Method Article

تسجيلات مخطط كهربية الدماغ الطبوغرافية للإمكانات المرئية المستحثة في الفئران باستخدام أقطاب كهربائية متعددة القنوات ذات أغشية رقيقة

DOI:

10.3791/64034

⸱

June 23rd, 2022

 ,  , 
1Institute for Audioneurotechnology, Department of Experimental Otology, Hannover Medical School, 2Institute for Endocrinology and Diabetes, Center of Brain, Behavior and Metabolism, University of Lübeck

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يصف البروتوكول الحالي إجراء بسيطا لاكتساب وتحليل تضاريس الإمكانات البصرية فوق الجمجمة باستخدام 32 قطبا كهربائيا متعدد القنوات في الماوس.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تسمح الإمكانات البصرية المستحثة (VEP) بتوصيف الوظيفة البصرية في نماذج الفئران قبل السريرية. توجد طرق مختلفة لقياس VEPs في الفئران ، من مخطط كهربية الدماغ غير الغازي ، والأقطاب الكهربائية المفردة تحت الجلد ، و ECoG إلى تسجيلات القشرة البصرية متعددة القنوات داخل القشرة الغازية بالكامل. قد يكون من المفيد الحصول على توصيف عالمي طبوغرافي على مستوى مخطط كهربية الدماغ للاستجابات البصرية السابقة لقياسات الأقطاب الكهربائية الدقيقة داخل القشرة المحلية في البيئات التجريبية الحادة. على سبيل المثال ، تتمثل إحدى حالات الاستخدام في تقييم التغيرات العالمية متعددة الوسائط في تضاريس VEP في نماذج الصمم قبل دراسة آثارها على المستوى المحلي داخل القشرة. يعد مخطط كهربية الدماغ فوق الجمجمة متعدد القنوات طريقة قوية للحصول على مثل هذا المقياس العام للنشاط البصري القشري. يوفر مخطط كهربية الدماغ فوق الجمجمة متعدد القنوات نتائج قابلة للمقارنة من خلال نهج موحد ومتسق ، على سبيل المثال ، تحديد التغيرات متعددة الوسائط أو المرضية أو المرتبطة بالعمر في الوظيفة البصرية القشرية. تقدم الدراسة الحالية طريقة للحصول على التوزيع الطبوغرافي ل VEPs التي يتم استثارتها بالفلاش مع مصفوفة قطب كهربية الدماغ ذات الأغشية الرقيقة المكونة من 32 قناة في الفئران المخدرة. إلى جانب التحليل في مجال الوقت والتردد ، يسمح هذا النهج بالتوصيف السريع وفحص التضاريس والخصائص البصرية الأساسية للوظيفة البصرية القشرية للفأر ، والتي يمكن دمجها مع العديد من الإعدادات التجريبية الحادة.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الفئران هي نموذج ما قبل السريري للعمليات التنكسية للرؤية وأمراض العيون1،2،3،4. تستخدم الإمكانات المرئية المستحثة (VEPs) بشكل شائع لقياس الوظيفة البصرية القشرية ، وعلى سبيل المثال ، لتقييم التنكس البصري في النماذج المرضية5،6. يوفر زمن انتقال VEP ، أو وقت التوصيل ، أو السعة ، أو الخصائص متعددة البؤر ، أو الحدة المكانية للإمكانات البصرية القشرية معلومات تشخيصية حول السلامة الوظيفية للنظام البصري7،8،9.

في الفئران ، يمكن قياس الإمكانات المرئية القشرية عبر مقاييس مكانية مختلفة بطرق مختلفة التعقيد من مخطط كهربية الدماغ غير الغازية ، وأقطاب الإبرة تحت الجلد ، والبراغي المزروعة بالجمجمة ، إلى الأساليب الغازية بالكامل داخل الجمجمة مع ECoG فوق القشرة ، إلى تسجيلات القطب داخل القشرة10،11،12،13،14،15،16،17. هذه الأساليب لها نقاط قوة وضعف مختلفة. على سبيل المثال ، يوفر العدد المنخفض من الأقطاب الكهربائية معلومات محدودة فقط عن توزيع VEP القشري ، في حين أن أقطاب الإبرة تحت الجلد غالبا ما تفشل في ضمان مواقع التسجيل المتسقة. علاوة على ذلك ، تتطلب البراغي المزروعة أو الطرق الغازية بالكامل إتلاف الجمجمة أو اختراقها أو إزالتها وغالبا ما توفر معلومات محلية فقط.

في التجارب الحادة ، غالبا ما تكون النظرة العامة العالمية الأولى مطلوبة للوظيفة البصرية القشرية ، والتي تتبعها في النهاية خطوات تجريبية أخرى ومقارنتها بالتسجيلات المحلية داخل القشرة. على سبيل المثال ، يتم استخدام حالة استخدام محتملة واحدة أولا للتحقيق في تأثيرات مستوى مخطط كهربية الدماغ لإعادة التنظيم البصري متعدد الوسائط للصمم أو فقدان السمع على تضاريس VEP والنشاط البصري القشري18،19 قبل دراسة التأثيرات على المستوى المحلي داخل القشرة.

يمكن أن توفر تسجيلات EEG متعددة القنوات مع مصفوفات متعددة الأقطاب الكهربائية ذات الأغشية الرقيقة تضاريس VEP منهجية من جمجمة الفأر20،21،22،23،24. يمكن أن يكون لمثل هذه التسجيلات فوق الجمجمة مزايا مقارنة بتسجيلات ECoG من خلال ترك سلامة الجمجمة سليمة وتجنب التلاعب المباشر بالسطح القشري. بالإضافة إلى ذلك ، توفر الأقطاب الكهربائية المتعددة ذات الأغشية الرقيقة تكوينا قياسيا للقطب الكهربائي ، مما يسمح بمقارنة نشاط الدماغ المكاني والزماني البصري بين التجارب المشابهة لنظام مخطط كهربية الدماغ القياسي في البشر25. يسهل الإطار القياسي أيضا استخدام صناديق أدوات تحليل مخطط كهربية الدماغ الشائعة (على سبيل المثال ، Fieldtrip و Chronux و EEGLAB و ERPLAB) لتحليل مخطط كهربية الدماغ الماوس في مجال الوقت والتردد أو من حيث الاتصال26،27،28،29،30،31.

يصف البروتوكول الحالي إجراء لتسجيلات VEP الطبوغرافية في الفئران باستخدام قطب كهربائي من 32 قناة رقيقة. يمكن استخدام هذا كجزء من التجارب الحادة متبوعة بخطوات تجريبية إضافية ، مثل تسجيلات الأقطاب الكهربائية الدقيقة داخل القشرة من مناطق معينة في الدماغ. يتضح هنا كيفية تسجيل VEPs المستحثة في الفلاش فوق الجمجمة بشكل موثوق باستخدام أقطاب كهربائية ذات أغشية رقيقة من 32 قناة من الماوس. بالإضافة إلى ذلك ، يتم تقديم تحليل نموذجي لتسجيلات VEP الطبوغرافية في مجال الوقت والتردد.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم التعامل مع جميع وإيواءها وفقا للغة الألمانية (TierSchG، BGBl. I S. 1206، 1313) والاتحاد الأوروبي (ETS 123; التوجيه 2010/63 / EU) إرشادات للبحوث على. تمت الموافقة على التجارب على من قبل سلطات الدولة الألمانية (مكتب ولاية سكسونيا السفلى لحماية المستهلك وسلامة الأغذية ، LAVES) وتمت مراقبتها من قبل مسؤول رعاية بالجامعة. تم استخدام فأر ذكر C57BL / 6J يبلغ من العمر 3 أشهر في هذه الدراسة.

1. تفاصيل

  1. قم بإجراء مقاييس VEP في الفئران المناسبة لسؤال البحث المحدد.
  2. كن على دراية بخصائص سلالة الفئران في علم وظائف الأعضاء التي يمكن أن تؤثر على التجربة من خلال تغير حساسيات التخدير أو قابلية النوبات أو العمر أو الخلفية الجينية.
    ملاحظة: غالبا ما تصاب سلالات الفئران ذات الخلفيات الجينية المختلفة بضعف حسي آخر (على سبيل المثال ، فقدان السمع التدريجي C57BL / 6) ، والتي قد تمر دون أن يلاحظها أحد ولكنها تؤثر بشكل غير مباشر على المعالجة البصرية (على سبيل المثال ، التأثيرات متعددة الوسائط19).

2. تحريض التخدير العام

  1. إعداد حقل جراحي في موقع التسجيل. تحديد الوزن قبل الجراحة.
  2. تحفيز التخدير بالكيتامين / الزيلازين ، IP. ، بجرعة 100 مجم / كجم كيتامينهيدروكلوريد ، 4 مجم / كجم زيلاجين هيدروكلوريد ، و 5 مجم / كجم كاربروفين (انظر جدول المواد).
  3. مباشرة بعد الحقن ، ضع الماوس مرة أخرى في القفص.
  4. ضع مصباح تسخين بالأشعة تحت الحمراء (انظر جدول المواد) على مسافة كافية وانتظر التحريض الكامل للتخدير العام لمدة 5 دقائق على الأقل.
  5. لاحظ توقف الحركات العفوية وفقدان منعكس التصحيح. تحقق من فقدان منعكس قرصة إصبع القدم.

3. المراقبة الفسيولوجية والحفاظ على التخدير العام

  1. انقل الماوس إلى موقع التسجيل على وسادة تدفئة.
  2. استخدم مسبار درجة حرارة المستقيم المتصل بنظام التحكم في درجة الحرارة للحفاظ على درجة حرارة الجسم الأساسية عند 37.6-37.8 درجة مئوية.
  3. تأكد من درجة حرارة الجسم المثلى للماوس. بالإضافة إلى وسادة التدفئة ، قلل من فقد الحرارة عن طريق زيادة درجة حرارة الغرفة إذا لزم الأمر.
  4. ضع قطبين من الأسلاك الفضية تحت الجلد (قطرها 0.2 مم ، انظر جدول المواد) بالقرب من الكتف الأيمن والساق الخلفية اليسرى لمراقبة تخطيط القلب.
  5. قم بتوصيل أقطاب تخطيط القلب ذات الأسلاك الفضية بمكبر صوت تخطيط القلب.
  6. راقب معدل ضربات القلب وموجات مخطط كهربية القلب على راسم الذبذبات (انظر جدول المواد) أثناء التجربة.
    ملاحظة: أثناء التخدير الكافي للكيتامين / الزيلازين ، يمكن أن يتراوح معدل ضربات القلب بين 160-250 نبضة في الدقيقة32،33. يمكن أن يختلف معدل ضربات القلب حسب إجهاد الفأر والعمر والحالة الفسيولوجية.
  7. تحقق من رد فعل قرصة إصبع القدم والعلامات الحيوية. يشير عدم وجود استجابة انعكاسية لقرص إصبع القدم إلى مستوى كاف من التخدير.
  8. راقب حالة وجودة العينين أثناء العملية عن كثب ، وقم بتطبيق قطرات أو جل للعيون.
  9. راقب مستويات التخدير الكافية عن طريق التحقق بانتظام من المعلمات الفسيولوجية ومعدل ضربات القلب وردود الفعل ونشاط مخطط كهربية الدماغ.
  10. إذا أصبح مستوى التخدير العام خفيفا جدا ، فقم بتطبيق جرعة إضافية من الكيتامين / الزيلازين (IP).
  11. المضي قدما بسرعة في الخطوات التجريبية لتقليل مدة التخدير العام وعدد الجرعات اللاحقة من الكيتامين / الزيلازين الإضافي المستخدم للحفاظ على التخدير العام.

4. وضع القطب الكهربائي وإعداد التسجيل

  1. في موقع التسجيل ، أعد تقييم عمق التخدير الكافي عن طريق فحص منعكس قرصة إصبع القدم.
  2. احلق الجزء العلوي من الرأس باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية.
  3. للسماح بمجال بصري حر ، لا تثبت الفئران في إطار تجسيمي أثناء التجربة.
  4. ضع الليدوكائين (إذا كانت الإرشادات المؤسسية المحلية لرعاية مطلوبة بشكل إضافي).
  5. قم بعمل شق خط الوسط بطول 1 سم في فروة الرأس.
  6. اسحب الجلد إلى كلا الجانبين باستخدام مشابك الأوعية الدموية الصغيرة لتثبيت الجلد في مكانه وفضح الجمجمة.
  7. نظف سطح الجمجمة بقطعة قطن وكلوريد الصوديوم الملحي (0.9٪).
  8. قم بتوصيل قطب مرجعي من الأسلاك الفضية (قطر 0.2 مم) لمخطط كهربية الدماغ تحت الجلد فوق الأنف (مرجع الأنف) أو خلف الأذن (الخشاء الخشاء).
  9. قم بتوصيل مرجع الأنف عبر موصل المسبار بالإخراج المرجعي لمرحلة الرأس (انظر جدول المواد).
  10. بعد ذلك ، قم بتوصيل قطب EEG بمنصة الرأس باستخدام محول متصل بمنصة الرأس عبر موصل مسبار ومتصل بحامل قطب كهربائي (انظر جدول المواد).
  11. ضع قطب EEG متعدد القنوات ذو الأغشية الرقيقة (انظر جدول المواد) على الجمجمة مع bregma كموضع مرجعي لضمان موضع قطب موحد لكل تجربة.
  12. استخدم قطرة من المحلول الملحي لضبط موضع القطب. بينما لا يزال سطح الجمجمة رطبا ، فإن القطب الكهربائي قابل للتحريك بسهولة. ثم جفف الجمجمة بعناية باستخدام قطعة قطن.
  13. انتظر حتى يجف المحلول الملحي ويلتصق القطب بإحكام بالجمجمة.
  14. قم بتغطية القطب بقطرة صغيرة من زيت السيليكون لتجنب التصاق القطب بالجلد المغطى. تساعد هذه الخطوة على إزالة القطب الكهربائي بسهولة بعد التسجيل.
    ملاحظة: احرص على عدم استخدام الكثير من زيت السيليكون لتجنب تدهور ملامسة القطب الكهربائي للجمجمة.
  15. أغلق الجلد فوق القطب الكهربائي للحماية وتقليل الضوضاء الكهربائية.
  16. ضع قطرة صغيرة من لاصق الأنسجة (انظر جدول المواد) على الجلد لمنع إعادة فتح شق الجلد.

5. تسجيل مخطط كهربية الدماغ وقياس VEP

  1. قم بتصفية إشارات مخطط كهربية الدماغ أثناء الاستحواذ باستخدام مرشح عريض بين 1-9000 هرتز. استخدم إعدادات المرشح العريضة للتحكم في القطع الأثرية. قم بإجراء الضوضاء والتصفية الكافية لاحقا أثناء المعالجة دون اتصال.
  2. تحقق من جودة الإشارة لنشاط مخطط كهربية الدماغ المستمر عن طريق التحقق من الضوضاء الكهربائية عالية التردد والقطع الأثرية 50/60 هرتز وأدوات تخطيط القلب. قم بتطبيق توصيلات أرضية ومرجعية كافية للحيوان والمعدات أو قم بتطبيق التدريع المناسب.
  3. تحقق من عمق التخدير من خلال مراقبة نشاط مخطط كهربية الدماغ. حاول تجنب حالة التخدير "العميقة جدا" التي تتميز بحدوث نشاط مخطط كهربية الدماغ المثبط للانفجار. ضع في اعتبارك المسار الزمني للتجربة وتأكد من أن التخدير لا يصبح خفيفا جدا أثناء التسجيل.
  4. استخدم ستروبوسكوب LED (أو أنواع أخرى من التحفيز البصري) لإنتاج ومضات قصيرة جدا (انظر جدول المواد) (الشكل 1).
  5. ضع المنظار على مسافة 30 سم للتحفيز البصري المجهر أمام الماوس.
    ملاحظة: يتم وضع الماوس والستروبوسكوب في غرفة مظلمة وعازلة للصوت أثناء التجربة.
  6. قم بتكييف الفئران مع الظلام لمدة 5 دقائق قبل التحفيز.
  7. استنباط وميض ستروبوسكوب عن طريق تشغيل ستروبوسكوپ بنبض TTL.
    ملاحظة: يمكن أن تحدث قطعة أثرية تحفيزية بسبب الجهد العالي للستروبوسكوب يمكن تخفيف ذلك عن طريق زيادة المسافة أو حماية القطب.
  8. قم بإنشاء مشغلات TTL للأجهزة باستخدام جهاز إدخال / إخراج متعدد الوظائف (انظر جدول المواد) يتم التحكم فيه بواسطة جهاز كمبيوتر محفز لتشغيل مصدر الضوء (أي ستروبوس).
  9. أرسل إشارة TTL بالتوازي مع نظام الاستحواذ لتوفير طوابع زمنية عالية الدقة لبداية التحفيز.
  10. أرسل إخراج TTL ، الذي تتم مزامنته مع الفلاش ، من ستروبوسكوب LED كملاحظات وكعنصر تحكم ثان للحصول على طوابع زمنية دقيقة لبدء التحفيز. سجل هذا مع التسجيلات.
  11. اضبط معدل التحفيز (على سبيل المثال ، الفاصل الزمني بين التحفيز = 2 ثانية). حدد عدد تكرارات التحفيز (على سبيل المثال ، ن = 150 تكرارا)
  12. اضبط الشدة يدويا على المنظار (على سبيل المثال ، مدة الفلاش 512 ميكرو ثانية بقيمة ثابتة تبلغ 3000 لومن).
    ملاحظة: ومع ذلك ، يجب تكييف هذا مع السؤال التجريبي المحدد.
  13. ابدأ عرض التحفيز ، وسجل إشارات مخطط كهربية الدماغ باستخدام برنامج التسجيل (انظر جدول المواد) ، واحفظ البيانات على جهاز الكمبيوتر المسجل.

6. الانتهاء من التجربة وإزالة القطب الكهربائي وتنظيف القطب الكهربائي

  1. إذا كان التسجيل جزءا من بروتوكول أطول، فتابع المزيد من الخطوات التجريبية.
  2. في نهاية التجربة ، قتل وفقا للمبادئ التوجيهية المؤسسية23،34.
  3. قم بإزالة قطب مخطط كهربية الدماغ بحذر (حيث يمكن إعادة استخدامه).
  4. ببطء مع تطبيق السائل إزالة القطب الكهربائي من الجمجمة.
    ملاحظة: يمكن أن تلتصق الأقطاب الكهربائية بسطح الجمجمة. تجنب تلف المواقع البلاتينية أثناء الإزالة.
  5. نظف القطب بعد التجربة باستخدام كلوريد الصوديوم الملحي متساوي التوتر (0.9٪) واغمره في مزيل البروتين ومحلول المطهر (انظر جدول المواد) لمدة 30 دقيقة.
  6. قم بتخزين مجموعة الأقطاب الكهربائية في مكان جاف ومحم.

7. معالجة إشارة VEP الأساسية: مجال الوقت والتردد

  1. قم باستيراد ملفات البيانات الأولية إلى برنامج التحليل (انظر جدول المواد).
  2. قم بتصفية إشارات EEG باستخدام مرشح ممر النطاق الصفري Butterworth بين 1-100 هرتز.
    ملاحظة: حدد أنواع ومعلمات المرشحات المناسبة اعتمادا على سؤال البحثالمعني 27،35،36.
  3. قم بتقليل عينات الإشارات إلى 1000 هرتز.
  4. قم بتقسيم إشارات مخطط كهربية الدماغ إلى تجارب ومتوسط التجارب لإنتاج إمكانات مرئية مستحثة وتحديد زمن انتقال الذروة N1.
    ملاحظة: يمكن إجراء إعادة الإسناد في وضع عدم الاتصال إذا لزم الأمر (على سبيل المثال ، الإسناد المتوسط المشترك ، والمراجع ثنائية القطب ، ومرجع المتوسط المحلي "Laplacian") 23.
  5. حدد قيم الجهد في نقاط زمنية محددة ذات أهمية وارسم خرائط توزيع الجهد باستخدام برنامج التحليل.
  6. احسب قوة المجال العالمية37 عن طريق حساب الانحراف المعياري المكاني لجميع قنوات القطب.
  7. احسب مخطط طياف التردد الزمني متعدد الاستدقاقات باستخدام Chronux Toolbox28،31. أستخدم منتج النطاق الترددي TW = 3 و K = 5 تدريجي بحجم نافذة 300 مللي ثانية وحجم خطوة 30 مللي ثانية.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يسمح تسجيل الإمكانات المرئية المستحثة باستخدام مخطط كهربية الدماغ متعدد القنوات بتقييم تضاريس سعة VEP أو زمن الانتقال أو مكونات التردد في الفئران. يوضح الشكل 2 أ مثالا على تضاريس VEP التي تم تسجيلها باستخدام مخطط كهربية الدماغ فوق الجمجمة 32 قناة من فأر ذكر C57BL / 6J يبلغ من العمر 3 أشهر. يحدث أقوى نشاط بصري في المنطقة القذالية فوق القشرة البصرية.

يوضح الشكل 2 ب توزيع الجهد على الجمجمة في نقاط زمنية مختلفة قبل وبعد بداية الفلاش. يحدث...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

توضح هذه المقالة طريقة لتسجيل مخطط كهربية الدماغ متعدد القنوات باستخدام أقطاب كهربائية ذات أغشية رقيقة وكيفية الحصول على تمثيل طبوغرافي متسق للإمكانات المرئية المستحثة في الماوس. هنا ، أظهرنا بشكل مثالي تحفيز الفلاش المجهر ، ولكن يمكن أيضا تطبيق هذا النهج مع أنواع أخرى من المحفزات البصرية (مثل أحادية العين ، حواجز شبكية مكانية ، مجال بصري بؤري) باستخدام ، على سبيل المثال ، شاشة أكبر.

خطوة حاسمة في البروتوكول هي وضع القطب. يجب ضمان تحديد موقع القطب الدقيق والمت...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ويعلن أصحاب البلاغ عدم وجود مصالح مالية متنافسة أو أي تضارب في المصالح.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل من قبل مؤسسة الأبحاث الألمانية (Deutsche Forschungsgemeinschaft ، مجموعة التميز 2177 "Hearing4all" ، المشروع رقم 390895286).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Bepanthen 5٪ DexpantheolBayerOphtamic gel
Cheetah Software 5.11Neuralnyxالإصدار 5.11برنامج تسجيل للإشارات الفيزيولوجية العصبية
Digital Lynx SXNeuralynxDigital Lynx 16SXنظام التسجيل
مضخم الصوت التفاضلي ECGOtoconsultWDA2 V1.0
ماكينة حلاقة كهربائيةAesculapGT420
حامل القطب الكهربائيTSE Systems430005-HE
ضوء الفحصHeineHL 5000مصباح مصدر الضوء البارد
وسادة تسخين + نظام التحكم في درجة الحرارةCWETC-1000 ماوس
هيستواكريل 0.5 ملB.Braunلاصق الأنسجة
مصباح حراري بالأشعة تحت الحمراء سانيتاسSIL 06
الكيتامين 10٪ WDTKetaminhydrochlorid
LED ستروبوسكوب  MonarchNova Strobe PBLالتحفيز البصري
Matlab 2021aThe Mathworks2021aالتحكم في التحفيز وتحليله
Moria Vessel Clampأدوات العلوم الدقيقة18320-11
قطب مخطط كهربية الدماغ للماوس NeuroNexusH32 (شبكي)قطب كهربية الدماغ 32 قناة. السماكة: 20 مو ؛ m; الطول: 8.6 مم ؛ العرض 6.8 مم. المواقع البلاتينية: 500 & mu م قطر
إطار الماوس معلومات مخصصةمتاحة عند الطلب
إدخال / إخراج متعدد الوظائفNational InstrumentsPCIe-6353 مع BNC 2090Aتوليد التحفيز التناظري والإخراج والزناد
كلوريد الصوديوم 0.9٪B.Braunمتساوي التوتر ، معقم ، غير حراري
Neuralynx HS36   ؛NeuralynxHS-36
موصل مسبار الارتباط العصبيHeadstage NeuralynxADPT-HS36-N2T-32Aموصل القطب الكهربائي
راسم الذبذباتTektronixTDS 2014B
Progent منظف مكثفمزيل البروتين Menicon ومحلول مطهر للعدسات الصلبة المنفذة للغاز
إتش بيإتش بي Z800تسجيل PC
ريماديل (كاربروفين)زويتيسكاربروفين
زيت السيليكون M 1000كارل روث4045.1
سلك فضي المنتجات العلميةAG-8Wالقطر 203 & مايكرو ؛ m; تخطيط القلب والقطب المرجعي
غرفة عازلة للصوتIAC صوتيات
مناور مجسمأنظمة TSE430005-M / Pلوضع القطب الكهربائي EEG
تحفيز الكمبيوتر الشخصيDellDell Precision T5810تحفيز الكمبيوتر
المجهر الجراحيZeissOp-Mi Focus
الشريط الجراحي3M1527-01.25 سم × 9.1 م
Thilo-Tears 3 مجم / جمAlcon Pharma GmbHOphtamic gel
Vaselin LichtensteinWinthropمرهم فاسيلين أبيض
Xylazin 2٪   ؛  برنبورغزيلازين هيدروكلوريد
زيلوكائين بخاخ (10 مجم / نفخة)أسبنليدوكائين
جهاز تسجيل PC   ؛

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Haider, N. B., Ikeda, A., Naggert, J. K., Nishina, P. M. Genetic modifiers of vision and hearing. Human Molecular Genetics. 11 (10), 1195-1206 (2002).
  2. Joiner, M. A., Lee, A. Voltage-gated Cav1 channels in disorders of vision and hearing. Current Molecular Pharmacology. 8 (2), 143-148 (2015).
  3. Krebs, M. P., et al. Mouse models of human ocular disease for translational research. PLOS One. 12 (8), 0183837(2017).
  4. Won, J., et al. Mouse model resources for vision research. Journal of Ophthalmology. 2011, 1-12 (2011).
  5. Peachey, N. S., Ball, S. L. Electrophysiological analysis of visual function in mutant mice. Documenta Ophthalmologica. 107 (1), 13-36 (2003).
  6. Tokashiki, N., et al. Reliable detection of low visual acuity in mice with pattern visually evoked potentials. Scientific Reports. 8 (1), 15948(2018).
  7. Creel, D. J. Visually evoked potentials. Handbook of Clinical Neurology. 160, 501-522 (2019).
  8. Sutter, E. E. Imaging visual function with the multifocal m-sequence technique. Vision Research. 41 (10-11), 1241-1255 (2001).
  9. Porciatti, V., Pizzorusso, T., Maffei, L. The visual physiology of the wild type mouse determined with pattern VEPs. Vision Research. 39 (18), 3071-3081 (1999).
  10. Makowiecki, K., Garrett, A., Clark, V., Graham, S. L., Rodger, J. Reliability of VEP recordings using chronically implanted screw electrodes in mice. Translational Vision Science & Technology. 4 (2), 15(2015).
  11. Tomiyama, Y., et al. Measurement of Electroretinograms and Visually Evoked Potentials in Awake Moving Mice. PLOS One. 11 (6), 0156927(2016).
  12. You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Graham, S. L. Improving reproducibility of VEP recording in rats: electrodes, stimulus source and peak analysis. Documenta Ophthalmologica. 123 (2), 109-119 (2011).
  13. Yeon, C., Kim, D., Kim, K., Chung, E. Visual evoked potential recordings in mice using a dry non-invasive multichannel scalp EEG sensor. Journal of Visualized Experiments. (131), e56927(2018).
  14. Liu, S., et al. An optimized procedure to record visual evoked potential in mice. Experimental Eye Research. 218, 109011(2022).
  15. Ryu, S. B., et al. Spatially confined responses of mouse visual cortex to intracortical magnetic stimulation from micro-coils. Journal of Neural Engineering. 17 (5), 056036(2020).
  16. Słowiński, P., et al. Background EEG connectivity captures the time-course of epileptogenesis in a mouse model of epilepsy. eNeuro. 6 (4), (2019).
  17. Troncoso, E., Muller, D., Czellar, S., Zoltan Kiss, J. Epicranial sensory evoked potential recordings for repeated assessment of cortical functions in mice. Journal of Neuroscience Methods. 97 (1), 51-58 (2000).
  18. Land, R., et al. Cross-modal plasticity in higher-order auditory cortex of congenitally deaf cats does not limit auditory responsiveness to cochlear implants. Journal of Neuroscience. 36 (23), 6175-6185 (2016).
  19. Land, R., Radecke, J. -O., Kral, A. Congenital deafness reduces, but does not eliminate auditory responsiveness in cat extrastriate visual cortex. Neuroscience. 375, 149-157 (2018).
  20. Choi, J. H., Koch, K. P., Poppendieck, W., Lee, M., Shin, H. S. High resolution electroencephalography in freely moving mice. Journal of Neurophysiology. 104 (3), 1825-1834 (2010).
  21. Lee, M., Kim, D., Shin, H. S., Sung, H. G., Choi, J. H. High-density EEG recordings of the freely moving mice using polyimide-based microelectrode. Journal of Visualized Experiments. (47), e2562(2010).
  22. Jonak, C. R., Lovelace, J. W., Ethell, I. M., Razak, K. A., Binder, D. K. Reusable multi-electrode array technique for electroencephalography in awake freely moving mice. Frontiers in Integrative Neuroscience. 12, 53(2018).
  23. Land, R., Kapche, A., Ebbers, L., Kral, A. 32-channel mouse EEG: Visual evoked potentials. Journal of Neuroscience Methods. 325, 108316(2019).
  24. Kim, D., Yeon, C., Kim, K. Development and experimental validation of a dry non-invasive multichannel mouse scalp EEG sensor through visual evoked potential recordings. Sensors. 17 (2), 326(2017).
  25. Megevand, P., Quairiaux, C., Lascano, A., Kiss, J., Michel, C. A mouse model for studying large-scale neuronal networks using EEG mapping techniques. Neuroimage. 42 (2), 591(2008).
  26. Lee, C., et al. Dipole source localization of mouse electroencephalogram using the Fieldtrip toolbox. PLOS ONE. 8 (11), 79442(2013).
  27. Oostenveld, R., Fries, P., Maris, E., Schoffelen, J. M. FieldTrip: Open source software for advanced analysis of MEG, EEG, and invasive electrophysiological data. Computational Intelligence and Neuroscience. 2011, 156869(2011).
  28. Bokil, H., Andrews, P., Kulkarni, J. E., Mehta, S., Mitra, P. P. Chronux: A platform for analyzing neural signals. Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 146-151 (2010).
  29. Delorme, A., Makeig, S. EEGLAB: An open source toolbox for analysis of single-trial EEG dynamics including independent component analysis. Journal of Neuroscience Methods. 134 (1), 9-21 (2004).
  30. Lopez-Calderon, J., Luck, S. J. ERPLAB: An open-source toolbox for the analysis of event-related potentials. Frontiers in Human Neuroscience. 8, 213(2014).
  31. Bokil, H., Tchernichovsky, O., Mitra, P. P. Dynamic phenotypes: Time series analysis techniques for characterizing neuronal and behavioral dynamics. Neuroinformatics. 4 (1), 119-128 (2006).
  32. Ho, D., et al. Heart rate and electrocardiography monitoring in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1 (1), 123-139 (2011).
  33. Hart, C. Y. T., Burnett, J. C., Redfield, M. M. Effects of avertin versus xylazine-ketamine anesthesia on cardiac function in normal mice. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 281 (5), 1938-1945 (2001).
  34. Land, R., Kral, A. Temporal acuity is preserved in the auditory midbrain of aged mice. Neurobiology of Aging. 110, 47-60 (2022).
  35. Widmann, A., Schröger, E., Maess, B. Digital filter design for electrophysiological data - A practical approach. Journal of Neuroscience Methods. 250, 34-46 (2015).
  36. Widmann, A., Schröger, E. Filter effects and filter artifacts in the analysis of electrophysiological data. Frontiers in psychology. 3, 233(2012).
  37. Skrandies, W. Global field power and topographic similarity. Brain Topography. 3 (1), 137-141 (1990).
  38. Hamburger, H. L., Michelle, M. A. G. Global Field Power measurement versus classical method in the determination of the latency of evoked potential components. Brain Topography. 3 (3), 391-396 (1991).
  39. Land, R., Engler, G., Kral, A., Engel, A. K. Response properties of local field potentials and multiunit activity in the mouse visual cortex. Neuroscience. 254, 141-151 (2013).
  40. Kappenman, E. S., Luck, S. J. The effects of electrode impedance on data quality and statistical significance in ERP recordings. Psychophysiology. 47 (5), 888-904 (2010).
  41. Calderone, L., Grimes, P., Shalev, M. Acute reversible cataract induced by xylazine and by ketamine-xylazine anesthesia in rats and mice. Experimental Eye Research. 42 (4), 331-337 (1986).
  42. Land, R., Engel, A., Kral, A. Auditory influences in V1 of mice induced by varying anesthesia level. i-Perception. 2 (8), 755(2011).
  43. Land, R., Engler, G., Kral, A., Engel, A. K. Auditory evoked bursts in mouse visual cortex during isoflurane anesthesia. PLOS One. 7 (11), 49855(2012).
  44. Hudetz, A. G., Imas, O. A. Burst activation of the cerebral cortex by flash stimuli during isoflurane anesthesia in rats. Anesthesiology. 107 (6), 983-991 (2007).
  45. Imas, O. A., Ropella, K. M., Ward, B. D., Wood, J. D., Hudetz, A. G. Volatile anesthetics enhance flash-induced gamma oscillations in rat visual cortex. Anesthesiology. 102 (5), 937-947 (2005).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Visual Evoked PotentialsTopographical EEGMultichannel EEGThin Film ElectrodesMouse Visual CortexFlash Evoked VEPsCortical Visual FunctionFrequency Domain AnalysisCross Modal PlasticityPreclinical Mouse Models
Video Coming Soon

Related Articles