16. Gálvez-Montón, C., et al. Transposition of a pericardial-derived vascular adipose flap for myocardial salvage after infarct. Cardiovascular Research. 91 (4), 659-667 (2011).
  17. Gálvez-Montón, C., et al. Comparison of two pre-clinical myocardial infarct models: coronary coil deployment versus surgical ligation. Journal of Translational Medicine. 12, 137(2014).
  18. Domkowski, P. W., Hughes, G. C., Lowe, J. E. Ameroid constrictor versus hydraulic occluder: creation of hibernating myocardium. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (6), 1984(2000).
  19. Tuzun, E., et al. Correlation of ischemic area and coronary flow with ameroid size in a porcine model. Journal of Surgical Research. 164 (1), 38-42 (2010).
  20. Weismüller, P., Mayer, U., Richter, P., Heieck, F., Kochs, M., Hombach, V. Chemical ablation by subendocardial injection of ethanol via catheter - preliminary results in the pig heart. European Heart Journal. 12 (11), 1234-1239 (1991).
  21. Haines, D., Verow, A., Sinusas, A., Whayne, J., DiMarco, J. Intracoronary ethanol ablation in swine: characterization of myocardial injury in target and remote vascular beds. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 5 (1), 41-49 (1994).
  22. Li, K., Wagner, L., Moctezuma-Ramirez, A., Vela, D., Perin, E. A robust percutaneous myocardial infarction model in pigs and its effect on left ventricular function. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2021).
  23. Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
  24. Dib, N., Diethrich, E. B., Campbell, A., Gahremanpour, A., McGarry, M., Opie, S. R. A percutaneous swine model of myocardial infarction. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 53 (3), 256-263 (2006).
  25. National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , National Academies Press. Washington (DC), US. (2011).
  26. Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R. Percutaneous cardiac catheterization of the neonate. Pediatrics. 55 (5), 662-665 (1975).
  27. Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269(2014).
  28. Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

تصحيح


Formal Correction: Erratum: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model
Posted by JoVE Editors on 5/26/2022. Citeable Link.

An erratum was issued for: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. The Protocol and Discussion sections were updated.

Step 3.5 was updated from:

Clean the right femoral area with surgical soap and antiseptic povidone-iodine solution under sterile conditions

to:

Clean the right femoral area with surgical soap followed by alternating antiseptic povidone-iodine solution and alcohol 3 times under sterile conditions.

Section 9 was updated from:

9. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

to:

9. Postoperative pain assessment and monitoring

  1. During the post-surgical follow-up, monitor the general condition of the animals, including the respiratory rate, food and water intake, activity and interaction with the other individuals, appearance and coloration of the skin, and the evolution of the surgical wound.
  2. Apply a daily supervision protocol according to the following scoring criteria:
    - Weight:
    0: Normal
    1: <10% weight loss
    2: 10-20% weight loss
    3:> 20% weight loss

    - Body condition:
    0: Good: non-prominent vertebrae, pelvic or spinal bones
    2: Regular: evidence of spinal segmentation, palpable pelvic bones
    3: Emaciation: extremely marked skeleton, little or no meat to cover

    - Behavior:
    0: Normal: Active and interactive in your environment
    1: Slight decline in activity and less interactive
    2: Abnormal: pronounced decline in activity, isolated
    3: Abnormal: Immobile or hyperactivity, possible self-harm

    - Physical appearance:
    0: Normal: skin/hair shiny and eyes bright
    1: Disappears embalming, skin/hair without shine
    2: Poor skin/nasal secretions
    3: Poor skin, abnormal or hunched posture

    - Behavioral disorders:
    0: None
    1: Inability to move normally
    2: Unable to reach food/drink, isolated from other animals
    3: Intention to hide/corner, does not respond to stimuli (dying)

    - Clinical signs:
    0: None
    1: Hypothermia, fever, mild respiratory failure
    2: Infection of the surgical wound, moderate respiratory failure with muco-bloody secretions
    3: Heart failure, severe respiratory failure (cyanosis, open mouth)

    Score:
    - 1-5: Supervise the animals once a day.
    - 6-12: Provide supportive therapy if necessary.
    - Any animal with a score of 3 in any of the above parameters or with a total score >12 will be euthanized.
    NOTE: The animals should be monitored daily by the animal care staff and twice a week by the research and veterinary team.
  3. Although no pain and distress are expected from the procedure, if any animal shows signs of pain, give analgesic therapy (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, daily). If any animal does not respond to analgesic medication and shows signs of chronic pain (very low probability), euthanize the animal with an anesthetic overdose (sodium thiopental, IV, 200 mg/kg).
  4. If the surgical wound shows signs of infection (low probability) despite the antibiotic therapy administered, treat the wound daily and initiate a new antibiotic regimen (cefquinome sulphate, IM, 2 mg/kg, daily).

10. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

الوسوم

مقالات ذات صلة