مقالة منهجية

تقنية معدلة لاستخدام قلوب الفئران حديثي الولادة في إعداد Langendorff

DOI:

10.3791/63349

⸱

مارس 4, 2022

 , 
1Department of Anesthesiology, Vanderbilt University Medical Center, 2Department of Anesthesiology, Columbia University Medical Center

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يصف هذا البروتوكول القنية الأبهرية والتروية الرجعية لقلب الفئران الوليدي السابق في الجسم الحي . تسمح استراتيجية شخصين ، باستخدام مجهر تشريح وإبرة قياس صغيرة مخففة ، بتعليب موثوق. يتم تحقيق القياس الكمي للتوتر الانقباضي الطولي باستخدام محول طاقة متصل بقمة البطين الأيسر.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لطالما كان استخدام القلب الرجعي السابق في الجسم الحي حجر الزاوية في التحقيق في نقص التروية منذ تطويره من قبل أوسكار لانغندورف قبل أكثر من قرن من الزمان. على الرغم من أن هذه التقنية قد تم تطبيقها على الفئران على مدى السنوات ال 25 الماضية ، إلا أن استخدامها في هذا النوع اقتصر على الحيوانات البالغة. ومن شأن تطوير طريقة ناجحة لتعليب الشريان الأورطي الفئراني الوليدي باستمرار أن يسمح بإجراء دراسة منهجية للقلب المعزول الرجعي المنصهر خلال فترة حرجة من تطور القلب في نوع قابل للتعديل وراثيا ومنخفض التكلفة. تعديل إعداد Langendorff يمكن من التعليب وإنشاء التروية في قلب الفئران حديثي الولادة مع تقليل وقت نقص التروية. يتطلب التحسين تقنية من شخصين للسماح بتقليب ناجح للشريان الأورطي للفأر حديث الولادة باستخدام مجهر تشريح وإبرة معدلة متاحة تجاريا. سيؤدي استخدام هذا النهج إلى إنشاء تروية رجعية بشكل موثوق به في غضون 3 دقائق. نظرا لأن هشاشة قلب الفأر الوليدي وحجم تجويف البطين يمنع القياس المباشر للضغط داخل البطين المتولد باستخدام بالون ، فإن استخدام محول طاقة متصل بواسطة خياطة بقمة البطين الأيسر لتحديد التوتر الانقباضي الطولي أمر ضروري. تسمح هذه الطريقة للباحثين بالنجاح في إنشاء إعداد قلب الفئران حديثي الولادة المعزول ذو التدفق المستمر الرجعي ، مما يسمح بدراسة بيولوجيا القلب التنموية بطريقة خارج الجسم الحي . الأهم من ذلك ، سيكون هذا النموذج أداة قوية للتحقيق في الاستجابات الفسيولوجية والدوائية لنقص التروية في قلب حديثي الولادة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

كانت مستحضرات القلب خارج الجسم الحي عنصرا أساسيا في الدراسات الفسيولوجية والفسيولوجية المرضية والدوائية لأكثر من قرن. انطلاقا من عمل إلياس سيون في 1860s ، قام أوسكار لانغندورف بتكييف نموذج الضفدع المعزول للتروية الرجعية ، وضغط على جذر الأبهر لتوفير تدفق الشريان التاجي مع عطور مؤكسج1. باستخدام تكيفه ، تمكن Langendorff من إثبات وجود علاقة بين الدورة الدموية التاجية والوظيفة الميكانيكية2. ظل القلب الرجعي السابق في الجسم الحي ، والذي أطلق عليه فيما بعد اسم تقنية Langendorff ، حجر الزاوية في التحقيق الفسيولوجي ، مستفيدا من بساطته لدراسة القلب المعزول بقوة في غياب الارتباك المحتمل. تم تعديل إعداد Langendorff بشكل أكبر للسماح للقلب بالخروج (ما يسمى "القلب العامل") والسماح للعطر بإعادة تدوير3. ومع ذلك ، ظلت نقاط النهاية الفسيولوجية الأولية للاهتمام دون تغيير. وتشمل نقاط النهاية هذه مقاييس وظيفة الانقباض ، والتوصيل الكهربائي ، والتمثيل الغذائي للقلب ، ومقاومة الشريان التاجي4.

لتقييم وظيفة القلب في إعداد قلب الضفدع الأصلي ، قام لانغندورف بقياس التوتر الناتج عن تقلص البطين في المحور الطولي باستخدام خيط متصل بين قمة القلب ومحول القوة. 5 تم قياس الانقباض متساوي القياس بهذه الطريقة مع تطبيق التوتر القاعدي على القلب في حالة عدم وجود حشوة بطينية. وقد أدى تحسين النهج إلى وضع بالونات مملوءة بالسوائل في البطين الأيسر عبر الأذين الأيسر لتقييم أداء عضلة القلب أثناء الانكماش متساوي الحجم6. لتقييم إيقاع القلب ومعدل ضربات القلب ، يمكن وضع خيوط سطحية على أقطاب القلب لتمكين الباحثين من تسجيل مخطط كهربية القلب. ومع ذلك ، يمكن توقع بطء القلب النسبي ، بالنظر إلى الإلغاء الإلزامي. قد تعمل الوتيرة الخارجية على التغلب على هذا والقضاء على تقلب معدل ضربات القلب بين التجارب1. يمكن تقييم مقياس آخر للنتائج ، وهو استقلاب عضلة القلب ، عن طريق قياس محتوى الأكسجين والركيزة الأيضية في الفوسفات التاجية والنفايات السائلة وحساب الفرق بينهما7. يمكن أن يساعد تحديد كمية اللاكتات في النفايات السائلة التاجية في توصيف فترات التمثيل الغذائي اللاهوائي كما هو موضح مع نقص الأكسجة أو نقص التروية أو نقص التروية أو الاضطرابات الأيضية7.

مكن عمل لانغندورف الأصلي من دراسة قلب الثدييات السابق في الجسم الحي ، باستخدام القطط كموضوع أساسي5. اكتسب تقييم قلب الفئران المعزولة شعبية في منتصف 1900s مع هوارد مورغان ، الذي فصل نموذج الفئران "القلب العامل" في 19675. بدأ استخدام الفئران منذ 25 عاما فقط بسبب التعقيد التقني وهشاشة الأنسجة وحجم قلب الفئران الصغير نسبيا. على الرغم من التحديات المرتبطة بدراسة الفئران ، فإن انخفاض التكاليف وسهولة التلاعب الجيني قد زاد من جاذبية وطلب مستحضرات الفئران خارج الجسم الحي. لسوء الحظ ، اقتصر تطبيق هذه التقنية على الحيوانات البالغة ، حيث كانت الفئران اليافعة البالغة من العمر 4 أسابيع أصغر الأشخاص الذين تم استخدامهم لدراسة الجسم الحي السابق حتى وقت قريب جدا 8,9. في حين أن الفئران الصغيرة "غير ناضجة نسبيا" مقارنة بالبالغين ، إلا أن فائدتها كمواضيع لدراسات البيولوجيا التنموية محدودة لأنها ، إلى حد كبير ، فطمت من سد ولادتها وستبدأ قريبا سن البلوغ10. تحدث المراهقة إلى ما بعد الانتقال بعد الولادة في استخدام ركيزة عضلة القلب من الجلوكوز واللاكتات إلى الأحماض الدهنية11. وبالتالي ، فإن معظم المعلومات حول التغيرات الأيضية في قلب حديثي الولادة قد نتجت تاريخيا عن العمل خارج الجسم الحي في الأنواع الأكبر مثل الأرانب وخنزير غينيا11.

والواقع أن هناك نهجا بديلة لإعداد لانغندورف. وتشمل هذه التجارب في المختبر ، والتي تفتقر إلى البيانات الوظيفية للعضو بأكمله والسياق ، أو في دراسات الجسم الحي. يمكن أن يكون هذا تحديا ومعقدا من الناحية الفنية من خلال متغيرات مربكة مثل الآثار القلبية الوعائية والتنفسية لعامل مخدر مطلوب ، وتأثير المدخلات العصبية الخلطية ، وعواقب درجة الحرارة الأساسية ، والحالة الغذائية للحيوان ، وتوافر الركيزة12,13. نظرا لأن نهج Langendorff يسمح بدراسة القلب المعزول المنصهر بطريقة خارج الجسم الحي بطريقة أكثر تحكما في غياب مثل هذه الإرباكات ، فقد كان ولا يزال يعتبر أداة بحثية قوية. لذلك ، فإن التقنية المعروضة هنا تعطي الباحثين نهجا تجريبيا لدراسة الجسم الحي السابق لقلب الفئران حديث الولادة وتحد من الوقت لإعادة التروية.

يعد فحص القلب خلال فترات التطور أحد الاعتبارات المهمة نظرا للتحولات الكيميائية الحيوية والفسيولوجية والتشريحية واسعة النطاق التي تحدث أثناء نضج عضلة القلب. التحولات من التمثيل الغذائي اللاهوائي إلى الفسفرة التأكسدية ، والتغيرات في استخدام الركيزة ، والتقدم من تكاثر الخلايا إلى التضخم هي عمليات ديناميكية تحدث بشكل فريد في القلب غير الناضج11,14. جانب حاسم آخر من القلب النامي هو أن الضغوطات التي تتم مواجهتها خلال الفترات الضرورية قد تنتج استجابات متزايدة في قلب حديثي الولادة وتغير التعرض المستقبلي للإهانات في مرحلة البلوغ15. على الرغم من أن العمل السابق قد استخدم الفئران والحملان والأرانب حديثي الولادة لدراسة قلب حديثي الولادة الذي يعاني من لانغندورف ، إلا أن التقدم الذي يسمح باستخدام الفئران ضروري نظرا لأهمية هذا النوع في أبحاث البيولوجيا التنموية16. لتلبية هذه الحاجة ، تم مؤخرا إنشاء أول نموذج قلب حديث الولادة من الفئران Langendorff باستخدام عمرها 10 أيام6. تظهر هنا طريقة لتمكين القنية الأبهرية الناجحة وإنشاء تروية رجعية لقلب الفئران حديث الولادة المعزول. يمكن استخدام هذا النهج في علم الأدوية أو نقص التروية أو دراسات التمثيل الغذائي التي تركز على وظيفة العضو بالكامل أو يمكن تكييفه لعزل الخلايا العضلية القلبية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم الحصول على موافقات اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات التابعة للمركز الطبي بجامعة كولومبيا لجميع الطرق الموصوفة. تم استخدام النوع البري C57Bl / 6 الذكور بعد الولادة يوم 10 الفئران للدراسة.

1. إعداد جهاز لانغندورف

  1. لتقليل التعقيد، استخدم الفوسفات المؤكسجة غير المعاد تدويرها داخل جهاز Langendorff (انظر جدول المواد) عبر التدفق المستمر أو الضغط المستمر.
    1. استخدم المخزن المؤقت Krebs-Henseleit (KHB) ، الذي يحتوي على 120 مليمول / لتر من كلوريد الصوديوم ، و 4.7 مليمول / لتر من KCl ، و 1.2 مليمول / لتر من MgSO 4 ، و 1.2 مليمول / لتر من KH 2 PO 4 ، و 1.25 مليمول / لتر من CaCl 2 ، و 25 مليمول / لتر من NaHCO3 ، و 11 مليمول / لتر من الجلوكوز عند درجة الحموضة7.4 (انظر جدول المواد) ، والتوازن مع 95٪ من O2 و 5٪ من CO 2 داخل جهاز Langendorff والحفاظ على 37 درجة مئوية.
  2. بالنسبة لنهج التدفق المستمر ، حافظ على معدل تدفق مستمر عند ~ 2.5 مل ∙min-1.
    ملاحظة: معدل التدفق هذا سوف يقارب تدفق الشريان التاجي من ~ 75-80 مل / غرام ∙min ، بالنظر إلى أن متوسط وزن قلب الماوس البالغ من العمر 10 أيام (P10) هو ~ 30 ملغ17,18.

2. تصنيع قنية الأبهر

  1. قم بتصنيع قنية الأبهر للفأر حديث الولادة من إبرة من الفولاذ المقاوم للصدأ 26 جم (انظر جدول المواد). باستخدام مقص حاد ، اقطع طرف الإبرة لإضعاف النهاية. احرص على عدم تجعيد أو تقييد قطر تجويف الإبرة. قم بتنعيم حافة القطع وإزالة أي نتوءات عن طريق كشط الطرف المخفف بلطف على سطح الطاولة المختبري باستخدام حركة ذهابا وإيابا.
    ملاحظة: يجب إزالة الجراب المجهرية والحواف الحادة لأنها يمكن أن تمزق الشريان الأورطي للفأر حديث الولادة وتتلف الصمام الأبهري. بدلا من ذلك ، استخدم ورق الصنفرة الناعم الحصى.
  2. قم بإرفاق القنية المصنعة بجهاز Langendorff وتقييم التدفق والمقاومة. قياس معدلات التدفق عبر القنية عن طريق جمع وقياس كمية المخزن المؤقت خلال فترة زمنية معروفة. تأكد من أن التدفق الفعلي يساوي معدل التدفق المحدد البالغ 2.5 مل في الدقيقة 1.
  3. حدد مقدار فرق الضغط عبر القنية مع تدفق KHB باتباع الخطوات أدناه.
    1. قياس الضغط في النظام مع وبدون القنية المصنعة المرفقة.
    2. قسم فرق الضغط عبر القنية على معدل التدفق للحصول على مقاومة القنية وفقا لقانون أوم15.
    3. تأكد من أن مقاومة القنية المصنعة تتكون من ~ 16.0 ± 1.9 مم زئبق ∙min ∙mL-1 من المقاومة الكلية6. تشير المقاومة المفرطة إلى تجويف قنية يحتمل أن يكون معرضا للخطر.
      ملاحظة: حساب العينة: Pمع قنية - P بدون قنية = ΔP. إذا كان Pمع = 48 و Pبدون = 8 ، فإن ΔP = 40. عند معدل تدفق (Q) يبلغ 2.5 مل من الدقيقة-1 و ΔP من مقاومة القنية 40 يساوي 16 مم زئبق ∙min ∙mL-1 باستخدام R = Δ P / Q = 40/ 2.5 = 16.
  4. قم بإزالة قنية 26 G وقم بتوصيل الأنابيب عالية الضغط (انظر جدول المواد) بموقع القنية على جهاز Langendorff. نعلق قنية الأبهر على الطرف البعيد من الأنابيب. قم بإلغاء تهوية الأنابيب والقنية باستخدام المخزن المؤقت المؤكسج ، مما يضمن إزالة جميع الفقاعات.
    ملاحظة: يسمح استخدام أنابيب الضغط العالي بهذه الطريقة بتمديد القنية إلى وضع أكثر بعدا. هذا ضروري للسماح بتقليب الأبهر باستخدام مجهر تشريح مجاور للإعداد (الشكل 1).

3. حصاد الأعضاء

  1. الفئران المضادة للتخثر عن طريق حقن الهيبارين داخل الصفاق (IP) (10 كيلو و / كجم) (انظر جدول المواد) لمنع تكوين الميكروثرومبي التاجي باستخدام إبرة 26 جم على حقنة 1 مل. اترك عدة دقائق حتى يدور الهيبارين قبل الشروع في حقن أي مخدر.
  2. تخدير الحيوان مع حقن IP باستخدام إبرة 26 G على حقنة 1 مل.
    ملاحظة: من الضروري مراقبة الحيوان بعناية بعد الحقن المخدر لتجنب انقطاع النفس ونقص الأكسجة اللاحق. Pentobarbital (70 ملغم / كغ) هو خيار موثوق للتخدير ، لأنه يسمح ببداية سريعة للتخدير دون التسبب في انقطاع النفس19,20. يمكن استخدام عوامل التخدير الأخرى ، بشرط ألا تسبب الجرعات المستخدمة انقطاع النفس21. يجب على الباحثين النظر في آثار المنومات المهدئة البديلة على وظيفة القلب22,23. قد يؤدي خلع عنق الرحم كطريقة أولية للقتل الرحيم إلى إطالة نقص الأكسجة ونقص التروية قبل القنطرة.
  3. ضع الماوس في وضع ضعيف وقم بتأمين الأطراف فور فقدان الوعي. استخدم إبر تحت الجلد صغيرة المقياس لتأمين كل طرف. ابدأ الحصاد بمجرد أن لا يستجيب الحيوان لقرصة إصبع القدم ؛ يجب أن يتنفس الحيوان تلقائيا أثناء التشريح الأولي.
  4. قم بعمل شق عرضي تحت الإكسيفويد عبر عرض الحيوان لفضح تجويف البطن باستخدام مقص تشريح مستقيم (انظر جدول المواد).
    ملاحظة: تقنية التعقيم ليست ضرورية نظرا لأن الإجراء يمثل جراحة عدم البقاء على قيد الحياة.
    1. تحديد الحجاب الحاجز بشكل متفوق وشق الجزء الأمامي تماما. قطع القفص الصدري ثنائيا على طول خط منتصف الإبط في اتجاه رأسي. اطلب من مساعد فهم عملية الخنفساء باستخدام ملقط وعكس القص والأضلاع بشكل قحفي لفضح الأعضاء الصدرية.
  5. تحديد الوريد الأجوف السفلي تحت الحجابي (IVC) فوق الكبد. قم بعبور IVC باستخدام مقص قزحية منحني مع الحفاظ على توتر أمامي ورأسي طفيف على الجزء القريب باستخدام ملقط القزحية (انظر جدول المواد).
    1. قطع خلفي على طول السطح الأمامي للعمود الفقري باستخدام مقص القزحية المنحني أثناء سحب IVC لأعلى وخارج التجويف الصدري. أثناء تعبئة القلب ، قم بزاوية المقص أماميا واقطع الأوعية الكبيرة بشكل متفوق لإزالة القلب والرئتين تماما.
      ملاحظة: تسمح هذه الطريقة بالزرع السريع للقلب والرئتين بشكل جماعي.
  6. غمر العينة على الفور في KHB الباردة أو المالحة. يجب أن يتوقف القلب عن النبض في غضون ثوان.

4. القنية

  1. قطع قطعة من منشفة ورقية وضعها في الجزء السفلي من طبق بتري ضحل لتوفير الاحتكاك لتحقيق الاستقرار في القلب أثناء التعليب. بلل ب KHB البارد لمنع القلب من الالتصاق به.
    1. ضع طبق بتري المحضر تحت المجهر التشريحي واضبط التركيز. ضع قنية الأبهر المتصلة بأنبوب التمديد عالي الضغط تحت المجهر التشريحي مع خياطة حريرية 5-0 مربوطة بشكل فضفاض حول محورها (انظر جدول المواد).
      ملاحظة: يجب توخي الحذر للحد من كمية السوائل في طبق بتري لأن الرئتين المملوءتين بالهواء يمكن أن تطفو وتتسبب في تحرك الأعضاء التي تم استئصالها.
  2. ضع الأعضاء الصدرية المستأصلة في طبق بتري. تحت المجهر ، حدد الغدة الصعترية من خلال لمعانها الأبيض وفصين وتوجيه العينة بحيث تكون الغدة الصعترية أمامية ومتفوقة24. هذا سيضمن التوجيه السليم للقلب.
  3. باستخدام الملقط ، افصل بصراحة فصوص الغدة الصعترية لفضح الأوعية الكبيرة. حدد الشريان الأورطي عن طريق تحديد السمات المميزة المتفرعة لقوس الأبهر.
    ملاحظة: غالبا ما يحدد اللون الأرجواني الداكن البطين الأيمن والشريان الرئوي. يقع الشريان الأورطي الصاعد بين الشريان الرئوي الرئيسي والأذين الأيمن.
  4. انقل الشريان الأورطي بمقص حاد ناعم (انظر جدول المواد) بالقرب من الشريان تحت الترقوة.
    ملاحظة: إذا تم نقل الشريان الأبهري بالقرب من الصمام الأبهري، فلن يكون هناك ما يكفي من الأنسجة الأبهرية لتمكين تأمين الكانيولا. بدلا من ذلك، إذا كان الشريان الأورطي مرتفعا جدا، يمكن أن يتسرب البيرفوسات من واحد أو أكثر من فروع الأبهر (مثل الشريان تحت الترقوة).
  5. أمسك بلطف الشريان الأورطي العابر باستخدام ملقط منحني ناعم على غرار الصائغ (انظر جدول المواد). قم بتقليب الشريان الأورطي بعناية باستخدام إبرة حادة بوزن 26 جم ، مع الحرص على عدم إتلاف الصمام الأبهري. ثبت في مكانه عن طريق الإمساك بالشريان الأورطي باستخدام الملقط المنحني الناعم حول الكانيولا. بمجرد إنشاء السيطرة على الشريان الأورطي ، ابدأ التروية الرجعية للحد من وقت نقص التروية.
    ملاحظة: يجب أن يبدأ القلب في النبض ويصبح شاحبا حيث يتم تصريف الدم من عضلة القلب و KHB يتخلل الشرايين التاجية. الفشل في النبض تلقائيا ، أو وجود احتقان بطيني ، أو عدم تغير لون القلب يشير إلى وجود قنية في غير محلها.
  6. اطلب من المساعد أن يمسك بأطراف الخيط المربوط بشكل فضفاض وأن يحاصر بعناية الشريان الأورطي حول الكانيولا. قم بربط الخيط فوق أو أسفل الملقط الناعم المنحني (مع تثبيت القنية في مكانها) ، اعتمادا على كمية أنسجة الأبهر والاعتبارات التشريحية. تشديد خياطة وتأكيد كفاية تدفق الشريان التاجي.
  7. افصل الأنابيب عالية الضغط عن جهاز Langendorff. أمسك بمحور القنية وافصل الإبرة الحادة عن أنبوب التمديد عالي الضغط. إرفاق بسرعة محور قنية إلى الجهاز.
    ملاحظة: يجب الحرص على عدم إزاحة القلب أو إدخال الهواء إلى الكانيولا.
  8. بمجرد تعليق القلب على جهاز Langendorff في الموضع المعتاد ، ويتم تأكيد التروية الكافية ، قم بتقليم الرئة والغدة الصعترية والأنسجة الزائدة بعناية. شق الأذين الأيمن للسماح للنفايات الجيبية التاجية بالتنقيط بحرية.

5. القياس الوظيفي

  1. اصنع عقدة صغيرة في نهاية خياطة حريرية 5-0 (متصلة بإبرة منحنية). اخترق قطعة صغيرة من فيلم البارافين (2-3 مم × 2-3 مم) بالإبرة وحرك البارافين إلى النهاية المعقودة. مرر الإبرة بعناية عبر قمة البطين واسحب الخيط عبر القلب حتى يصبح فيلم البارافين دافئا ضد الجدار الجانبي للبطين.
    ملاحظة: يساعد فيلم البارافين على منع العقدة من تمزيق القلب والسحب عبر البطين.
  2. مرر الإبرة من خلال فتحة سترة الاحترار المملوءة بالماء لجهاز Langendorff. يمكن الآن تغليف القلب وتسخينه.
  3. قم بتوصيل الإبرة بمحول القوة (انظر جدول المواد) بطريقة تتجنب تنقيط الجيوب الأنفية التاجية. اضبط الخيط لتطبيق 1-2 جم من التوتر القاعدي ، كما هو موضح في التوتر الانبساطي أو الحضيض في تتبع التوتر.
    ملاحظة: تجنب سحب القلب من القنية أو التواء الشريان الأورطي، وبالتالي المساس تروية الشريان التاجي.
  4. ضع أقطاب كهربائية سطحية على القطبين العلوي والسفلي للقلب لتسجيل مخطط كهربية القلب.
    ملاحظة: استخدم سلك سرعة الشرج المؤقت للأطفال مع إزالة الإبرة للحصول على قطب سطحي مرن متصل ب Bio Amp (انظر جدول المواد).
  5. قم بأخذ عينة من النفايات السائلة للجيوب الأنفية التاجية لتحليلها باستخدام قسطرة 24 G IV (انظر جدول المواد).
  6. اطرح مقاومة القنية من مقاومة النظام الكلية للحصول على مقاومة الشريان التاجي وفقا لقانون كيرشوف25.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم استخدام الفئران P10 لنمذجة نقطة زمنية في مرحلة الطفولة البشرية26,27. تم حصاد خمسة عشر من قلوب الفئران المعزولة C57Bl / 6 حديثي الولادة وتعليبها بنجاح. كانت القلوب مندمجة بتدفق مستمر يبلغ 2.5 مل من KHB المؤكسج الدافئ بالمؤكسجين. تم قياس المعلمات الأيضية ، بما في ذلك استخراج الجلوكوز ، واستهلاك الأكسجين ، وإنتاج اللاكتات ، والمعلمات الفسيولوجية مثل معدل ضربات القلب ، وضغط التروية ، ومقاومة الشريان التاجي. تم استخدام الأقطاب الكهربائية السطحية لتسجيل م...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يصف هذا العمل القنية الأبهرية الناجحة والتروية الرجعية في قلب الفأر حديث الولادة المعزول. الأهم من ذلك ، أنه يسمح للباحثين بالتغلب على الحواجز التي قدمها عمر الفئران الصغير وحجم القلب الصغير سابقا8. على الرغم من أن هذا النهج ليس معقدا في التصميم ، إلا أنه يتطلب درجة كبيرة من المهارة التقنية. الخطوات الرئيسية التي ستتحدى حتما حتى أكثر المحققين كفاءة من الناحية التقنية ستكون تعليب الشريان الأورطي وتأمين القنية في مكانها. لا ترجع صعوبة القنية الوليدية فقط إلى صغر حجم تجويف الأبهر. قد يتحدى الطول القص...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

NIH/NINDS R01NS112706 (R.L.)

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
جهاز القوارض LangendorffRadnoti130102EZ
24 G قسطرةBD381511
26 G إبرة على 1 مل حقنة كومبوBD309597
26 G إبرة فولاذيةBD305111
5-0 خياطة حريريةEthiconS1173
Bio AmpADInstrumentsFE135
الكابلات الحيويةADnstrumentsMLA1515
CaCl2< / sub>Sigma-AldrichC4901-100G
تعميم مياه التدفئة حمامHaakeDC10
مقص قزحيةمنحني MedlineMDS10033Z
المجهرنيكونSMZ-2B
العثور على مقص زنبركيكينتINS600127
محول القوةADinstrumentsMLT1030 / D
الجلوكوزSigma-AldrichG8270-100G
HeparinSagent400-01
أنابيب الضغط العاليEdwards Lifesciences50P184
ملقط خلع الملابس القزحيةكينتINS650915-4
منحني على غرار المجوهرات ملقط دقيقMiltex17-307-MLTX
KClSigma-AldrichP3911-25G
KH2< / sub>PO4< / sub>Sigma-AldrichP0662-25G
MgSO4< / sub>Sigma-AldrichM7506-500G
NaClسيجما ألدريتشS9888-25G
NaHCO3Sigma-AldrichS6014-25G
GilsonMinipuls 3
مقص تشريح مستقيمكينتINS600393-G
سلك سرعة القلب المؤقتEthiconTPW30
محول قوة واسع النطاقADnstrumentsMLT1030 / A
تشريح

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bell, R., Mocanu, M., Yellon, D. Retrograde heart perfusion: The Langendorff technique of isolated heart perfusion. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50 (6), 940-950 (2011).
  2. Skrzypiec-Spring, M., Grotthus, B., Szeląg, A., Schulz, R. Isolated heart perfusion according to Langendorff-still viable in the new millennium. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 55 (2), 113-126 (2007).
  3. Olejnickova, V., Novakova, M., Provaznik, I. Isolated heart models: Cardiovascular system studies and technological advances. Medical and Biological Engineering and Computing. 53 (7), 669-678 (2015).
  4. Döring, H. The isolated perfused heart according to Langendorff technique--function--application. Physiologia Bohemoslovaca. 39 (6), 481-504 (1990).
  5. Liao, R., Podesser, B., Lim, C. The continuing evolution of the Langendorff and ejecting murine heart: New advances in cardiac phenotyping. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 303 (2), 156-167 (2012).
  6. Barajas, M., Yim, P., Gallos, G., Levy, R. An isolated retrograde-perfused newborn mouse heart preparation. MethodsX. 7, 101058(2020).
  7. De Leiris, J., Harding, D., Pestre, S. The isolated perfused rat heart: A model for studying myocardial hypoxia or ischaemia. Basic Research in Cardiology. 79 (3), 313-321 (1984).
  8. Liaw, N., et al. Postnatal shifts in ischemic tolerance and cell survival signaling in murine myocardium. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 305 (10), 1171-1181 (2013).
  9. Chaudhary, K., et al. Differential effects of soluble epoxide hydrolase inhibition and CYP2J2 overexpression on postischemic cardiac function in aged mice. Prostaglandins and Other Lipid Mediators. 104, 8-17 (2013).
  10. Dutta, S., Sengupta, P. Men and mice: Relating their ages. Life Sciences. 152, 244-248 (2016).
  11. Onay-Besikci, A. Regulation of cardiac energy metabolism in newborn. Molecular and Cellular Biochemistry. 287 (1), 1-11 (2006).
  12. Milani-Nejad, N., Janssen, P. M. L. Small and large animal models in cardiac contraction research: Advantages and disadvantages. Pharmacology and Therapeutics. 141 (3), 235-249 (2014).
  13. Kaese, S., Verheule, S. Cardiac electrophysiology in mice: A matter of size. Frontiers in Physiology. 3 (345), 00345(2012).
  14. Tan, C., Lewandowski, A. The transitional heart: From early embryonic and fetal development to neonatal life. Fetal Diagnosis and Therapy. 47 (5), 373-386 (2020).
  15. Zhang, P., Lv, J., Li, Y., Zhang, L., Xiao, D. Neonatal lipopolysaccharide exposure gender-dependently increases heart susceptibility to ischemia/reperfusion injury in male rats. International Journal of Medical Sciences. 14 (11), 1163(2017).
  16. Ziyatdinova, N., et al. Effect of If Current Blockade on Newborn Rat Heart Isolated According to Langendorff. Bulletin of Experimental Biology and Medicine. 167 (4), 424-427 (2019).
  17. Teng, B., Tilley, S., Ledent, C., Mustafa, S. In vivo assessment of coronary flow and cardiac function after bolus adenosine injection in adenosine receptor knockout mice. Physiological reports. 4 (11), 12818(2016).
  18. Xu, W., et al. Lethal cardiomyopathy in mice lacking transferrin receptor in the heart. Cell Reports. 13 (3), 533-545 (2015).
  19. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. Institute for Laboratory Animal Research. 53 (1), 55-69 (2012).
  20. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal. 53 (1), 55-69 (2012).
  21. Erhardt, W., Hebestedt, A., Aschenbrenner, G., Pichotka, B., Blümel, G. A comparative study with various anesthetics in mice (pentobarbitone, ketamine-xylazine, carfentanyl-etomidate). Research in Experimental Medicine. 184 (3), 159-169 (1984).
  22. Janssen, B., et al. Effects of anesthetics on systemic hemodynamics in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 287 (4), 1618-1624 (2004).
  23. Zuurbier, C., Koeman, A., Houten, S., Hollmann, M., Florijn, W. Optimizing anesthetic regimen for surgery in mice through minimization of hemodynamic, metabolic, and inflammatory perturbations. Experimental Biology and Medicine. 239 (6), 737-746 (2014).
  24. Hard, G. Thymectomy in the neonatal rat. Laboratory Animals. 9 (2), 105-110 (1975).
  25. Sun, Z., Ambrosi, E., Bricalli, A., Ielmini, D. Logic computing with stateful neural networks of resistive switches. Advanced Materials. 30 (38), 1802554(2018).
  26. Clancy, B., Finlay, B., Darlington, R., Anand, K. Extrapolating brain development from experimental species to humans. Neurotoxicology. 28 (5), 931-937 (2007).
  27. Hornig, M., Chian, D., Lipkin, W. Neurotoxic effects of postnatal thimerosal are mouse strain dependent. Molecular Psychiatry. 9 (9), 833-845 (2004).
  28. Langendorff, O. Untersuchungen am überlebenden Säugethierherzen. Archiv für die gesamte Physiologie des Menschen und der Tiere. 61 (6), 291-332 (1895).
  29. Edlund, A., Wennmalm, Å Oxygen consumption in rabbit Langendorff hearts perfused with a saline medium. Acta Physiologica Scandinavica. 113 (1), 117-122 (1981).
  30. Kuzmiak-Glancy, S., Jaimes, R., Wengrowski, A., Kay, M. Oxygen demand of perfused heart preparations: How electromechanical function and inadequate oxygenation affect physiology and optical measurements. Experimental Physiology. 100 (6), 603-616 (2015).
  31. Wiesmann, F., et al. Developmental changes of cardiac function and mass assessed with MRI in neonatal, juvenile, and adult mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 278 (2), 652-657 (2000).
  32. Le, V., Kovacs, A., Wagenseil, J. Measuring left ventricular pressure in late embryonic and neonatal mice. Journal of visualized experiments. (60), e3756(2012).
  33. Bednarczyk, J., et al. Incorporating dynamic assessment of fluid responsiveness into goal-directed therapy: A systematic review and meta-analysis. Critical Care Medicine. 45 (9), 1538(2017).
  34. Louch, W., Sheehan, K., Wolska, B. Methods in cardiomyocyte isolation, culture, and gene transfer. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 51 (3), 288-298 (2011).
  35. Ackers-Johnson, M., Foo, R. Langendorff-free isolation and propagation of adult mouse cardiomyocytes. Methods in Molecular Biology. 1940, 193-204 (2019).
  36. Peng, Y., Buller, C., Charpie, J. Impact of N-acetylcysteine on neonatal cardiomyocyte ischemia-reperfusion injury. Pediatric Research. 70 (1), 61-66 (2011).
  37. Jarmakani, J., Nakazawa, M., Nagatomo, T., Langer, G. Effect of hypoxia on mechanical function in the neonatal mammalian heart. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 235 (5), 469-474 (1978).
  38. Podesser, B., Hausleithner, V., Wollenek, G., Seitelberger, R., Wolner, E. Langendorff and ischemia in immature and neonatal myocardia: Two essential key-words in Today's cardiothoracic research. Acta Chirurgica Austriaca. 25 (6), 434-437 (1993).
  39. Popescu, M., et al. Getting an early start in understanding perinatal asphyxia impact on the cardiovascular system. Frontiers in Pediatrics. 8, 68(2020).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة