يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

التقييم قبل السريري لدعامات الشريان التاجي

1.3K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/64038

⸱

أغسطس 25, 2022

 , 
1A.I. Virtanen Institute, University of Eastern Finland, 2Heart Center, Kuopio University Hospital, 3Saparo Translational Research

في هذه المقالة

ملخص

يجب اختبار تصميمات ومواد دعامات الشريان التاجي الجديدة قبل الاستخدام السريري في النماذج قبل السريرية ذات الصلة. نصف هنا نموذج الشريان الأورطي للأرانب تصلب الشرايين ونموذج الشريان التاجي للخنازير لأبحاث الدعامة مع التحليلات النسيجية في الجسم الحي .

الملخص

يعد مرض الشريان التاجي مساهما رئيسيا في المراضة والوفيات في جميع أنحاء العالم. في حين أن تغييرات نمط الحياة والأدوية هي حجر الزاوية في العلاج ، يتم إجراء رأب الأوعية بالون للشريان التاجي والدعامات بشكل روتيني للمرضى الذين يعانون من متلازمات الشريان التاجي الحادة ومرض الشريان التاجي المزمن الذين لا يزالون يعانون من أعراض العلاج الطبي البصري. تم تطوير عدة أجيال من الدعامات التاجية على مدى العقود الأخيرة. يتم دعم رأب الأوعية بالبالون والدعامات من خلال استخدام العوامل الصيدلانية المطبقة على البالونات وسطح الدعامة ، إما لتعزيز الخصائص العلاجية للشريان بعد التدخل أو لمنع تكوين تضيق الشعر. يجب اختبار الأجهزة الجديدة بدقة للتأكد من سلامتها وفعاليتها قبل قبولها في الممارسة السريرية. وبالتالي ، هناك حاجة مستمرة لطرق ما قبل السريرية الموثوقة والقابلة للتكرار لتقييم الدعامات. نصف هنا نموذج الشريان التاجي للخنزير بالإضافة إلى نموذج أرنب تصلب الشرايين لأبحاث دعامة الشريان التاجي ونصف الخطوات الأساسية في التصوير داخل الأوعية الدموية وأنسجة الدعامات.

المقدمة

يسبب مرض الشريان التاجي تصلب الشرايين عبئا كبيرا على أنظمة الرعاية الصحية في البلدان في جميع أنحاء العالم1. يتم إجراء رأب الأوعية بالبالون للشريان التاجي والدعامات بشكل روتيني للمرضى الذين يعانون من متلازمات الشريان التاجي الحادة وكذلك المرضى الذين يعانون من أعراض مع مرض الشريان التاجي المستقر2. كان رأب الأوعية بالبالون اختراعا ثوريا لإعادة إوعاء الشرايين التاجية الضيقة أو حتى المسدودة. أدت دعامات الشريان التاجي إلى تحسين نتائج التدخلات التاجية عن طريق الجلد (PCIs) عن طريق منع الارتداد الحاد للشريان بعد الرأب الوعائي بالبالون3. تم تحسين نتائج PCIs بشكل أكبر مع إدخال الدعامات المملوءة بالأدوية (DESs) أو الدعامات المغلفة بالأدوية المضادة للتكاثر لمحاربة تضيق الدعامة (ISR) - إعادة تضييق الدعامات المنتشرة مسبقا. تم تطوير DESs أيضا للحصول على دعامات دعامة أرق وأكثر متانة وبوليمرات قابلة للتحلل لإطلاق الأدوية. من الناحية المفاهيمية ، فإن المنصة الصلبة للدعامة مطلوبة فقط لبضعة أسابيع إلى أشهر لمنع ارتداد الشريان. وقد أدى ذلك إلى جيل جديد من أجهزة السقالات القابلة للتحلل الحيوي بالكامل. واجهت الدعامات والسقالات المبكرة القابلة للتحلل بعض النكسات ، حيث أبلغت الدراسات عن زيادة حدوث تجلط الدعامة4. نتيجة لذلك ، لا يتم استخدام الدعامات القابلة للتحلل على نطاق واسع.

يتم إجراء ما يقرب من مليون PCI سنويا في الولايات المتحدة وحدها. سيستمر تطوير مواد وتصميمات جديدة للدعامات حيث يتم علاج المزيد والمزيد من المرضى داخل الأوعية الدموية. يتطلب تقييم الأجهزة الجديدة الاختبار في بيئة ذات صلة بيولوجيا ، مما يستلزم استخدام نموذج حيواني مناسب. تعتبر النماذج الحيوانية قبل السريرية أكثر أهمية عند دراسة الأجهزة القابلة للتحلل الحيوي ، حيث قد لا يمكن التنبؤ بخصائص التحلل لهذه الأجهزة. يجب إجراء التقييم في نماذج حيوانية كبيرة ، حيث يمكن دراسة الأجهزة الكبيرة بما يكفي لاستخدامها في المريض.

نصف هنا نموذج الشريان التاجي للخنزير ونموذج الشريان الأورطي للأرانب المصلب الشرايين لتقييم الدعامات قبل السريرية5،6. يمكن أن يستوعب كلا الطرازين الأجهزة والمعدات المصممة للاستخدام السريري. نقدم طرائق التصوير في الجسم الحي لتقييم أداء الدعامة وتجلط الدعامة و ISR. بالإضافة إلى ذلك ، نعرض طرق التحليلات النسيجية للأنسجة البلاستيكية المدمجة ، بما في ذلك علم الأنسجة المناعية7.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على جميع التجارب على من قبل مجلس التجارب على في فنلندا. تم استخدام الأرانب النيوزيلندية البيضاء البالغة 3.0-4.0 كجم (NZW) لنموذج الأرانب تصلب الشرايين. بالنسبة لدراسة الشريان التاجي للخنازير ، كان وزن 30-40 كجم في بداية التجربة. يتم وصف بروتوكول نموذج تصلب الشرايين للأرانب ونموذج الشريان التاجي للخنزير بشكل منفصل ، متبوعا بوصف لكيفية إجراء الأنسجة للدعامات التاجية غير القابلة للتحلل ، بغض النظر عن نموذج in vivo المستخدم.

1. نموذج تصلب الشرايين الأرنب

ملاحظة: للحث على تغيرات سريعة في تصلب الشرايين في الشريان الأورطي ، يتم تغذية بنظام غذائي عالي الكوليسترول ، وتخضع الشريان الأورطي لإزالة البطانة قبل زرع الدعامة. يتم إجراء الدعامات والتصوير من خلال الشرايين السباتية ، وتتم معالجة الدعامات للأنسجة كما هو موضح أدناه. الموجات فوق الصوتية داخل الأوعية الدموية (IVUS) أكثر ملاءمة من التصوير المقطعي للتماسك البصري (OCT) لشريان الأرانب لأنه لا توجد حاجة للتنظيف الشرياني.

  1. نظام غذائي عالي الكوليسترول (الشكل 1)
    1. قم بتحويل علف الأرانب العادي إلى علف عالي الكوليسترول عن طريق إضافة الكوليسترول. امزج الكوليسترول في جزء واحد من الإيثانول وجزء واحد من ثنائي إيثيل الأثير (250 جم من الكوليسترول إلى 2 لتر من 96٪ EtOH و 2 لتر من ثنائي إيثيل الأثير) على محرك مغناطيسي في دورق كبير.
    2. عندما يذوب الكوليسترول ، اسكب الخليط على 25 كجم من علف الأرانب في حوض كبير داخل غطاء محرك السيارة. اخلطي العلف عدة مرات يوميا لمدة 3-4 أيام حتى يجف الخليط.
    3. سينتج عن ذلك 1٪ تغذية كوليسترول. لصنع 0.025٪ من تغذية الكوليسترول ، يتم خلط علف الكوليسترول بنسبة 1٪ في علف الأرانب العادي بنسبة 1:40.
  2. تعرية بالون الشريان الأورطي للأرانب
    1. امزج الأسبرين في ماء شرب الأرانب ، بدءا من 3 أيام قبل إصابة التعرية واستمر حتى نهاية التجربة (100 مجم من الأسبرين إلى 1 لتر من مياه الشرب). يتم تقديم الماء حسب الحرة.
    2. تخدير الأرانب ب 0.3 مجم / كجم ميديتوميدين و 20 مجم / كجم كيتامين تحت الجلد (SC). قم بإزالة الفراء من المنطقة الأربية ومنطقة الفخذ الداخلية للساق الخلفية اليمنى باستخدام مقصات الحلاقة وتعقيم الجلد بمطهر قائم على الإيثانول.
    3. تطبيق مضاد حيوي وقائي في الفترة المحيطة بالجراحة (125 ملغ سيفوروكسيم إس سي).
    4. ضع مخدرا موضعيا قبل شقوق الجلد مع 10 ملغم/مل ليدوكائين على طول منطقة الفخذ الداخلية على طول الأخدود، الذي يحمل الأوعية الدموية والأعصاب الرئيسية في منطقة الفخذ.
    5. قم بعمل شق في الجلد وتقدم بعناية من خلال الأنسجة تحت الجلد وعضلات الساق باستخدام مقص التشغيل ومقص التشريح.
    6. كشف الشريان الفخذي وفصله عن الأنسجة المحيطة والوريد والعصب.
    7. مرر خياطة جراحية غير قابلة للامتصاص 5-0 مرتين تحت الشريان في الشريان الفخذي القريب. ارفع الشريان بعناية باستخدام خط الخياطة (لا يتم عمل أي ربطة ، بل يتم تثبيت الخيط الجراحي بزوج من محركات الإبرة أو ملقط البعوض). يستخدم هذا الخط لإيقاف تدفق الدم مؤقتا إلى الشريان الفخذي.
    8. مرر خط خياطة غير قابل للامتصاص 5-0 مرتين تحت الجزء البعيد من الشريان الفخذي واربط رباط بإحكام لسد الشريان الفخذي البعيد (على سبيل المثال ، بعقدة ميلر).
    9. قم بعمل شق صغير أو بضع الشرايين بطول 1-2 مم في الشريان باستخدام مقص جراحي مجهري أو مشرط رفيع أثناء دعم الشريان وتثبيته في مكانه من الخطوط الجراحية القريبة والبعيدة بواسطة مساعد.
    10. أدخل قسطرة بالون استئصال الصمة Fogarty 3F في الشريان المتجه بالقرب من الشريان الحرقفي. قبل الإدخال ، قم بإعداد قسطرة استئصال الصمة عن طريق توصيلها بحقنة سعة 1 مل مملوءة ب 0.6 مل من الهواء (يمكن أيضا استخدام المحلول الملحي ، ولكن البالون المملوء بالهواء يكون أكثر امتثالا). يتم خفض الخط الجراحي القريب للسماح بمرور قسطرة استئصال الصمة.
      ملاحظة: يتم استخدام قسطرة استئصال صمة فوغارتي بدون تجويف سلك توجيه لهذا الإجراء.
    11. مرر قسطرة استئصال الصمة 30 سم في الشريان (كما هو موضح من خلال العلامات الموجودة على عمود القسطرة). انفخ بالمحقنة واسحب القسطرة المنتفخة حتى تصل على الأقل إلى التشعب الحرقفي ، وعند هذه النقطة يتم الشعور بالمقاومة على القسطرة.
    12. تفريغ قسطرة استئصال الصمة وإعادة إدخالها في الشريان الأورطي. كرر السحب للخلف ما مجموعه ثلاث مرات.
    13. بعد اكتمال التعرية ، اسحب قسطرة استئصال الصمة وأغلق الشريان الفخذي بخط الخياطة القريب. وبالتالي سيتم انسداد الشريان الفخذي بعد العملية. ومع ذلك ، نظرا للدوران الجانبي الجيد في الطرف الخلفي للأرنب ، نادرا ما تكون هناك أي مخاوف صحية تتعلق بنقص التروية.
    14. اربط العضلة التي تغطي الشريان الفخذي ب 4-0 خيوط قابلة للامتصاص ، والجلد بخياطة داخل الجلد بخط خياطة قابل للامتصاص 4-0.
    15. تتم مراقبة حتى تصبح مستيقظة ومتيقظة وتشرب أو تتغذى. تسهيل انتعاش الأرانب باستخدام غرفة ساخنة مع إمكانية الوصول إلى الماء والتبن.
    16. تطبيق الكاربروفين بعد العمليات الجراحية لمدة 1-3 أيام أو أكثر إذا لزم الأمر (2 ملغ/كغ، مرة واحدة يوميا) لعلاج التسكين.
  3. دعامة الشريان الأورطي للأرانب
    1. بدء كلوبيدوجريل في يوم الدعامات بجرعة تحميل 30 مجم واستمر بتناول 15 مجم يوميا حتى نهاية التجربة. يتم إطحن أقراص كلوبيدوجريل في ملاط، وتخلط في ماء الصنبور (5 مل من الماء لقرص كلوبيدوغريل واحد عيار 75 ملغ؛ جرعة التحميل 2 مل متبوعة ب 1 مل يوميا)، وتعطى عن طريق أنبوب المعدة.
      ملاحظة: لا يذوب Clopidogrel تماما في ماء الصنبور ؛ قم بعمل جرعة جديدة يوميا قبل علاج الأرانب. في هذه المرحلة ، تأكد من أن الأرانب تتناول الأسبرين يوميا بعد إصابة التعري.
    2. تخدير الأرانب ب 0.3 مجم / كجم ميديتوميدين و 20 مجم / كجم كيتامين SC.
    3. تطبيق مضاد حيوي وقائي في الفترة المحيطة بالجراحة (125 ملغ من سيفوروكسيم، إس سي).
    4. قم بإزالة الشعر من الجانب الأمامي من الرقبة باستخدام مقصات الحلاقة وتعقيم الجلد بمطهر يحتوي على الإيثانول.
    5. ضع الليدوكائين كمخدر موضعي على طول خط الوسط للرقبة (3-5 مل) وقم بعمل قطع طولي 4-5 سم عبر الجلد.
    6. افتح platysma عن طريق القطع بمقص التشريح طوليا. تخثر الشرايين الصغيرة النازفة عن طريق الضغط بالملاقط الجراحية أو التخثر باستخدام جهاز تخثر أحادي القطب أو ثنائي القطب.
    7. يتم تحديد أخدود طبيعي داخل عضلات الرقبة ، يمكن العثور بينهما على الشريان السباتي مع العصب المبهم (بين عضلات القص والقص الورمي) (الشكل 2 أ). قم بتشريح الشريان بعناية وفصله عن الأنسجة الأخرى. يفضل الشريان السباتي الأيمن لأنه يوفر خطا مباشرا للوصول إلى الشريان الأورطي الهابط.
    8. مرر خط خياطة غير قابل للامتصاص 5-0 مرتين تحت الجزء البعيد من الشريان السباتي وقم بربط الشريان بإحكام. أمسك الخط الجراحي لأعلى لرفع الجزء البعيد من الشريان السباتي.
    9. مرر خطا جراحيا غير قابل للامتصاص 5-0 مرتين تحت الجزء القريب من الشريان السباتي. بدون عمل رباط، استخدم الخط الجراحي القريب لرفع الشريان السباتي لمنع تدفق الدم مؤقتا إلى الشريان السباتي في منطقة العمليات.
    10. قم بعمل بضع شرايين صغير بحجم 1-2 مم في الشريان السباتي بين الخطوط الجراحية باستخدام مقص الجراحة المجهرية.
    11. أدخل غمد إدخال 5F أو 6F معد بالكامل في الاتجاه القريب.
      1. اغسل الغمد بالمحلول الملحي ، وأدخل الموسع في الغمد ، واشطفه قبل إدخال الغمد في الشريان. بالإضافة إلى ذلك ، لتسهيل تقدم الغمد ، أدخل سلك توجيه قصير من خلال الموسع لعمل طرف مدبب للغمد.
      2. بمجرد أن يكون طرف الغمد (أو بالأحرى الموسع) داخل الشريان السباتي ، قم بخفض الخط الجراحي القريب للسماح للغمد بالمرور إلى الشريان.
    12. تقدم الغمد 2-3 سم في الشريان السباتي.
    13. قم بإزالة السدادة والسلك من غمد التدخل.
    14. تأكد من وضع الغمد في الشريان عن طريق فتح صمام الغمد وإخراج كمية صغيرة (1-2 مل) من الدم من الغمد.
    15. اغسل الغمد بمحلول ملحي هيباريني (5000 وحدة دولية لكل 1000 مل ، 0.9٪ كلوريد الصوديوم) وخياطته لتثبيته في الستائر الجراحية أو جلد الأرنب. قم بإزالة الأرنب عن طريق إعطاء الهيبارين غير المجزأ من خلال الغمد (150 وحدة دولية / كجم).
    16. انقل إلى طاولة القسطرة إذا لم يتم إجراء الجراحة على طاولة مختبر القسطرة.
    17. قم بتقديم سلك توجيه تاجي رفيع (0.014 بوصة) عبر غمد الإدخال وقم بتوجيهه إلى الشريان الأورطي الهابط تحت التنظير الفلوري. قم بدفع قسطرة توجيه 5F فوق السلك التوجيهي.
      ملاحظة: يمكن استخدام قسطرة توجيه ذات انحناء إذا واجه المرء مشكلة في التنقل من الشريان السباتي إلى الشريان الأورطي الهابط.
    18. إذا تم استخدام قسطرة توجيه ذات طرف بزاوية للوصول إلى الشريان الأورطي الهابط، فقم بتغييرها لقسطرة توجيه مستقيمة فوق سلك التوجيه لتوصيل الدعامات أو قسطرة التصوير.
    19. الحصول على صورة تصوير الأوعية الدموية للشريان الأورطي البطني عن طريق الحقن على النقيض من ذلك من خلال القسطرة الإرشادية باستخدام عامل تباين قائم على اليود (250-350 ملغ/مل).
    20. حدد قسما مناسبا بين الشرايين القطنية في الشريان الأورطي تحت الكلوي لنشر الدعامات. انشر الدعامة بنسبة 1.1: 1 (الدعامة كبيرة الحجم قليلا على الشريان لمنع الدعامة من التحرك عند سحب قسطرة البالون) في الشريان الأورطي بمساعدة جهاز نفخ الهواء وفقا لتعليمات الشركة المصنعة للدعامة (جميع الدعامات المثبتة على قسطرة البالون سيكون لها مخطط تحجيم يتم تسليمه مع الدعامة). قم بتفريغ البالون واسحب قسطرة الدعامة (الشكل 2 ب).
    21. قم بإجراء تصوير الأوعية الدموية المتكرر باستخدام عامل التباين لتأكيد وضع الدعامة.
    22. قم بإزالة غمد الإدخال بعد الدعامات والتصوير. أغلق الشريان بخط الخياطة القريب في الشريان السباتي. سيؤدي ذلك إلى انسداد الشريان السباتي تماما.
    23. أغلق طبقات عضلات الرقبة (عادة طبقتان من الغرز) ب 4-0 خيوط قابلة للامتصاص والجلد بخيوط قابلة للامتصاص 4-0 في الجلد.
    24. مراقبة تعافي وإعطاء المسكنات كما هو موضح في عملية تعرية البالون (الخطوات 1.2.15-1.2.16).
  4. تصوير الشريان الأورطي للأرانب باستخدام IVUS
    1. احصل على وصول الأوعية الدموية ووضع قسطرة توجيه مستقيمة في الشريان الأورطي الهابط كما هو موضح لعملية الدعامات لشريان أورطي الأرانب.
      ملاحظة: يتم إجراء التصوير في وقت الدعامات عبر نفس الوصول إلى الأوعية الدموية. يمكن إنشاء نقطة زمنية ثانية للتصوير باستخدام الشريان السباتي الأيسر.
    2. قم بدفع قسطرة التصوير فوق سلك توجيه إلى الشريان الأورطي البعيد خارج الجزء الدعامات (أو حيث سيتم وضع الدعامة إذا تم إجراء تصوير ما قبل الدعامات).
    3. قم بإجراء تراجع إما يدويا أثناء تسجيل بيانات IVUS أو ابدأ التراجع التلقائي (انظر التعليمات الخاصة بنظام IVUS). أثناء التراجع، تتحرك وحدة التصوير فوق المنطقة المستهدفة تلقائيا إذا تم تمكينها بواسطة نظام التصوير أو يدويا عن طريق سحب قسطرة التصوير فوق منطقة الاهتمام (الدعامة) أثناء تسجيل بيانات التصوير.
    4. احفظ بيانات التصوير وقم بإزالة قسطرة التصوير وسلك التوجيه والقسطرة التوجيهية.
    5. قم بإزالة الغمد وأغلق الجرح الجراحي كما هو موضح لإجراء الدعامات (الخطوة 1.3).
    6. راقب تعافي كما هو موضح سابقا. يجب تطبيق المسكنات كما هو موضح سابقا (الخطوات 1.2.15-1.2.16).
  5. نضح الأنسجة وتثبيتها (نموذج الأرنب)
    1. التضحية بالحيوانات أثناء تخديرها تحت تخدير الكيتامين وميديتوميدين بحقن 20-30 مل في الوريد (IV) من كبريتات المغنيسيوم المشبعة (MgSO4).
    2. الترشيح بالمحلول الملحي ، أو في حالة جمع العينات فقط للأنسجة بخليط بارافورمالدهيد 1٪ ، باستخدام مضخة مخصصة.
    3. قم بنشر الشريان الأورطي للأرانب عن طريق إدخال نظام التروية عبر إبرة أو قنية مباشرة في الشريان الأورطي الهابط فوق مستوى الشريان الكلوي أو عن طريق إدخال الإبرة من خلال البطين الأيسر للقلب وفي الشريان الأورطي (الذي سينفخ بأكمله).
    4. ضع مشبوطا على الشريان الأورطي حيث يكون طرف الإبرة أو القنية لتثبيته في الشريان الأورطي أثناء إجراء التروية.
    5. Perfuse مع 1000 مل (من الشريان الأورطي الهابط) أو 1500 مل (من الشريان الأورطي الصاعد عبر البطين الأيسر) من المحلول الملحي أو 1٪ PFA.
    6. اجمع الجزء المغطى بالدعامات من الشريان الأورطي عن طريق تشريح الأنسجة المحيطة بعناية.
      ملاحظة: ضع في اعتبارك جمع الأجزاء القريبة والبعيدة من الشريان الأورطي من أجل الأنسجة. أيضا ، اجمع أي مناديل أمان ضرورية.
    7. ضع الأنسجة المجمعة المخصصة للتحليل النسيجي في 4٪ بارافورمالدهيد لمدة 4 ساعات في درجة حرارة الغرفة (RT) ، أو طوال الليل عند 4 درجات مئوية.
    8. لمزيد من التخزين ، قم بالنقل إلى 50٪ EtOH عند 4 درجات مئوية لمدة 24 ساعة ثم 70٪ EtOH عند 4 درجات مئوية حتى يتم تحضيره للأنسجة.

2. نموذج الشريان التاجي للخنزير

ملاحظة: قلب الخنزير يشبه قلب الإنسان تشريحيا وفسيولوجيا. الشرايين التاجية متشابهة أيضا - فهي تعمل بشكل نخابي وتشكل ثلاثة فروع تاجية رئيسية (الشريان التاجي الأيمن (RCA) والشريان التاجي الأيسر (LCA) ، والذي ينقسم أيضا إلى الشريان التاجي الصاعد الأيسر (LAD) والشريان المحيطي الأيسر (LCX)). فيما يلي نموذج مع الدعامات التي يتم إجراؤها على الشرايين التاجية للخنازير الأصلية والتصوير داخل الأوعية الدموية الذي يتم إجراؤه باستخدام OCT. يتم صيام الخنازير بين عشية وضحاها قبل التخدير.

  1. التخدير والوصول إلى الأوعية الدموية لدعامات الشريان التاجي للخنازير والتصوير
    1. قم بتهدئة بالأزابيرون (8 مجم / كجم في العضل (i.m.)) والأتروبين (0.05 مجم / كجم i.m.) ، وتحفيز التخدير واستمراره باستخدام البروبوفول الوريدي (15 مجم / كجم / ساعة) والفنتانيل (10 ميكروغرام / كجم / ساعة). قم بتنبيب واحتفظ بها على جهاز التنفس الصناعي طوال الإجراءات.
    2. يتم الحصول على الوصول إلى الأوعية الدموية عبر الشريان الفخذي الأيمن. حدد موقع الشريان الفخذي بمساعدة محول الطاقة بالموجات فوق الصوتية (يمكن تمييز الشريان عن الوريد عن طريق النبض الشرياني والضغط باستخدام محول الطاقة).
    3. تحت توجيه الموجات فوق الصوتية ، قم بإدخال إبرة تصوير الأوعية الدموية إلى الشريان الفخذي.
    4. بمجرد دخول الشريان ، سيأتي تدفق دم نابض قوي عبر الإبرة. أدخل سلكا توجيهيا في الشريان وقم بإزالة الإبرة.
    5. قم بتقديم مقدمة مجمعة ومشطفة بحجم مناسب (عادة 5F أو 6F) في الشريان فوق السلك.
      ملاحظة: احرص على إبقاء السلك مرئيا في جميع الأوقات ، حتى لا يضيع في الشريان.
    6. قم بإزالة الموسع والسلك من غلاف التدخل.
    7. اغسل الغمد بمحلول ملحي هيباريني (5 وحدة دولية / مل).
    8. يجب تطبيق 1 ملغم/كغ من الأينوكسابارين الوريدي بمجرد الانتهاء من الوصول إلى الأوعية الدموية.
    9. يجب إعطاء مضاد حيوي وقائي لكل إجراء جراحي (500 مجم من سيفوروكسيم).
  2. تصوير الأوعية الدموية للشريان التاجي للخنازير والدعامات
    1. يجب البدء بتناول الأدوية المضادة للتخثر في يوم الدعامات بجرعة تحميل قدرها 300 ملغ من الأسبرين لكل نظام التشغيل (PO) وجرعة تحميل 600 ملغ من عقار كلوبيدوجريل الفمو. استمر في تناول الأسبرين (100 مجم يوميا) وكلوبيدوجريل (75 مجم يوميا) حتى نهاية التجربة.
    2. تقدم سلكا توجيهيا ذو رأس J تحت التنظير الفلوري إلى الشريان الأورطي الصاعد.
    3. تقدم قسطرة توجيه بزاوية مناسبة فوق سلك J وإشراك الشرايين التاجية اليمنى واليسرى (عادة AR1 للشريان التاجي الأيمن و AR2 للشريان التاجي الأيسر).
      ملاحظة: يتم توصيل قسطرة التوجيه بمحول Y ومشعب بخط لعامل التباين على الأقل لتقليل مخاطر دخول الهواء إلى نظام التصوير.
    4. إجراء تصوير الأوعية التاجية عن طريق حقن عامل تباين في الشريان التاجي.
      ملاحظة: يجب إجراء التصوير من زاويتين مختلفتين على الأقل لكل شريان تاجي. أيضا ، قم بإدارة النترات داخل الشريان التاجي قبل التصوير (50-300 ميكرولتر).
    5. مرر سلك توجيه الشريان التاجي (0.014 بوصة) في الجزء التاجي المناسب. ضع الدعامة في RCA و LCX أو الشريان الهامشي المنفرج المنشأ من LCX.
      ملاحظة: غالبا ما يكون LAD مدببا في الشكل ، ويمكن بسهولة ترك الدعامة إما مفرطة في توسيع الجزء البعيد أو غير موسعة عند الحافة القريبة. يجب إجراء دراسة متأنية للشرايين التاجية المستخدمة. استخدم برنامج تحليل التضيق الخاص بوحدة الأشعة السينية أو التصوير داخل الأوعية الدموية للمساعدة في اختيار جزء شرياني جيد ومطابقة حجم الدعامة.
    6. قم بدفع الدعامة فوق سلك التوجيه وانشرها باستخدام جهاز نفخ وفقا لتعليمات الشركة المصنعة إلى نسبة 1.1: 1 إلى الشريان ، مما يؤدي إلى زيادة حجم الدعامة قليلا مقارنة بالقطر المرجعي للشريان.
    7. إجراء تصوير الأوعية الدموية المتكرر والتصوير داخل الأوعية الدموية إذا كان ذلك مناسبا.
    8. قم بإزالة معدات القسطرة.
    9. قم بإزالة غمد الإدخال والضغط على موقع البزل إما يدويا أو بمساعدة جهاز ضغط الفخذ.
      ملاحظة: لا تعمل أجهزة إغلاق الأوعية الدموية بشكل عام بشكل جيد في الخنازير بسبب الاختلافات في تشريح الساق الخلفية للخنزير مقارنة بالإنسان والحجم الصغير نسبيا للشريان الفخذي.
  3. تصوير OCT للشرايين التاجية
    1. إجراء تصوير OCT قبل وبعد نشر الدعامة وأثناء المتابعة. لبدء التصوير الموثق للعضل الوظيفي ، احصل على وصول الأوعية الدموية ، وإشراك الشريان التاجي المستهدف بقسطرة توجيهية ، وتقدم سلك توجيه الشريان التاجي بعيدا في الشريان المستهدف.
    2. قم بتوصيل قسطرة التصوير OCT بقاعدة نظام التصوير.
      ملاحظة: اتبع تعليمات نظام التصوير لأنها تختلف بين الشركات المصنعة وكذلك بين الأجيال المختلفة من قسطرة التصوير.
    3. قم بإنشاء مريض جديد للتسجيل باستخدام رمز الهوية المفضل.
    4. اغسل تجويف قسطرة التصوير بعامل تباين.
      ملاحظة: يمكن إجراء التصوير باستخدام التنظيف الملحي ، ولكنه قد يتطلب تغيير إعدادات الصورة للنظام للحصول على نتائج دقيقة.
    5. أدخل نظام القسطرة الأحادية لقسطرة التصوير فوق سلك التوجيه وقم بتحريك علامات تصوير القسطرة إلى موقع التصوير المطلوب.
      ملاحظة: تأكد دائما من أن سلك التوجيه يتقدم بعيدا بما فيه الكفاية في الشريان. لا تدع القسطرة (التصوير ، البالون ، الدعامة) تمر خارج طرف سلك التوجيه.
    6. أداء التصوير. قم بتضمين الدعامة بأكملها بالإضافة إلى الأوعية المرجعية البعيدة والقريبة في التراجع.
      1. اغسل تجويف قسطرة التصوير بعامل تباين.
      2. ابدأ تسلسل التراجع التلقائي.
      3. اغسل الشريان التاجي ببلعة كبيرة من عامل التباين من خلال قسطرة التوجيه (250-350 ملغ/مل).
  4. نضح الأنسجة وتثبيتها (نموذج الخنزير)
    1. تحت التخدير ، يتم التضحية بالخنزير بجرعة 50-100 مل من كلوريد البوتاسيوم المشبع (KCl).
    2. الترشيح بالمحلول الملحي ، أو في حالة جمع العينات فقط للأنسجة بخليط بارافورمالدهيد 1٪ ، باستخدام مضخة مخصصة.
    3. قم بتفريخ قلب الخنزير بالكامل عن طريق وضع قنية أو إبرة متصلة بمضخة التروية بشكل غير محكم في الشريان الأورطي الصاعد.
    4. ضع مشبك خارج الشريان الأورطي لإغلاق الشريان الأورطي حول الإبرة / القنية.
      ملاحظة: تأكد من أن شرفات الصمام الأبهري مفتوحة للسماح لسائل التروية بالتدفق إلى الشرايين التاجية.
    5. يفتشر مع 750-1000 مل من سائل التروية المختار.
    6. اجمع الأجزاء ذات الدعامات من الشريان التاجي عن طريق تشريح الأنسجة المحيطة بعناية.
      ملاحظة: ضع في اعتبارك جمع الأجزاء القريبة والبعيدة من الشريان التاجي من أجل الأنسجة. بالإضافة إلى ذلك ، اجمع أي مناديل أمان ضرورية.
    7. ضع الأنسجة المجمعة المخصصة للتحليل النسيجي في 4٪ بارافورمالدهيد لمدة 4 ساعات في RT ، أو بين عشية وضحاها عند 4 درجات مئوية.
    8. لمزيد من التخزين ، قم بالنقل إلى 50٪ EtOH عند 4 درجات مئوية لمدة 24 ساعة ثم 70٪ EtOH عند 4 درجات مئوية حتى يتم تحضيره للأنسجة.

3. علم الأنسجة الدعامة

ملاحظة: تتطلب أنسجة الدعامة من الدعامات المعدنية غير القابلة للتحلل استخدام نظام تضمين بلاستيكي وتقسيم العينات باستخدام ميكروتوم متخصص. نظام التضمين متاح تجاريا ، ولكن للسماح بعلم الأنسجة المناعية القائم على الأجسام المضادة ، يجب إجراء بعض التعديلات على البروتوكول. بروتوكول التضمين هو نفسه لجميع العينات بغض النظر عن النموذج الحيواني المستخدم. استخدم نظام تضمين البلاستيك لعملية التضمين. العمل داخل غطاء لجميع إجراءات التضمين والنسيجة.

  1. تجفيف العينات من محلول EtOH إلى الزيلين.
  2. اتبع بروتوكول نظام التضمين ، باستثناء استخدام الحل الأساسي غير المستقر بدءا من خطوة التسلل المسبق الثانية.
    ملاحظة: يتم زعزعة استقرار المحلول الأساسي عن طريق التصريف من خلال أكسيد الأمونيوم.
  3. امزج سوائل البلمرة في برطمانات العينات البلاستيكية مع الأجزاء ذات الدعامات.
    ملاحظة: يمكن تثبيت الشرايين ذات الدعامات في موضعها عن طريق إدخال إبرة صغيرة من خلال الجزء الخارجي من الحاوية.
  4. ضع الفراغ على العينات لمدة 10-15 دقيقة واتركه لبلمرة عند 4 درجات مئوية لمدة 48 ساعة على الأقل.
  5. انشر حواف الكتلة البلاستيكية (خاصة إذا كنت تستخدم قالبا أسطوانيا) لإنشاء أسطح مستقيمة. سيسمح ذلك بالتعلق الآمن بالميكروتوم.
  6. قطع مع ميكروتوم مخصص إلى أقسام 5-7 ميكرومتر.
  7. اترك الأقسام المقطوعة حديثا في 50٪ EtOH لمدة 5-10 دقائق.
  8. اجمع الأقسام من EtOH على شرائح الفحص المجهري القياسية (قسمان أو ثلاثة أقسام لكل شريحة).
  9. غطيها بقطرتين أو ثلاث قطرات من محلول Haupt وغطيها بغشاء بلاستيكي. ضع طبقة من الورق فوق الفيلم البلاستيكي وضع شريحة زجاجية فارغة فوق الورق.
  10. اضغط على الشريحة لمدة 24 ساعة على الأقل عند 42 درجة مئوية عن طريق وضع الشرائح في منضدة صغيرة على سطح الطاولة أثناء تغطيتها بطبقات من الورق.
  11. قم بتخزين الشرائح في RT.
  12. قبل التلوين النسيجي ، قم بإزالة الراتنج القائم على البلاستيك عن طريق احتضان الشرائح في ميثيل ميثاكريلات لمدة 24-48 ساعة.
  13. واضح في الزيلين (2 × 10 دقائق من الحضانة) قبل الإجراء النسيجي أو المناعي القياسي7،8.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يجب تأكيد التوسع الناجح للدعامة من خلال تصوير الأوعية الدموية ومن الناحية المثالية من خلال التصوير داخل الأوعية الدموية (الشكل 3أ ، ب). يسمح نموذج الشريان التاجي للخنزير بجلسات تصوير متعددة ، ويمكن استخدام OCT لإنشاء بيانات متابعة بالتصوير المتكرر. يمكن بسهولة تقييم ISR وتوسيع الدعامة وكسور الدعامة المحتملة من تصوير الأوعية الدموية والتصوير المقطعي البصري. ينتج التصوير داخل الأوعية الدموية أيضا بيانات على طول الدعامة بأكملها ، على عكس علم الأنسجة ، والذي يمكن إجراؤه عادة من ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

في حين أن الجيل الحالي من دعامات الشريان التاجي المملوءة بالأدوية قد أثبت مزاياها ، يتم تطوير أجهزة جديدة لتناسب احتياجات المرضى والمتخصصين في الرعاية الصحية بشكل أفضل. واجهت الجولة الأولى من السقالات التاجية القابلة للتحلل البيولوجي بالكامل العديد من التحديات ، مما يؤكد أهمية اختبار أجهزة جديدة في نماذج ذات صلةبيولوجيا 9. توفر النماذج المعروضة هنا خيارين لإجراء أبحاث الدعامات. يجب تطبيق نموذج الشريان التاجي وهو مطلوب بشكل عام لأجهزة الشريان التاجي الجديدة داخل ال...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

لم يكشف المؤلفان عن أي إفصاح.

شكر وتقدير

يقر المؤلفون بمساعدة الخبراء من Heikki Karhunen و Minna Törrönen و Riikka Venäläinen من المركز الوطني لحيوانات المختبر في جامعة شرق فنلندا. تم دعم هذه الدراسة من قبل منحة الأكاديمية الفنلندية الرئيسية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
إبرة ثقب الأوعيةكورديس12-004943
الأسبرين كارديو 100 مجمباير
كوليسترولسيجما ألدريتشC8667
بلافيكسسانوفيكلوبيدوجريل
دعامة الشريان التاجي (معدن مكشوف ، مغطى بالمخدرات ، قابل للتحلل)يجب اختيار الدعامة وفقا لخطة الدراسة. طول الدعامة 18-25 مم وقطرها 2.5-3.5 مم
دوميتورأوريونميديتوميد
اليعسوب أوبتس قسطرةأبوتC408646استخدم قسطرة متوافقة مع نظام التصوير
المتاح إينوكسابارينسانوفيكليكسان
إيثانولسيجما ألدريتش32221-M
فنتانيلبيوكودكس
سلك التوجيه ،كورديس507114
قسطرة توجيه670-110-00
قسطرة توجيهية AR2Cordis670-112-00
قسطرة توجيه مستقيمةCordis55626090
منفخ للدعامة تضخم بالون الدعامة والانكماش
غمد 5FCordis504605P
مقدمة غمد 6FCordis504606X
KetalarPfizerKetamine
مجموعة الجراحة المجهريةMediqFBL-SETS & T ، مجموعة المختبر الأساسية على سبيل المثال
ParaformaldehydeVWRVWRRC28794.295تحضير 1٪ و 4٪ من المحاليل
PropofolB. Braun
SutureOneMedJOH8685H5-0 ، خياطة OneMed غير القابلة للامتصاص
OneMedJOHFH1642H4-0 قابلة للامتصاص
Technovit 9100Kulzer
Ultrasound مع خطي محول الطاقةغرفة فراغ فيليبس
SP Bel-ArtF42043-0000
عامل تباين الأشعة السينيةIomeron
XyleneSigma-Aldrich534056
الدموية سلك توجيه التاجي ، 502717 Cordis قسطرة توجيهية AR1 Cordis Indeflator Medtronic AC3200 مقدمة

المراجع

  1. Townsend, N., et al. Cardiovascular disease in Europe: Epidemiological update 2016. European Heart Journal. 37 (42), 3232-3245 (2016).
  2. Sanchis-Gomar, F., Perez-Quilis, C., Leischik, R., Lucia, A. Epidemiology of coronary heart disease and acute coronary syndrome. Annals of Translational Medicine. 4 (13), 256(2016).
  3. Garg, S., Serruys, P. W. Coronary stents: Current status. Journal of the American College of Cardiology. 56 (10), 1-42 (2010).
  4. Hytönen, J., Taavitsainen, J., Tarvainen, S., Ylä-Herttuala, S. Biodegradable coronary scaffolds: their future and clinical and technological challenges. Cardiovascular Research. 114 (8), 1063-1072 (2018).
  5. Hytönen, J., et al. Activation of peroxisome proliferator-activated receptor-δ as novel therapeutic strategy to prevent in-stent restenosis and stent thrombosis. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (8), 1534-1548 (2016).
  6. Asano, T., et al. Serial optical coherence tomography at baseline, 7 days, and 1, 3, 6 and 12 months after bioresorbable scaffold implantation in a growing porcine model. Circulation Journal. 83 (3), 556-566 (2019).
  7. Hytönen, J. P., et al. Local adventitial anti-angiogenic gene therapy reduces growth of vasa-vasorum and in-stent restenosis in WHHL rabbits. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 121, 145-154 (2018).
  8. Ribichini, F., et al. Effects of oral prednisone after stenting in a rabbit model of established atherosclerosis. Journal of the American College of Cardiology. 50 (2), 176-185 (2007).
  9. Taavitsainen, J., et al. Evaluation of biodegradable stent graft coatings in pig and rabbit models. Journal of Vascular Research. 57 (2), 65-75 (2020).
  10. Azzi, N., Shatila, W. Update on coronary artery bioresorbable vascular scaffolds in percutaneous coronary revascularization. Reviews in Cardiovascular Medicine. 22 (1), 137-145 (2021).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

رأب الوعاء بالبالونمرض الشريان التاجيالتصوير داخل الأوعيةنسيج الدعامةنموذج الأرانب لتصلب الشراييننموذج الخنزير للشريان التاجيالوقاية من تضيق الشرايين المتكررالدعامات المفرزة للدواء

تم نشر هذه المقالة

الفيديو قريباً

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.