يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

تدريب المقاومة المعدل بالجرعة في الفئران مع تقليل خطر تلف العضلات

1.8K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/64000

⸱

أغسطس 31, 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Physical Therapy Program, Department of Health Care Sciences, Eugene Applebaum College of Pharmacy and Health Sciences, Wayne State University, 2Department of Pharmacology, University of Nevada, Reno School of Medicine

في هذه المقالة

ملخص

يصف البروتوكول الحالي تقنية فريدة تسمى تدريب المقاومة المعدل بالجرعة (DART) ، والتي يمكن دمجها في دراسات إعادة التأهيل الدقيقة التي أجريت على الحيوانات الصغيرة ، مثل الفئران.

الملخص

يمكن أن يؤدي تدريب المقاومة التدريجي (PRT) ، الذي يتضمن إجراء تقلصات عضلية ضد الأحمال الخارجية المتزايدة تدريجيا ، إلى زيادة كتلة العضلات وقوتها لدى الأفراد الأصحاء والمرضى. هناك حاجة إلى أدوات إعادة تأهيل دقيقة لاختبار سلامة وفعالية PRT للحفاظ على و / أو استعادة كتلة العضلات وقوتها في الدراسات قبل السريرية على النماذج الحيوانية الصغيرة والكبيرة. يمكن استخدام منهجية وجهاز PRT الموصوف في هذه المقالة لأداء تدريب المقاومة المعدل بالجرعة (DART). يمكن استخدام جهاز DART كمقياس ديناميكي مستقل لتقييم موضوعي لعزم الدوران المقلص متحد المركز الناتج عن عضلات الكاحل الظهرية في الفئران أو يمكن إضافته إلى نظام قياس ديناميكي متساوي الحركة موجود مسبقا. يمكن تصنيع جهاز DART باستخدام طابعة ثلاثية الأبعاد قياسية بناء على التعليمات وملفات الطباعة ثلاثية الأبعاد مفتوحة المصدر المتوفرة في هذا العمل. تصف المقالة أيضا سير العمل لدراسة لمقارنة تلف العضلات الناجم عن الانقباض الناجم عن نوبة واحدة من DART بتلف العضلات الناجم عن نوبة مماثلة من الانقباضات متساوية القياس (ISOM) في نموذج فأر من الحثل العضلي للأطراف من النوع 2B / R2 (فئران BLAJ). تشير البيانات من ثمانية فئران BLAJ (أربعة لكل حالة) إلى أن أقل من 10٪ من عضلة الظنبوب الأمامية (TA) قد تضررت من نوبة واحدة من DART أو ISOM ، مع كون DART أقل ضررا من ISOM.

المقدمة

تمنح التمارين الرياضية العديد من الفوائد الصحية للعضلات الهيكلية (تمت مراجعتها في Vina et al.1). على وجه التحديد ، من المعروف أن تدريب المقاومة التدريجي (PRT) ، والذي يتضمن إجراء تقلصات عضلية ضد أحمال خارجية أكبر تدريجيا (على سبيل المثال ، الحديد ، الدمبل ، دوائر وزن بكرة الكابل) ، يساعد على زيادة كتلة العضلات وقوتها في كل من الأفراد الأصحاء ومجموعات المرضى (تمت مراجعته في المنشورات السابقة 2,3 ). يعتمد PRT على مبدأ الحمل الزائد ، والذي ينص على أنه عندما تنقبض العضلات ضد أحمال خارجية أكبر تدريجيا ، فإنها تتكيف عن طريق زيادة مساحة المقطع العرضي الفسيولوجي بالإضافة إلى قدرتها على إنتاج القوة4. تشمل النماذج الحالية ل PRT في القوارض تسلق السلم مع تطبيق المقاومة على الذيل ، والانقباض المشترك لعضلات الناهض ضد مقاومة الخصوم ، والجري بحزام مرجح ، وتمرين القرفصاء الناجم عن صدمة كهربائية ، ومقاومة تشغيل العجلات5،6،7،8،9،10 (تمت مراجعته في المنشورات السابقة11،12 ). ومع ذلك ، لا توجد حاليا أدوات بحثية لأداء PRT المستهدف بدقة والمعدل بالجرعة في الفئران التي تشبه إلى حد كبير أساليب وأجهزة PRT المستخدمة في الأبحاث والممارسات السريرية البشرية12,13. هذا يحد من قدرة الباحثين على دراسة سلامة وفعالية PRT بجرعات دقيقة في الدراسات الأساسية وما قبل السريرية في الفئران.

للتغلب على هذا الحاجز ، تم تطوير منهجية وجهاز PRT في هذه الدراسة بناء على تصميمات دوائر وزن بكرة الكابل المستخدمة في معدات تدريب المقاومة في الصالات الرياضية الحديثة14،15،16. يشار إلى طريقة PRT هذه باسم تدريب المقاومة المعدل بالجرعة (DART) ، ويسمى الجهاز جهاز DART. بالإضافة إلى وظيفته كأداة تدريب إعادة تأهيل دقيقة ، يمكن أيضا استخدام جهاز DART كأداة قائمة بذاتها لإجراء تقييم موضوعي لأقصى عزم دوران مقلص متحد المركز يمكن أن تولده عضلة الظنبوب الأمامية (TA) في الماوس ، على غرار الطريقة التي يتم بها تقييم الحد الأقصى للتكرار الواحد (1RM ، الحمل الأقصى الذي يمكن رفعه / تحريكه / ضغطه / القرفصاء بنجاح مرة واحدة فقط مع الحفاظ على شكل جيد) في البشر17 ، 18. يمكن أيضا إقران جهاز DART بمقياس ديناميكي متساوي الحركة مصمم خصيصا أو تجاري لقياس ذروة قوة الكزاز متساوية القياس التي تنتجها عضلة TA في الماوس (يمكن مقارنتها بأقصى انكماش طوعي [MVC] في البشر) ثم إجراء PRT المعدل بالجرعة مع مقاومة تعتمد على ذروة قوة الكزاز (على سبيل المثال ، 50٪ من قوة الذروة).

توضح هذه المقالة بناء جهاز DART وتشرح كيف يمكن أن يقترن بمقياس ديناميكي مصمم خصيصا ، والذي تم وصفه في المنشورات السابقة19،20،21،22 ، لتقييم عزم الدوران المقلص وأداء DART. تصف الدراسة أيضا كيفية استخدام جهاز DART لمقارنة تلف العضلات الناجم عن التمرين الناجم عن نوبة واحدة من DART (4 مجموعات من 10 تقلصات متحيزة بشكل مركز مع 50٪ 1RM) للضرر الناجم عن نوبة مماثلة من الانقباضات متساوية القياس (4 مجموعات من 10 تقلصات متساوية القياس) في نموذج فأر من الحثل العضلي لحزام الأطراف من النوع 2B (LGMD2B ، أو LGMDR2)23,24. يفتقر نموذج الفأر الذي تمت دراسته إلى بروتين يسمى dysferlin ، والذي يلعب دورا مهما في حماية العضلات الهيكلية من تلف العضلات المتأخر بعد الانقباضات اللامركزية الضارة 22،25،26،27،28،29،30 . وقد ثبت أيضا في الفئران الذكور التي تعاني من نقص dysferlin أن التمرين القسري المتحيز بشكل مركز ليس ضارا مثل التمرين القسري المتحيز غريب الأطوار وأن التعرض المسبق للتدريب المتحيز بشكل مركز يوفر الحماية ضد الإصابة من نوبة لاحقة من الانقباضات المتحيزة بشكل غريب الأطوار22. نظرا لأن الدراسة الحالية أجريت لاختبار جدوى منهجية DART الحالية والجهاز في أداء تدريب المقاومة المعدل بالجرعة والمتحيز بشكل مركز، فقد تم اختيار ذكور الفئران التي تعاني من نقص الديسفيرلين للتحقيق لمقارنة البيانات الجديدة من جهاز DART مع البيانات السابقة. في الدراسات المستقبلية ، سيتم تضمين إناث فئران BLAJ لدراسة تأثير الجنس كمتغير بيولوجي فيما يتعلق بالاستجابة ل DART. تمت دراسة الفئران التي كانت ~ 1.5 سنة لأن لديها بالفعل تغيرات ضمور في العديد من مجموعات العضلات ، وبالتالي ، نموذج الحالة الفيزيولوجية المرضية التي قد تكون فيها العضلات في المرضى الذين يعانون بالفعل من ضعف العضلات والهزال ويسعون للحصول على رعاية إعادة التأهيل للحفاظ على كتلة العضلات وقوتها26.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على التجارب الموضحة في هذه المقالة من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات (IACUC) في جامعة واين ستيت ، ديترويت ، ميشيغان ، الولايات المتحدة الأمريكية ، وفقا لدليل رعاية واستخدام المختبر (1996 ، نشرته National Academy Press ، 2101 Constitution Ave. NW ، واشنطن العاصمة 20055 ، الولايات المتحدة الأمريكية). ب6. تم استخدام فئران A-Dysfprmd / GeneJ (المعروفة أيضا باسم فئران BLAJ ، الذكور ، ~ 1.5 سنة) التي تم استخدام نموذج LGMD2B / R2 للدراسة الحالية. تم الحصول على الفئران من مصدر تجاري (انظر جدول المواد).

1. تصميم الدراسة

  1. اختر سلالة (سلالات) الماوس ذات الصلة بسؤال (أسئلة) البحث - على سبيل المثال ، الدراسة B6. A-Dysfprmd / GeneJ الفئران (الفئران BLAJ) إذا كنت تحاول الإجابة على السؤال حول ما إذا كان DART المتحيز بشكل مركز يؤدي إلى تلف عضلي واسع النطاق في الفئران التي موديل LGMD2B / R2 أم لا.
  2. قم بتعيين الفئران لمجموعات الدراسة بناء على تصميم الدراسة - على سبيل المثال ، قم بتعيين الفئران بشكل عشوائي لمجموعة تدريب المقاومة المعدلة بالجرعة (DART) أو لمجموعة تدريب متساوية القياس (ISOM) ، وحاول موازنة المجموعات على أفضل وجه ممكن بناء على المطابقة حسب القمامة و / أو العمر (على سبيل المثال ، الجدول 1).

2. تصنيع جهاز DART

  1. صمم مكونات جهاز DART باستخدام برنامج مناسب بمساعدة الكمبيوتر (CAD) (الشكل 1) باتباع الخطوات أدناه.
    1. غلاف تصميم لمحمل عجلة منخفض الاحتكاك (انظر جدول المواد ، بناء على تصميم محمل كتلة الوسادة) مع منقلة مدمجة (لاستخدامها كمقياس زوايا لقياس زوايا مفصل الكاحل).
    2. تصميم برج للإسكان تحمل عجلة بالإضافة إلى منقلة .
    3. صمم صفيحة قدم لوضع قدم الماوس. صمم محورا لتوصيل صفيحة القدم بمحمل العجلة.
  2. قم بتصنيع مكونات جهاز DART باستخدام طابعة 3D مناسبة (الشكل 1).
    1. احفظ التصميمات التي تم إنشاؤها باستخدام برنامج CAD كطباعة حجرية مجسمة (. STL extension) الملفات.
      ملاحظة: ملف . يمكن استخدام ملفات STL (ملفات الترميز التكميلية 1-4) وتعديلها من خلال منح الفضل للمؤلف المقابل لهذه المقالة والاستشهاد بهذه المقالة.
    2. افتح ملف. STL مع برنامج تقطيع مناسب (انظر جدول المواد).
      ملاحظة: يقوم برنامج التقطيع بتحويل نموذج ثلاثي الأبعاد افتراضي إلى مجموعة من الشرائح، والتي يمكن طباعتها بالتتابع بواسطة طابعة ثلاثية الأبعاد لإنشاء كائن ثلاثي الأبعاد.
    3. باستخدام برنامج التقطيع ، قم بإنشاء التصنيع بمساعدة الكمبيوتر G-CODE (CAM، . GCODE extension) ، وهي خاصة بالطابعة 3D والخيوط التي سيتم استخدامها.
    4. اتبع دليل الطابعة ثلاثية الأبعاد (انظر جدول المواد) لطباعة مكونات جهاز DART باستخدام . ملفات GCODE.
    5. اختر خيوط طابعة ثلاثية الأبعاد مناسبة ، مثل حمض اللبنيك (PLA) 1.75 مم 1 كجم / بكرة ، رمادي (انظر جدول المواد).
  3. قم بتجميع جهاز DART باتباع الخطوات أدناه.
    1. أدخل محمل عجلة منخفض الاحتكاك 608 (قطر تجويف 8 مم ، قطر خارجي 22 مم ، مثل محمل به كرات سيراميك نيتريد السيليكون الموجودة في 420 من الفولاذ المقاوم للصدأ ، انظر جدول المواد) في مبيت محمل العجلة (الشكل 1).
    2. أدخل المحور في تجويف محمل العجلة (الشكل 1).
    3. الصق صفيحة القدم على المحور بالغراء (انظر جدول المواد) المناسب لربط PLA (الشكل 1).
    4. ضع غلاف محمل العجلة فوق برج مبيت محمل العجلة وأرفق المجموعة بأكملها بقاعدة أكريليك مع مثبتات لولبية (الشكل 1).
      ملاحظة: لا توجد متطلبات حجم محددة لقاعدة الأكريليك - يجب أن تكون كبيرة بما يكفي لاستيعاب الحيوان وجهاز DART وصغيرة بما يكفي لتناسب سطح العمل. يبلغ عرض قاعدة الأكريليك المستخدمة في هذه الدراسة حوالي 30 سم وطولها 45 سم وسمكها 0.5 سم.

3. إعداد الفئران ل DART أو ISOM

  1. ضع كل فأر تحت التخدير العام مع إيزوفلوران مستنشق يتم توصيله من خلال نظام تخدير مناسب (انظر جدول المواد ، 2٪ -5٪ للتحريض ؛ 1٪ -4٪ للصيانة ؛ للتأثير) لتقليل التوتر والألم.
    1. تحفيز التخدير في غرفة الحث في نظام التخدير (2٪ -5٪ إيزوفلوران).
    2. نقل الماوس إلى مخروط الأنف للحفاظ على التخدير أثناء إجراء الإجراءات على الحيوان (1٪ -4٪ إيزوفلوران). تأكد من فعالية التخدير بناء على عدم انسحاب الأطراف الخلفية إلى قرصة إصبع القدم من زوج من الملقط.
    3. توفير الدعم الحراري - على سبيل المثال ، مع وسادة تسخين هلام متساوي الحرارة ومصباح حراري يوضع ~ 1 متر فوق الماوس. تحقق باستخدام مقياس حرارة للتأكد من الحفاظ على درجة الحرارة على قاعدة الأكريليك وحولها عند ~ 38 °C ، حتى لا يسخن الماوس.
  2. تحضير الجلد فوق عضلة الظنبوب الأمامية اليسرى (TA) للفأر وعلى كامل الجوانب الأمامية والجانبية للطرف الخلفي الأيسر ل DART أو ISOM.
    1. قم بإزالة فرو الماوس باستخدام كريم إزالة الشعر (كريم مزيل الشعر ، انظر جدول المواد). ضع كريم مزيل الشعر واتركه يعمل لمدة ~ 2 دقيقة.
    2. نظف الساق بمناديل مبللة بالماء المقطر لإزالة الفراء وجميع الكريمات المتبقية من الجلد. كريمات إزالة الشعر يمكن أن تهيج و / أو تتلف الجلد إذا تركت على جلد الفأر لفترات طويلة ، وبالتالي إزالتها تماما.
    3. بعد إزالة الفراء ، قم بتطهير الجلد بطريقة تنظيف معتمدة ، مثل محلول تنقية البوفيدون واليود و 70٪ إيثانول.
  3. ضع مادة واقية (مثل الفازلين) على العينين والجلد المزيل الشعر باستخدام قطعة قطن نظيفة لحماية العينين والجلد المزيل من الجفاف.
  4. ضع دبوسا مثبتا من خلال الميتافيزيس الظنبوبي.
    1. ضع 5٪ كريم ليدوكائين على الساق لتخدير المنطقة.
    2. مرر إبرة 26 جم ، نصف بوصة ، معقمة ، تحت الجلد عبر أوسع جزء من الجزء القريب من عظم الظنبوب (أي الميتافيزيس الظنبوبي ، المعروف أيضا باسم رأس الظنبوب). بمجرد تثبيت دبوس التثبيت ، قم بإزالة الجزء البلاستيكي من الإبرة تحت الجلد عن طريق إمساك الإبرة بمرقئ معقم وثني الجزء البلاستيكي حتى ينكسر.
  5. ضع الماوس لتدريب DART أو ISOM.
    1. ضع الماوس في وضع ضعيف. تأكد من أن الماوس لا يزال متصلا بإحكام بمخروط الأنف للحفاظ على التخدير.
    2. باستخدام زوج من الملقط المعقم ، قم بتغذية دبوس الظنبوب في مشبك تمساح معدني (انظر جدول المواد) ، بحيث يتم تثبيت نهايات دبوس الظنبوب بواسطة مشبك التمساح. حرك الذراع القابل للتعديل لمشبك التمساح لضمان وضع قدم الماوس على صفيحة قدم جهاز DART.
    3. اربط قدم الماوس على صفيحة قدم جهاز DART بشريط مختبر لاصق.
    4. ضع قدم الفأر بزاوية 90 درجة بالنسبة للمحور الطويل لعظم الظنبوب للفأر. إذا تم وضعه بشكل صحيح ، فسيكون لوح القدم عموديا على قاعدة الأكريليك (أي الأرضية أو ما يعتبر المستوى الأفقي).
    5. ضع صفيحة القدم على حاجز الانثناء الأخمصي الناتج عن وضع إبرة طويلة تحت الجلد 18 جم و 1.5 من خلال الثقوب المحفورة مسبقا على منقلة جهاز DART (الشكل 1).

4. تدريب DART أو ISOM

  1. قم بتحسين وضع القطب الكهربائي عن طريق وضع قطب كهربائي ثنائي القطب ، عبر الجلد ، عصبي عضلي (NMES ، انظر جدول المواد) على الجانب السفلي من مفصل ركبة الفأر (الشكل 1 ب).
    1. مع نبضات مفردة (1 هرتز) من محفز كهربائي مختبري (انظر جدول المواد) ، قم بتحفيز الفرع الشظوي للعصب الوركي ، والذي يوفر التعصيب الحركي لعضلات الكاحل الظهرية (الشكل 1 ب).
    2. نظرا لأن العضلة الأمامية الظنبوبية (TA) تمثل أكثر من 90٪ من إجمالي قوة الانقباض التي تنتجها عضلات الكاحل الظهرية31 ، راقب بطن عضلة TA والوتر للحصول على دليل على تقلصات الارتعاش المستحثة كهربائيا.
      ملاحظة: قد يساعد البروز العظمي الطفيف الذي يتوافق مع عظم الشظية في وضع القطب الكهربائي إذا كان بإمكان المختبر الشعور به من خلال القطب. يتطلب ذلك بعض الممارسة والتعلم من جانب المختبر للتعرف على وضع القطب الأمثل.
    3. حرك توقف الانثناء الأخمصي إلى الفتحة الموجودة على المنقلة التي تتوافق مع 20 درجة من الانثناء الأخمصي من الموضع الذي تكون فيه القدم متعامدة (90 درجة) إلى الساق - هذا هو الموضع الذي يلاحظ فيه عادة عزم الدوران المقلص الأقصى من عضلة TA بناء على التقارير السابقة21. قد يتعين على المستخدم تخصيص ذلك بناء على عوامل خاصة بالفئران التي تتم دراستها.
    4. تصور عزم الدوران باستخدام مقياس قوة الماوس عن طريق ربط صفيحة قدم جهاز DART بصفيحة القدم الدينامومتر - على سبيل المثال ، اربط صفيحة قدم جهاز DART بصفيحة قدم آلية مصممة خصيصا لمقياس الكاحل مع خياطة حريرية غير مرنة (على غرار الشكل 1 أ) وربط الخيط بصفيحة القدم الدينامومتر (انظر جدول المواد).
      ملاحظة: تحتوي لوحة القدم على ثقوب مدمجة في تصميم الطباعة 3D. وضع الخيط من خلال زوج من الثقوب الموجودة في الصف الثاني من نهاية إصبع القدم يضع الخيط عند ~ 20 مم من محور الانثناء الظهري / الانثناء الأخمصي (الشكل 1 أ ، ب). تم وصف الدينامومتر في التقارير السابقة19،20،21،22.
  2. تحسين خرج الجهد من محفز NMES.
    1. بعد تحسين وضع القطب ، قم بتحسين سعة خرج الجهد من المحفز الكهربائي - وهذا ضروري لحصر NMES في العصب الشظوي المشترك وعضلة TA وتقليل خطر إثارة الانقباضات المشتركة في المنعكسات الأخمصية.
      ملاحظة: إذا تم استنباط تقلصات مشتركة ، فيمكن تصورها من خلال خرج عزم الدوران من مقياس القوة ويمكن رؤيتها أيضا في الثني الأخمصي لأصابع القدم.
  3. اضبط محفز NMES لتدريب DART أو ISOM.
    ملاحظة: قد يتعين على المستخدم تخصيص الإعدادات التالية بناء على عوامل خاصة بالفئران التي تتم دراستها والغرض من الدراسات.
    1. اضبط المحفز لإنتاج قطارات نبضية متكررة بتردد 125 هرتز - ينتج هذا التردد تقلصات كزازية تنصهر قصوى دون تدفق NMES إلى مجموعات عضلية أخرى في فئران BLAJ21. قم بذلك عن طريق ضبط الأقراص لتردد النبض (125 هرتز) ومدة القطار (500 مللي ثانية) والقطارات في الثانية (1 قطار / قطارات) وتشغيل مفتاح التبديل لتكرار قطارات النبض.
    2. اضبط المحفز لإنتاج قطارات نبضية مدتها 500 مللي ثانية تتخللها راحة 500 مللي ثانية بين قطارات النبض.
    3. حرك توقف الثني الأخمصي إلى الفتحة الموجودة على المنقلة التي تتوافق مع 160 درجة للمحور الطويل للساق (70 درجة من الانثناء الأخمصي من القدم المتعامدة إلى الظنبوب). هذا هو الموضع الذي يمكن تحريك قدم فأر BLAJ إليه بشكل سلبي دون مقاومة الأنسجة الرخوة21.
    4. بالنسبة ل DART ، قم بتطبيق مقاومة مناسبة يجب أن تعمل ضدها عضلة TA بشكل مركز - على سبيل المثال ، 5 جم كما هو موضح في الشكل 1A ، B ؛ راجع منحنى معايرة الوزن إلى عزم الدوران في الملف التكميلي 1.
    5. قم بتطبيق المقاومة عن طريق تعليق الوزن بخياطة حريرية غير مرنة مرتبطة بصفيحة قدم جهاز DART (الشكل 1 أ ، ب).
    6. اضبط المقاومة - أي ضع ~ 50٪ من الحد الأقصى للتكرار الواحد (1RM) (على سبيل المثال ، 5 جم إذا كان الماوس قادرا على رفع وزن أقصى يبلغ 10 جم مع تقلص واحد) ، والذي يسحب القدم من خلال نصف النطاق النشط المتاح على الأقل من الانثناء الظهري.
    7. قم بإجراء تدريب DART مناسب في الفئران المخصصة لمجموعة DART - على سبيل المثال ، قم بإجراء نوبة واحدة من تدريب DART ، والذي يتضمن أربع مجموعات من 10 تكرارات للانقباضات متحدة المركز مع راحة لمدة دقيقتين بين المجموعات ، على غرار برامج تدريب المقاومة التقدمية المستخدمة في البشر32 (انظر الفيديو التكميلي 1).
    8. قم بإجراء تدريب ISOM مناسب على الفئران المخصصة لمجموعة ISOM - على سبيل المثال ، قم بإجراء نوبة واحدة من تدريب ISOM ، والذي يتضمن أربع مجموعات من 10 تكرارات للانقباضات متساوية القياس مع راحة لمدة دقيقتين بين المجموعات ، على غرار DART (انظر الفيديو التكميلي 2).
    9. لتدريب ISOM ، ضع قدم الفأر عند 160 درجة على المحور الطويل للساق (70 درجة من الثني الأخمصي من القدم المتعامدة إلى الظنبوب) ، وحافظ على هذا الوضع الثابت عن طريق لصق خياطة الحرير على صفيحة القدم في مقياس القوة الآلي.
      ملاحظة: نظرا لأن الخيط لا يمكن أن ينزلق ، لا يمكن أن تتحرك صفيحة قدم جهاز DART إلى الانثناء الظهري ، مما يقيد المنعكسات الظهرية للانقباض بشكل متماثل.

5. رعاية ما بعد الإجراء للفئران

  1. اتخذ الاحتياطات اللازمة للحفاظ على النظافة المناسبة للطرف الخلفي الممارس وتقليل ألم موقع الإبرة.
    1. بعد تدريب DART أو ISOM ، قم بتغطية الجزء المرئي من دبوس الظنبوب بمرهم مضاد حيوي ثلاثي (400 وحدة / جم من باسيتراسين ، 3.5 مجم / جم من نيومايسين ، و 5000 وحدة / جم من بولي ميكسين-ب ، انظر جدول المواد) ثم اسحب الدبوس بعناية من الجانب الإنسي من الظنبوب. شطف الجلد على الفخذ الجانبي والساق العليا مع البوفيدون اليود والماء المعقم. ضع 5٪ كريم ليدوكائين على الساق للسيطرة على ألم موقع الإبرة.
  2. اسمح للفئران بالتعافي من التخدير.
    1. أخرج الفأر من مخروط الأنف واتركه يتعافى من التخدير في قفص التعافي الخالي من الفراش. توفير الدعم الحراري للفأر أثناء تعافيه من التخدير ، على سبيل المثال ، مع وسادة تسخين هلام متساوي الحرارة.
  3. أعد الماوس إلى قفصه الأصلي بعد أن يتعافى تماما من التخدير. بعد ذلك ، أعد القفص إلى منشأة الحيوانات ، حيث يتم إيواء فئران الدراسة حتى يتم إجراء تجارب المتابعة. راقب الفئران يوميا.

6. جمع الأنسجة

  1. حصاد عضلة TA الماوس في مجملها وتجميد المفاجئة للحفاظ على التبريد باتباع الخطوات أدناه.
    1. بناء على سؤال (أسئلة) البحث ، في وقت مناسب بعد التدريب (على سبيل المثال ، 3 أيام بعد DART أو ISOM) ، القتل الرحيم للفئران وفقا للبروتوكولات المعتمدة.
      ملاحظة: بالنسبة للدراسة الحالية ، تم القتل الرحيم للفئران عن طريق خلع عنق الرحم تحت التخدير العام (استنشاق إيزوفلوران ، 2٪ -5٪ للتأثير). بضع الصدر الثنائي يضمن الموت.
    2. تشريح الأطراف الخلفية للفأر لإزالة عضلة TA التي تم تمرينها (يسار) وعضلة TA غير التمرينة (يمين). وزن العضلات المحصودة. بعد ذلك ، اغمس كل عضلة في الزيت المعدني للحماية من البرودة وضع العضلات على مناديل معملية نظيفة لمسح الزيت الزائد21.
  2. ضع العضلات على قطعة من رقائق الألومنيوم. امسك حافة الرقاقة بمرقئ طويل واغمر الرقاقة والعضلات بسرعة في النيتروجين السائل الموجود في حاوية بلاستيكية مناسبة لتجميد العضلات.
    1. بعد حوالي 2 دقيقة من الغمر في النيتروجين السائل ، انقل العضلات المجمدة إلى قوارير مبردة مبوسة. قم بتخزين القوارير في فريزر بدرجة حرارة -80 درجة مئوية حتى الحاجة لمزيد من الدراسات.

7. الدراسات النسيجية على الأنسجة العضلية

  1. تحضير مقاطع cryostat من عضلة TA التي يبلغ سمكها 5 ميكرومتر. اجمع أقسام cryostat على شرائح مجهر مشحونة. ثبت الأقسام بالأسيتون الذي يبقى باردا عند -30 درجة مئوية واترك الأقسام تجف في الهواء.
  2. قم بتلطيخ أقسام الأنسجة العضلية بالهيماتوكسيلين متبوعا بالإيوزين (تلطيخ H&E ، انظر جدول المواد).
    1. اغمر الأقسام لمدة 5 دقائق في الهيماتوكسيلين (صبغة نووية زرقاء داكنة) في وعاء تلطيخ زجاجي. قم بإزالة الهيماتوكسيلين الزائد عن طريق شطف الأقسام بماء الصنبور حتى لا يرى المزيد من الماء الأزرق.
    2. اغمر الأقسام لمدة 5 دقائق في كاشف أزرق في وعاء زجاجي. نضح كاشف الازرقاق الزائد من الأقسام باستخدام ماصة شفط زجاجية.
    3. اغمر الأقسام لمدة 5 دقائق في eosin (صبغة السيتوبلازم الوردي) في وعاء تلطيخ زجاجي. قم بإزالة اليوزين الزائد عن طريق غمس الأقسام بسرعة وبشكل متكرر (~ 10 مرات) في 95٪ إيثانول في وعاء تلطيخ زجاجي.
    4. اسمح للأقسام أن تجف في الهواء واستمر في التصور تحت المجهر الضوئي.
  3. قم بإعداد صور مبلطة عالية الدقة للمقاطع العرضية لعضلات TA بالكامل من خلال التصوير المجهري.
    ملاحظة: قد يضطر المستخدم إلى تخصيص خطوات التصوير وتحليل الصور التي تتبع بناء على برنامج المجهر والحصول على الصور وتحليلها.
    1. التقط صورا رقمية باستخدام عدسة موضوعية 10x لمجهر ضوئي وكاميرا رقمية مثبتة على المجهر.
    2. التقط حوالي 15-20 صورة ، تتحرك على طول المقطع العرضي لكل عضلة بطريقة تشبه الشبكة ، بحيث تتداخل كل صورة جديدة ~ 25٪ مع الصورة السابقة.
      ملاحظة: تساعد هذه العملية في التقاط مجموعة من الصور التي يمكن تجانبها رقميا (تعرف أيضا باسم خياطة الصور) لإنشاء صورة مركبة عالية الدقة للمقطع العرضي لعضلة TA بالكامل (الشكل 2).
    3. احفظ الصور الرقمية في . تنسيق TIFF.
    4. افتح الصور الرقمية باستخدام برنامج مناسب لمعالجة الصور وتحليلها (انظر جدول المواد).
    5. قم بتجانب أو غرزة الصور الفردية في صورة مركبة لعضلة TA بأكملها من خلال الخطوات التالية: مع فتح جميع الصور المتداخلة الفردية لكل عضلة TA في البرنامج ، انقر فوق ملف > حدد أتمتة > حدد Photomerge > حدد > مجمعة حدد إضافة ملفات مفتوحة > انقر فوق موافق.
    6. عند إعداد صورة جديدة مبلطة/مخيطة لعضلة التحليل الفني وعرضها، احفظ الصورة في . شكل TIFF لمزيد من التحليلات.
  4. قم بتحديد تلف العضلات عن طريق التحليل البصري في الصور المتجانبة لعضلة TA بأكملها باستخدام برنامج تحليل الصور المناسب.
    1. في برنامج تحليل الصور ، حدد وظيفة القياس في قائمة التحليل لتحديد وقياس مساحة المقطع العرضي لعضلة TA بالكامل (الشكل 2).
    2. في برنامج تحليل الصور ، حدد وظيفة القياس في قائمة التحليل لتحديد وقياس مناطق كل عضلة TA تالفة - أي المناطق التي تظهر اضطرابا سيتوبلازميا لألياف العضلات ، وألياف العضلات الغائبة ، وتسلل الخلايا الالتهابية22 (الشكل 2).
    3. عبر عن مجموع المساحة الإجمالية للضرر كنسبة مئوية من مساحة المقطع العرضي لعضلة TA بأكملها (الشكل 2 ، الجدول 2).

8. التحليلات الإحصائية

  1. تنظيم البيانات كما هو موضح في الجداول 1-3 وإجراء اختبارات T غير المقترنة (إذا تم اجتياز اختبارات الحالة الطبيعية والفروق المتجانسة)33 أو اختبارات Mann-Whitney Rank Sum (إذا لم يتم اجتياز اختبارات الحالة الطبيعية والفروق المتجانسة)21 باستخدام برنامج مناسب (انظر جدول المواد).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تمت دراسة ذكور الفئران BLAJ ، التي كانت ~ 1.5 سنة في العمر. نموذج الفئران BLAJ مرض العضلات البشرية ، LGMD2B / R2. هذه الفئران معرضة بشكل خاص لتلف العضلات المتأخر من نوبة واحدة من تقلصات العضلات غريب الأطوار22,29. لذلك ، تم اختيار فئران BLAJ لهذه الدراسات لمعرفة ما إذا كان يمكن إجراء DART بطريقة غير ضارة عن طريق ضبط المقاومة التي يجب أن تعمل ضدها عضلة TA بطريقة متحيزة بشكل مركز. إذا وجد أن DART لم يكن ضارا بفئران BLAJ ، فمن المحتمل أن يكون مفيدا كشكل من أشكال تدري...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تقدم هذه المقالة إرشادات خطوة بخطوة حول كيفية إنشاء جهاز لأداء نوع من تدريب إعادة التأهيل الدقيق يسمى تدريب المقاومة المعدلة بالجرعة (DART). يصف العمل أيضا تطبيق جهاز DART والمنهجية في دراسة تدريبية لمقارنة تلف العضلات بعد 3 أيام من نوبة واحدة من DART (مجموعة DART) مع الضرر بعد 3 أيام من نوبة مماثلة من التدريب متساوي القياس (مجموعة ISOM).

الخطوات الحاسمة في البروتوكول هي البناء السليم لجهاز DART 34,35 ، والخطوات الدقيقة التي ينطوي عليها أداء تدريب DART أو ISOM ، والحصاد السليم والحفاظ على الأن...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس للمؤلفين مصالح مالية متنافسة.

شكر وتقدير

تم تمويل هذه الدراسة من خلال منح من مؤسسة Jain Foundation Inc. ، R03HD091648 من NICHD ، منحة تجريبية من AR3T بموجب NIH P2CHD086843 ، جائزة FRAP من EACPHS في جامعة واين ستيت ، حزمة بدء تشغيل أعضاء هيئة التدريس من جامعة واين ستيت ، وعقد من الباطن من 1R01AR079884-01 (Peter L. Jones PI) إلى JAR. تم تمويل هذه الدراسة أيضا من قبل منحة بحثية من جمعية العلاج الطبيعي الأمريكية - ميشيغان (APTA-MI) إلى JMB و MEP و JAR. يعترف المؤلفون بالدكتورة رينوكا روش (أستاذ مشارك ، جامعة ميشيغان الشرقية ، ميتشيغن) لقراءتها النقدية للمخطوطة وتقديم الملاحظات. يعترف المؤلفون بالسيد Anselm D. Motha للحصول على المشورة بشأن الطباعة 3D. يشكر المؤلفون المرضى الذين يعانون من اعتلال خلل النطق الذين شاركوا قصصهم على موقع مؤسسة جاين في https://www.jain-foundation.org/patient-physician-resources/patient-stories ، وخاصة تجاربهم مع ممارسة الرياضة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
AnMiao Star 608 محمل كروي سيراميكAnmiao Star (N / A)AMS127عالية الدقة ، محمل عجلة احتكاك منخفض. إذا لم يكن الطراز والطراز متاحين تجاريا ، فإن نسخة بديلة من محمل عجلة منخفض الاحتكاك 608 ، قطر تجويف 8 مم ،   ؛ 22 مم القطر الخارجي, مع كرات السيراميك نيتريد السيليكون في 420 يجب أن يكون السكن الفولاذ المقاوم للصدأ كافيا.  سيؤثر الاحتكاك الزائد في محمل العجلة سلبا على أداء جهاز DART وسيزيد من المقاومة الإجمالية لتقلصات العضلات.
مجهر Axio Scope.A1كارل زايس (بيبودي ، ماساتشوستس)#Axio المنتج Scope.A1مجهر الضوء والفلورة
B6. A-Dysfprmd / GeneJ (المعروف أيضا باسم فئران BLAJ) مختبرجاكسون (بار هاربور ، مي).  مستعمرة خاصة تحتفظ بها مؤسسة جاين للمتعاونين الذين يدرسون ديسفيرلين.مخزون # 012767الفئران التي تعاني من نقص Dysferlin والتي تمثل ضمور عضلي من النوع 2B / R2.
التحفيز الكهربائي العصبي العضلي ثنائي القطب ، عبر الجلد ، التحفيز الكهربائي العصبي العضلي (NMES)جهاز هارفارد ، هوليستون ، MABS4 50 & ndash ؛ 6824قطب كهربائي ل NMES.  إذا لم يكن هذا القطب متاحا تجاريا ، فيرجى الاتصال بالمؤلف المراسل للحصول على بدائل.
طبق تلطيخ كوبلينThermoFisher (Waltham ، MA)رقم الكتالوج S17495طبق / جرة تلطيخ للهيماتوكسيلين واليوزين (H & amp ه) تلطيخ الأقسام
كورا 4.4.1. برنامجUltimaker ، أوتريخت ، هولنداUltimaker Cura 4.4.1.برنامج تقطيع لتحويل ملفات الطباعة الحجرية المجسمة إلى ملفات G-CODE
وسادة تسخين جل متساوية الحرارة من DeltaphaseBraintree Scientific (Braintree ، MA)البند #39DPوسادة تسخين لتوفير الدعم الحراري للحيوانات أثناء التخدير
Eosin YMillipore Sigma (Burlington ، MA)HT110132-1Lصبغة سيتوبلازمية وردية
Gorilla Super Glueشركة Gorilla Glue (سينسيناتي ، أوهايو)Gorilla Super Glue Micro PreciseCyanoacrylate لاصق لربط مكونات PLA
محلول الهيماتوكسيلين ، جيل رقم 3Millipore Sigma (برلنغتون ، ماساتشوستس)GHS332-1Lبقعة زرقاء داكنة للنوى
HM525NX cryostatThermoFisher (Waltham ، MA)كتالوج #HM525NXCryostat لعمل أقسام مجمدة من
مناديل مختبر العضلات. Kimberly-Clark Professional Kimtech Science Kimwipes مساحات المهام الحساسة ، 1-PlyThermoFisher (Waltham ، MA)كتالوج رقم 06-666.  الشركة المصنعة # 34120مناديل معملية لمسح الزيوت المعدنية من الأنسجة العضلية قبل التجميد المفاجئ ولأغراض أخرى.
Labview 2014National Instruments ، أوستن ، تكساس ، الولايات المتحدة الأمريكيةبرنامج Labview 2014للبرامج / الإجراءات الروتينية المكتوبة خصيصا التي تعمل على تشغيل مقياس الدينامومتر وتؤدي إلى تحفيز NMES.
قوارير النيتروجين السائل HDPE DewarThermoFisher (Waltham ، MA)S34074B.  قارورة حرارية علمية 41502000 / EMDلحمل النيتروجين السائل لتجميد العضلات المفاجئة أو غيرها من
الأنسجة كريم إزالة الشعر السحريSoftsheen Carson (نيويورك ، نيويورك)N / Aكريم إزالة الشعر بدون شفرة من شفرات
مشبك التمساح المعدنيJINSHANGTOPK (الأعمال التجارية على شبكة الإنترنت)24 قطعة 51 مم مشبك التمساح المعدني المشبك الربيعلعقد دبوس الظنبوبة
شرائح MicrscopeGlobe Scientific (Mahwah ، نيوجيرسي)1354W. شرائح زجاجية بيضاء من الماسشرائح مجهر مشحونة
الشرائح زيت معدنيThermoFisher (Waltham ، MA)BP26291زيت معدني لحماية الأنسجة العضلية بالتبريد قبل التجميد المفاجئ
Monoprice Premium 3D Printer Filament PLAMonoprice (Rancho Cucamonga ، CA)# 11778خيوط طابعة ثلاثية الأبعاد قسط PLA 1.75 مم 1 كجم / بكرة ، رمادي. هذه هي المواد المستخدمة في مكونات جهاز الطباعة ثلاثية الأبعاد.
Monoprice Select Mini V2 3DMonoprice (Rancho Cucamonga ، CA)Mini V2 3D 3Dلتصنيع مكونات الجهاز بمساعدة الكمبيوتر.
برنامج صور المعاهد الوطنية للصحة(المعاهد الوطنية للصحة ، بيثيسدا ، دكتوراه في الطب) صورةالمعاهد الوطنية للصحة لنظام التشغيل Windowsبرامج معالجة وتحليل الصور المستخدمة لتحديد منطقة تلف العضلات. تعرف صورة المعاهد الوطنية للصحة أيضا باسم الصورة J.
Photoshop CS4Adobe (سان خوسيه ، كاليفورنيا)Creative Suite (CS4). إصدار 64 بت لبرنامج معالجةوتحليل الصور Windows المستخدم لإنشاء صور متجانبة / مثبتة للمقطع العرضي للعضلات بالكامل من صور الحقول المتداخلة
PSIU6 وحدة عزلالتحفيز Grass Instruments (West Warwick ، RI)عزلPSIU6وحدة عزل ل NMES.  تأتي المحفزات ، مثل الموديل 4100 من AM مع وحدة عزل التحفيز المدمجة
Roboz 4-0 مادة خياطة مضفرة سوداء من الحريرRoboz Surgical (Gaithersburg ، MD)خياطة Roboz Surgical SUT152لتوصيل صفيحة قدم جهاز DART بلوحة قدم مقياس الدينامومتر أو مقاومة للتدريب على المقاومة
S48 محفز النبضالمربع أدوات العشب (West Warwick ، RI)محفزS48المحفز الكهربائي المختبري ل NMES .  إذا لم يكن هذا المحفز متاحا تجاريا ، فقد يكون المحفز المعزول عالي الطاقة من أنظمة AM موديل 4100 بديلا. يرجى الاتصال بالمؤلف المشارك جونز لمزيد من المعلومات.
سكوت كاشف أزرقRicca Chemical Company (أرلينغتون ، تكساس)6697-32محلول Bluing الذي يكثف تلطيخ الهيماتوكسيلين النووي
SigmaStat الإصدار 3.5Systat Software (سان خوسيه ، كاليفورنيا)SigmaStat الإصدار 3.5حزمة البرامج الإحصائية للتحليلات الإحصائية
مبخر الأيزوفلوران المنضديةVetEquip (ليفرمور ، كاليفورنيا)البند #901801نظام
التخدير المنضدية المستنشقمرهم الإسعافات الأولية الثلاثي للمضادات الحيويةمنتجات الصحة العالمية (الأعمال التجارية القائمة على الزواج)مرهم الإسعافات الأولية للمضادات الحيوية الثلاثية من Globe ، 1 أونصة (عبوة) مرهم مضاد حيوي للإسعافاتمضاد حيوي يوضع على دبوس الظنبوب كجزء من رعاية ما بعد العملية
قطب الحلاقة طابعة طابعة وحدة مادة الأولية مرهم

المراجع

  1. Vina, J., Sanchis-Gomar, F., Martinez-Bello, V., Gomez-Cabrera, M. C. Exercise acts as a drug; The pharmacological benefits of exercise. British Journal of Pharmacology. 167 (1), 1-12 (2012).
  2. Murton, A. J., Greenhaff, P. L. Resistance exercise and the mechanisms of muscle mass regulation in humans: Acute effects on muscle protein turnover and the gaps in our understanding of chronic resistance exercise training adaptation. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 45 (10), 2209-2214 (2013).
  3. Pepin, M. E., Roche, J. A., Malek, M. H. Strength Training for Special Populations. Conditioning for Strength and Human Performance. Chandler, T. J., Brown, L. E. , Routledge. Oxfordshire, UK. Chapter 20 547-570 (2019).
  4. Helland, C., et al. Training strategies to improve muscle power: Is Olympic-style weightlifting relevant. Medicine and Science in Sports and Exercise. 49 (4), 736-745 (2017).
  5. Souza, M. K., et al. l-Arginine supplementation blunts resistance exercise improvement in rats with chronic kidney disease. Life Sciences. 232, 116604(2019).
  6. Schmoll, M., et al. SpillOver stimulation: A novel hypertrophy model using co-contraction of the plantar-flexors to load the tibial anterior muscle in rats. PloS One. 13 (11), 0207886(2018).
  7. Adams, G. R., Haddad, F., Bodell, P. W., Tran, P. D., Baldwin, K. M. Combined isometric, concentric, and eccentric resistance exercise prevents unloading-induced muscle atrophy in rats. Journal of Applied Physiology. 103 (5), 1644-1654 (2007).
  8. Guedes, J. M., et al. Muscular resistance, hypertrophy and strength training equally reduce adiposity, inflammation and insulin resistance in mice with diet-induced obesity. Einstein. 18, (2019).
  9. Zhu, W. G., et al. Weight pulling: A novel mouse model of human progressive resistance exercise. Cells. 10 (9), 2459(2021).
  10. Call, J. A., McKeehen, J. N., Novotny, S. A., Lowe, D. A. Progressive resistance voluntary wheel running in the mdx mouse. Muscle & Nerve. 42 (6), 871-880 (2010).
  11. Strickland, J. C., Smith, M. A. Animal models of resistance exercise and their application to neuroscience research. Journal of Neuroscience Methods. 273, 191-200 (2016).
  12. Greising, S. M., Basten, A. M., Schifino, A. G., Call, J. A. Considerations for Small Animal Physical Rehabilitation. Regenerative Rehabilitation: From Basic Science to the Clinic. Greising, S. M., Call, J. A. , Springer International Publishing. New York, NY. 39-59 (2022).
  13. Roche, J. A. Regenerative Rehabilitation for Nonlethal Muscular Dystrophies. Regenerative Rehabilitation: From Basic Science to the Clinic. Greising, S. M., Call, J. A. , Springer International Publishing. New York, NY. 61-84 (2022).
  14. Schott, N., Johnen, B., Holfelder, B. Effects of free weights and machine training on muscular strength in high-functioning older adults. Experimental Gerontology. 122, 15-24 (2019).
  15. Naples, R. Dr. Gustav Zander's Victorian-Era Exercise Machines Made the Bowflex Look Like Child's Play. , Smithsonian. Washington, D.C. Available from: https://www.smithsonianmag.com/smithsonian-institution/gustav-zander-victorian-era-exercise-machines-bowflex-180957758/ (2016).
  16. Hansson, N., Ottosson, A. Nobel prize for physical therapy? Rise, fall, and revival of medico-mechanical institutes. Physical Therapy. 95 (8), 1184-1194 (2015).
  17. ACSM. American College of Sports Medicine position stand. Progression models in resistance training for healthy adults. Medicine and Science in Sports and Exercise. 41 (3), 687-708 (2009).
  18. Suchomel, T. J., Nimphius, S., Bellon, C. R., Hornsby, W. G., Stone, M. H. Training for muscular strength: Methods for monitoring and adjusting training intensity. Sports Medicine. 51 (10), 2051-2066 (2021).
  19. Bloch, R. J., et al. Small-Animal Unit for Muscle Injury, Muscle Testing and Muscle Training in Vivo. US Patent. , CA2745550A1 patents.google.com/patent/CA2745550A1/en (2012).
  20. Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., McMillan, A. An in vivo rodent model of contraction-induced injury and non-invasive monitoring of recovery. Journal of Visualized Experiments. (51), e2782(2011).
  21. Begam, M., et al. Diltiazem improves contractile properties of skeletal muscle in dysferlin-deficient BLAJ mice, but does not reduce contraction-induced muscle damage. Physiological Reports. 6 (11), 13727(2018).
  22. Begam, M., et al. The effects of concentric and eccentric training in murine models of dysferlin-associated muscular dystrophy. Muscle and Nerve. 62 (3), 393-403 (2020).
  23. Straub, V., Murphy, A., Udd, B. 229th ENMC international workshop: Limb girdle muscular dystrophies - Nomenclature and reformed classification Naarden, the Netherlands. Neuromuscular Disorders. 28 (8), 702-710 (2018).
  24. Kniffin, C. L. DYSFERLIN. , OMIM. Available from: https://www.omim.org/entry/603009 (2021).
  25. Millay, D. P., et al. Genetic manipulation of dysferlin expression in skeletal muscle: Novel insights into muscular dystrophy. American Journal of Pathology. 175 (5), 1817-1823 (2009).
  26. Nagy, N., et al. Hip region muscular dystrophy and emergence of motor deficits in dysferlin-deficient Bla/J mice. Physiological Reports. 5 (6), 13173(2017).
  27. Roche, J. A., Lovering, R. M., Bloch, R. J. Impaired recovery of dysferlin-null skeletal muscle after contraction-induced injury in vivo. Neuroreport. 19 (16), 1579-1584 (2008).
  28. Roche, J. A., et al. Extensive mononuclear infiltration and myogenesis characterize recovery of dysferlin-null skeletal muscle from contraction-induced injuries. American Journal of Physiology: Cell Physiology. 298 (2), 298-312 (2010).
  29. Roche, J. A., Ru, L. W., Bloch, R. J. Distinct effects of contraction-induced injury in vivo on four different murine models of dysferlinopathy. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2012, 134031(2012).
  30. Roche, J. A., et al. Myofiber damage precedes macrophage infiltration after in vivo injury in dysferlin-deficient A/J mouse skeletal muscle. American Journal of Pathology. 185 (6), 1686-1698 (2015).
  31. Ingalls, C. P., Warren, G. L., Zhang, J. Z., Hamilton, S. L., Armstrong, R. B. Dihydropyridine and ryanodine receptor binding after eccentric contractions in mouse skeletal muscle. Journal of Applied Physiology. 96 (5), 1619-1625 (2004).
  32. Dutton, M. Orthopaedics for the Physical Therapist Assistant. , Jones & Bartlett Publishers. Burlington, MA. 238(2011).
  33. Begam, M., Abro, V. M., Mueller, A. L., Roche, J. A. Sodium 4-phenylbutyrate reduces myofiber damage in a mouse model of Duchenne muscular dystrophy. Applied Physiology, Nutrition, and Metabolism. Physiologie Appliquée, Nutrition et Métabolisme. 41 (10), 1108-1111 (2016).
  34. Tully, J. J., Meloni, G. N. A scientist's guide to buying a 3D printer: How to choose the right printer for your laboratory. Analytical Chemistry. 92 (22), 14853-14860 (2020).
  35. Schwiening, C. 3D printing primer for physiologists. Physiology News. (101), (2015).
  36. Begam, M., Roche, J. A. Damaged muscle fibers might masquerade as hybrid fibers - A cautionary note on immunophenotyping mouse muscle with mouse monoclonal antibodies. European Journal of Histochemistry. 62 (3), 2896(2018).
  37. Lott, D. J., et al. Safety, feasibility, and efficacy of strengthening exercise in Duchenne muscular dystrophy. Muscle & Nerve. 63 (3), 320-326 (2021).
  38. Lindsay, A., Larson, A. A., Verma, M., Ervasti, J. M., Lowe, D. A. Isometric resistance training increases strength and alters histopathology of dystrophin-deficient mouse skeletal muscle. Journal of Applied Physiology. 126 (2), 363-375 (2019).
  39. Dalkin, W., Taetzsch, T., Valdez, G. The fibular nerve Injury method: A reliable assay to identify and test factors that repair neuromuscular junctions. Journal of Visualized Experiments. (114), e54186(2016).
  40. Amend, S. R., Valkenburg, K. C., Pienta, K. J. Murine hind limb long bone dissection and bone marrow isolation. Journal of Visualized Experiments. (110), e53936(2016).
  41. Gerlinger-Romero, F., et al. Non-invasive assessment of dorsiflexor muscle function in mice. Journal of Visualized Experiments. (143), e58696(2019).
  42. Brightwell, C. R., et al. In vivo measurement of knee extensor muscle function in mice. Journal of Visualized Experiments. (169), e62211(2021).
  43. Pratt, S. J. P., Lawlor, M. W., Shah, S. B., Lovering, R. M. An in vivo rodent model of contraction-induced injury in the quadriceps muscle. Injury. 43 (6), 788-793 (2012).
  44. Shields, R. K. Precision rehabilitation: How lifelong healthy behaviors modulate biology, determine health, and affect populations. Physical Therapy. 102 (1), 248(2022).
  45. Medical Rehabilitation Research Resource Network (MR3N). Precision Rehabilitation - Inaugural Scientific Retreat. , Available from: https://ncmrr.org/education-training/archived-presentations/precision-rehab-archive (2021).
  46. Roche, J. A., et al. Minimally invasive muscle embedding generates donor-cell-derived muscle fibers that express desmin and dystrophin. Military Medicine. 185, 423-429 (2020).
  47. Roche, J. A., et al. Minimally invasive muscle embedding (MIME), facilitates the development of functional muscle fibers of human cadaveric origin, in host mice. The FASEB Journal. 33, 602(2019).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

تدريب المقاومة المعدل بالجرعة في الفئران مع تقليل خطر تلف العضلات
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.