مقالة منهجية

تقنية الكفة المعدلة لنموذج زرع القلب غير المتجانس لعنق الرحم للفأر

DOI:

10.3791/63504

⸱

فبراير 7, 2022

 ,  ,  ,  , 
1Department of Urological Oncology Surgery, Chongqing University Cancer Hospital, 2School of Medicine, Chongqing University, 3Department of Biochemistry and Molecular Biology, College of Basic Medical Science, Army Medical University

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في البروتوكول الحالي ، يتم استخدام نموذج زرع قلب الفأر للتحقيق في آلية رفض الطعم الخيفي القلبي. في نموذج زراعة القلب غير المتجانس هذا ، يتم تحسين كفاءة التشغيل ، ويتم ضمان بقاء الطعوم القلبية من خلال مفاغرة عنق الرحم من طرف إلى طرف لزرع القلب باستخدام تقنية الكفة المعدلة.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يحد رفض الطعم الخيفي القلبي من بقاء المرضى على المدى الطويل بعد زراعة القلب. يعد نموذج زراعة قلب الفأر مثاليا للتحقيق في آلية رفض الطعم الخيفي القلبي في الدراسات قبل السريرية بسبب تماثلها العالي مع الجينات البشرية. سيساعد هذا الفهم في تطوير مناهج فريدة لتحسين بقاء المرضى على المدى الطويل الذين عولجوا بالطعم الخيفي القلبي. في نموذج الفأر ، يتم إجراء زرع قلب المتبرع البطني بشكل شائع مع مفاغرة من طرف إلى طرف إلى الشريان الأورطي للمتلقي والوريد الأجوف السفلي باستخدام الغرز. في هذا النموذج ، يتم زرع قلب المتبرع عن طريق مفاغرة من طرف إلى طرف إلى الشريان السباتي للمتلقي والوريد الوداجي بواسطة تقنية الكفة المعدلة. يتم إجراء جراحة الزرع دون خياطة ، وبالتالي قد تزيد من بقاء المتلقي على قيد الحياة حيث لا يوجد تدخل في إمدادات الدم والارتجاع الوريدي للجزء السفلي من الجسم. سيساعد نموذج الفأر هذا في التحقيق في الآليات الكامنة وراء الرفض المناعي والمرضي (الحاد / المزمن) للطعم الخيفي القلبي.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أصبحت زراعة القلب العلاج القياسي لفشل القلب النهائي. يتم إجراء أكثر من 5500 عملية زرع قلب سنويا في المنظمات المسجلة في إطار الجمعية الدولية لزراعة القلب والرئة. من بين متلقي زراعة القلب الخيفي ، لا يزال معدل الرفض لمدة عام واحد >10٪ ، بينما ارتفع معدل الرفض لمدة 3 سنوات إلى 36٪ 1,2. ومع ذلك ، لا توجد علاجات وقائية فعالة للمرضى الذين يعانون من رفض الطعم الخيفي القلبي. لذلك ، هناك ما يبرر دراسات النماذج الحيوانية التي توضح الآليات الفسيولوجية الكامنة وراء الرفض المناعي والمرضي للطعم الخيفي القلبي. ستساهم مثل هذه الدراسات في التحقيق في الأهداف الجديدة المطلوبة لتطوير عقاقير فعالة ، والتي من شأنها أن تساعد في منع رفض الطعم الخيفي القلبي وتحسين معدلات البقاء على قيد الحياة لدى هؤلاء المرضى.

تم اقتراح بعض الآليات المناعية والفيزيولوجية المرضية المحتملة لرفض الطعم الخيفي القلبي مؤخرا في دراسات نموذج الفئران لزراعة القلب غير المتجانس3،4،5. وبالتالي ، أصبحت زراعة القلب غير المتجانسة للفأر نموذجا مثاليا قبل السريري للتحقيق في آليات الرفض المناعي والإصابة المرضية التي تحدث في الطعم الخيفي القلبي بعد زراعة القلب بسبب تماثلها العالي مع الجينات البشرية. المفهوم السائد هو إجراء عملية زرع غير متجانسة في نموذج فأر عن طريق مفاغرة البطن من طرف إلى طرف في الشريان الأورطي المتلقي والوريد الأجوف السفلي باستخدام الغرز ، على غرار التشريح البشري الطبيعي. ومع ذلك ، قد يتداخل هذا الإجراء مع إمدادات الدم للمتلقي والارتجاع الوريدي للجزء السفلي من الجسم6. لذلك ، يقترح هنا إجراء زرع قلب غير متجانس معدل في نموذج الفأر.

يتم زرع قلب المتبرع مع الشريان السباتي للمتلقي والوريد الوداجي عن طريق مفاغرة عنق الرحم من طرف إلى طرف باستخدام تقنية الكفة المعدلة. سهل هذا الإجراء المعدل الجدوى الجراحية وضمن بقاء الطعم القلبي دون التدخل في إمدادات الدم والارتجاع الوريدي للجزء السفلي من الجسم.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم إجراء جميع التجارب على الحيوانات وفقا لدليل رعاية واستخدام المختبر ، الإصدار الثامن ، المجلس القومي للبحوث (الولايات المتحدة) 2011. تمت الموافقة على الإجراءات التي تنطوي على مواضيع حيوانية من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوان في مستشفى السرطان بجامعة تشونغتشينغ ، تشونغتشينغ ، الصين. تم استخدام ذكور BALB / c و C57BL / 6 الفئران التي تزن 20-30 جم ، والتي تم الحصول عليها من مصادر تجارية (انظر جدول المواد) ، لدراسة زراعة القلب الخيف. تم استخدام الفئران C57BL / 6 كمتبرعين ومتلقين متزامنين ، بينما كانت الفئران BALB / c بمثابة متلقين خيفيين. يظهر رسم تخطيطي للبروتوكول في الشكل 1.
ملاحظة: جميع المستلزمات المستخدمة أثناء الجراحة ، بما في ذلك الأدوات والمحاليل الجراحية ، معقمة. يلتزم الإجراء الجراحي بمبدأ تقنية التشغيل المعقم.

1. إجراء المستلم

  1. تحفيز التخدير العام عن طريق استنشاق 5٪ إيزوفلوران من خلال غرفة تحريض 15 × 10 × 10 سم متصلة بغطاء محرك السيارة (انظر جدول المواد).
  2. إصلاح الماوس المستلم على طاولة العمليات مع وسادة التدفئة. الحفاظ على التخدير مع الاستنشاق المستمر للأيزوفلوران 2٪ من خلال قناع الوجه على الأنف والفم.
    ملاحظة: يشير بطء معدل التنفس والإيقاع ، واختفاء منعكس القرنية ، وغياب منعكس الدواسة في أصابع القدم إلى فعالية التخدير.
  3. بعد حلق الشعر ، قم بتطهير المنطقة الجراحية بثلاث جولات متناوبة من فرك البوفيدون واليود متبوعا بالكحول. ثم ، شق الجلد 1.5-2 سم بالتوازي مع خط الوسط العنقي من زاوية الفك السفلي اليمنى إلى نهاية الذيل.
  4. تشريح ~ 1 سم من الوريد الوداجي الخارجي الأيمن باستخدام مخثر كهربائي وملقط دقيق. قص الوريد في الطرف القريب بمشبك الأوعية الدموية الدقيقة الرضحية واربطه في النهاية البعيدة.
  5. مرر الطرف البعيد من الوريد من خلال سوار شائك من مادة البولي يوريثين 22 جم (انظر جدول المواد) بنهاية مائلة وأخاديد سطحية. إصلاح الوريد مع مقبض الكفة باستخدام المشبك الأوعية الدموية الدقيقة.
  6. إزالة 8-0 خياطة الربط في النهاية البعيدة ، اقلب التجويف فوق الكفة المعلقة بالشوكة السطحية من الداخل إلى الخارج وثبتها بخياطة جراحية 10-0 في أخاديد السطح.
  7. استئصال الغدة تحت اللسان اليمنى لتشكيل حفرة لزرع الطعم القلبي ، وحجز الفص الأيمن من الغدة تحت الفك العلوي والقصية الترقوية اليمنى.
  8. تشريح الشريان السباتي المشترك الأيمن ل ~ 1 سم باستخدام ملقط دقيق ، وقص الشريان بمشبك الأوعية الدموية الدقيقة غير الرضحية في النهاية القريبة. في النهاية البعيدة ، اربط الشريان وقطعه.
  9. مرر الطرف البعيد للشريان من خلال سوار شائك من مادة البولي يوريثين 26 جم (انظر جدول المواد) بنهاية مخروطية وأخاديد على السطح. ثبت الشريان بمقبض الكفة باستخدام مشبك الأوعية الدموية الدقيقة.
  10. قم بإزالة خياطة الربط في الطرف البعيد ، واقلب التجويف من الداخل إلى الخارج فوق الكفة ، وقم بإصلاحه بشوكة سطحية وأخاديد بخياطة جراحية 10-0.
  11. بعد تحضير أوعية المتلقي ، قم بإسقاط 100 وحدة دولية / مل من محلول الهيبارين الملحي على الأوعية لمنع تجلط الدم. قم بتغطية شق عنق الرحم بشاش ملحي رطب معقم للزرع اللاحق.

2. إجراء المتبرع

  1. استخدم نفس إجراء التخدير (الخطوة 1.1) للفأر المتبرع.
  2. حلق شعر البطن باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية ، وقم بتطهير المنطقة الجراحية بثلاث جولات متناوبة من فرك البوفيدون واليود متبوعا بالكحول.
  3. شق البطن (2-3 سم) بمقص على طول خط الوسط من الارتفاق العاني إلى subxiphoid ، وتوسيع المنطقة المحفورة مع مبصر.
  4. تشريح 1 سم من الشريان الأورطي البطني والوريد الأجوف السفلي باستخدام مخثر كهربائي وملقط دقيق ، وإجراء عملية الهيبارين عن طريق حقن 1 مل من محلول ملحي فسيولوجي مكمل ب 250 وحدة دولية / مل من الهيبارين من خلال الوريد الأجوف السفلي. بعد ذلك ، قم باستئصال الشريان الأورطي البطني والوريد الأجوف السفلي.
  5. قم باستئصال الصدر على طول الخط الإبطي الأمامي على كلا الجانبين باستخدام مقص جراحي لفصل جدار الصدر. اضرب الوريد الأجوف المتفوق بنتيجة 8-0 خياطة جراحية.
  6. أدخل إبرة فروة الرأس في الوريد الأجوف السفلي فوق الكبدي. بعد ذلك ، قم بحقن محلول ملحي فسيولوجي مثلج مع 100 وحدة دولية / مل من الهيبارين من خلال إبرة فروة الرأس من الوريد الأجوف السفلي فوق الكبدي لتغذية قلب المتبرع حتى يتلاشى لون الدم.
  7. أعد تغذية قلب المتبرع ب 2-3 مل من محلول الهيستيدين والتربتوفان والكيتوغلوتارات (HTK) المثلج (انظر جدول المواد) باستخدام إبرة فروة الرأس من قوس الأبهر لحماية عضلة القلب المانحة. متوسط وقت نقص التروية الدافئ هو 5 دقائق.
  8. اربط الوريد الأجوف العلوي والسفلي والوريد الرئوي بخياطة جراحية 5-0. تشريح وقطع الشريان الأورطي والشريان الرئوي المتبرع قبل تفرعهما. بعد ذلك ، قسم الوريد الأجوف العلوي والسفلي والوريد الرئوي لإزالة قلب المتبرع.

3. زرع

  1. زرع قلب المتبرع في جيب عنق الرحم للفأر المتلقي في وضع مقلوب.
  2. اسحب الكفة مع الوريد الوداجي المتلقي الدائم إلى تجويف الشريان الرئوي المتبرع لإجراء مفاغرة من طرف إلى طرف للشريان الرئوي المتبرع إلى الوريد الوداجي الخارجي المتلقي. اربط الكفة باستخدام الأخاديد الموجودة على السطح من خلال خياطة جراحية 10-0 لإصلاح مفاغرة.
  3. استخدم إجراء مشابها للمفاغرة من طرف إلى طرف للشريان الأورطي المتبرع بالشريان السباتي المتلقي.
  4. حرر المشبك الوعائي الدقيق اللارضحي للوريد الوداجي متبوعا بالشريان السباتي لإعادة تغذية قلب المتبرع. متوسط وقت نقص تروية البرد هو 15 دقيقة.
  5. إصلاح الطعم القلبي وخياطته بشكل صحيح لمنع التواء الكسب غير المشروع.
  6. أغلق شق عنق الرحم بخيوط مستمرة باستخدام خياطة أحادية الشعيرات من مادة البولي أميد 5-0 (انظر جدول المواد).
    ملاحظة: قم بإزالة الخيط بعد التئام الجرح تماما.
  7. احتفظ بالماوس المستلم داخل قفص دافئ وجاف ونظيف حتى يتعافى من التخدير.
    ملاحظة: يستغرق التعافي من 5 إلى 10 دقائق.
  8. حقن البوبرينورفين (0.05 ملغم / كغم) تحت الجلد في الفأر المتلقي كل 6 ساعات لمدة 48 ساعة لتسكين ما بعد الجراحة.
    ملاحظة: تم تحسين جرعة التسكين لهذه الدراسة. ومع ذلك ، يمكن تمديد / تعديل نظام التسكين إذا كان هناك أي علامة على الألم وفقا للإرشادات المؤسسية لاستخدام الحيوانات.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في نموذج زرع القلب غير المتجانس لعنق الرحم في الفأر ، كان معدل بقاء الفئران المتلقية حوالي 95.2٪ (نجا 20 من أصل 21 فأرا). كان السبب الرئيسي للوفاة هو نزيف ما بعد الجراحة. يعمل نبضات القلب السريعة ذات الإيقاع المنتظم كمؤشر على بقاء قلب المتبرع المزروع.

كانت الفئران C57BL / 6 و BALB / c من أنواع MHC (H-2b) و MHC (H-2d) في هذا النموذج ، على التوالي 7,8. تختلف هاتان السلالتان عن طريق H-2 ، مما يسبب الرفض الحاد بوساطة الخلايا التائية

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يساهم نموذج زراعة قلب الفأر في التحقيق في آليات الرفض بعد زراعة القلب ، مما يساهم في تطوير مناهج فريدة لتحسين البقاء على قيد الحياة على المدى الطويل لمتلقي الطعم الخيفي القلبي. ومع ذلك ، فإن زراعة القلب في الفئران مهمة معقدة وصعبة ، وتتطلب مستوى عال من تقنيات الجراحة المجهرية ، خاصة في مفاغرة الأوعية الدموية11،12،13. يتم إجراء نموذج زرع القلب غير المتجانس في بطن الفأر باستخدام غرز عن طريق مفاغرة الشريان الأورطي المتبرع والشريان ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (81870304) إلى جون لي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
  5-0 خياطة البولي أميد أحادية الشعيراتB.Braun Medical Inc.C3090954
  8-0 خياطة البولي أميد أحادية الشعيراتB.Braun Medical Inc.C2090880
10-0 خياطة البولي أميد الأحاديةB.Braun Medical Inc.G0090781
22 جرام من البولي يوريثينB.Braun Medical Inc.4251628-02
26 G صفعة البولي يوريثينSuzhou Linhua Medical Instrument Co., LTDREF383713
غرفة تحريض التخديرRWD Life Science Co.، LTDV100
المشبك الأوعية الدموية الدقيقة اللارضيةBeyotimeFS500
BALB / c و C57BL / 6 الفئران (20 – 30 جم)مركز التجارب (جامعة الجيش الطبية ، تشونغتشينغ ، الصين)
بوبرينورفينالولايات المتحدة علوم الحياة البيولوجية352004
التخثير الكهربائيقوانغتشو رانمان للأدوات الطبية المحدودةZJ1099
الشاشخنان piaoan المجموعة المحدودة10210402
وسادة التدفئةقوانغتشو ديوي التكنولوجيا البيولوجية المحدودة ، LTDDK0032
HeparinNorth China Pharmaceutical Co.، LTD2101131-2
حل HTKShenzhen Changyi Pharmaceutical Co.، LTDYZB / Min8263-2013
حقنة حقن (10 مل)Shandong weigao Group Medical Polymer Co.، LTD20211001
IsofluraneRWD Life Science Co.، LTD21070201
شركة الداروية المالحة الفسيولوجيةالجنوبية الغربية المحدودةH50021610
إبرة فروة الرأسمجموعة Hongyu الطبية20183150210
ماكينة حلاقةBeyotimeFS600
تخدير الصغيرةRWD Life Science Co.، LTDR500
مجهر العملية الجراحيةTiannuoxiang Scientific Instrument Co. ، Ltd ، بكين ، الصينSZX-6745
مسحةYubei المواد الطبية المحدودة21080274
آلة

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Khush, K. K., et al. The International thoracic organ transplant registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-sixth adult heart transplantation report - 2019; focus theme: Donor and recipient size match. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 38 (10), 1056-1066 (2019).
  2. Stehlik, J., et al. The registry of the international society for heart and lung transplantation: 29th official adult heart transplant report--2012. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 31 (10), 1052-1064 (2012).
  3. Huang, H., et al. Combined intrathymic and intravenous injection of mesenchymal stem cells can prolong the survival of rat cardiac allograft associated with decrease in miR-155 expression. Journal of Surgical Research. 185 (2), 896-903 (2013).
  4. Eggenhofer, E., et al. Features of synergism between mesenchymal stem cells and immunosuppressive drugs in a murine heart transplantation model. Transplant Immunology. 25 (2-3), 141-147 (2011).
  5. Sula Karreci, E., et al. Brief treatment with a highly selective immunoproteasome inhibitor promotes long-term cardiac allograft acceptance in mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (52), 8425-8432 (2016).
  6. Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. 6, 238(2007).
  7. Lin, C. M., Gill, R. G., Mehrad, B. The natural killer cell activating receptor, NKG2D, is critical to antibody-dependent chronic rejection in heart transplantation. American Journal of Transplantation. 21 (11), 3550-3560 (2021).
  8. Ito, H., Hamano, K., Fukumoto, T., Wood, K. J., Esato, K. Bidirectional blockade of CD4 and major histocompatibility complex class II molecules: An effective immunosuppressive treatment in the mouse heart transplantation model. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 17 (5), 460-469 (1998).
  9. Zhou, Y. X., et al. Acute rejection correlates with expression of major histocompatibility complex class I antigens on peripheral blood CD3(+)CD8(+) T-lymphocytes following skin transplantation in mice. Journal of International Medical Research. 39 (2), 480-487 (2011).
  10. Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753(2014).
  11. Cui, D., Tan, C., Liu, Z. An alternative technique of arterial anastomosis in mouse heart transplantation. Clinical Transplantation. 32 (6), 13264(2018).
  12. Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse. Journal of Investigative Surgery. 26 (4), 223-228 (2013).
  13. Fang, J., et al. A simplified two-stitch sleeve technique for arterial anastomosis of cervical heterotopic cardiac transplantation in mice. American Journal of Translational Research. 5 (5), 521-529 (2013).
  14. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
  15. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).
  16. Fensterer, T. F., Miller, C. J., Perez-Abadia, G., Maldonado, C. Novel cuff design to facilitate anastomosis of small vessels during cervical heterotopic heart transplantation in rats. Comparative Medicine. 64 (4), 293-299 (2014).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة