يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

فحص Gravitaxis على نطاق واسع من يرقات Caenorhabditis Dauer

2.1K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/64062

⸱

مايو 31, 2022

 ,  ,  , 
1Molecular Cellular and Developmental Biology, University of California

في هذه المقالة

ملخص

يحدد هذا البروتوكول طرق إجراء فحص محور الجاذبية على نطاق واسع باستخدام يرقات Caenorhabditis dauer. يسمح هذا البروتوكول بالكشف بشكل أفضل عن سلوك محور الجاذبية مقارنة بالفحص القائم على اللوحة.

الملخص

الإحساس بالجاذبية هو عملية مهمة وغير مدروسة نسبيا. استشعار الجاذبية يمكن الحيوانات من التنقل في محيطها ويسهل الحركة. بالإضافة إلى ذلك ، يرتبط الإحساس بالجاذبية ، الذي يحدث في الأذن الداخلية للثدييات ، ارتباطا وثيقا بالسمع - وبالتالي ، فإن فهم هذه العملية له آثار على الأبحاث السمعية والدهليزية. توجد اختبارات Gravitaxis لبعض الكائنات الحية النموذجية ، بما في ذلك ذبابة الفاكهة. تم فحص الديدان المفردة سابقا لتفضيل اتجاهها أثناء استقرارها في المحلول. ومع ذلك ، لم يتم وصف فحص موثوق وقوي لمحور الجاذبية Caenorhabditis . يحدد هذا البروتوكول إجراء لإجراء مقايسات محور الجاذبية التي يمكن استخدامها لاختبار المئات من كاورات Caenorhabditis في وقت واحد. يسمح هذا الفحص الواسع النطاق لمسافات طويلة بجمع بيانات مفصلة ، والكشف عن الأنماط الظاهرية التي قد يتم تفويتها في الفحص القياسي القائم على اللوحة. تتم مقارنة حركة داور على طول المحور الرأسي مع عناصر التحكم الأفقية لضمان أن التحيز الاتجاهي يرجع إلى الجاذبية. يمكن بعد ذلك مقارنة تفضيل الجاذبية بين السلالات أو الظروف التجريبية. يمكن لهذه الطريقة تحديد المتطلبات الجزيئية والخلوية والبيئية لمحور الجاذبية في الديدان.

المقدمة

يعد استشعار جاذبية الأرض أمرا بالغ الأهمية لتوجيه العديد من الكائنات الحية وحركتها وتنسيقها وتوازنها. ومع ذلك ، فإن الآليات الجزيئية والدوائر العصبية للإحساس بالجاذبية غير مفهومة بشكل جيد مقارنة بالحواس الأخرى. في الحيوانات ، يتفاعل الإحساس بالجاذبية مع المحفزات الأخرى ويمكن التغلب عليها للتأثير على السلوك. يمكن دمج الإشارات البصرية وردود الفعل الحسية والمعلومات الدهليزية لتوليد شعور بالوعي بالجسم بالنسبة إلى محيط الحيوان 1,2. على العكس من ذلك ، يمكن تغيير تفضيل الجاذبية في وجود محفزات أخرى 3,4,5. لذلك ، يعد السلوك الثقالي مثاليا لدراسة الإحساس بالجاذبية وفهم التكامل الحسي المعقد للجهاز العصبي واتخاذ القرارات.

C. elegans هو كائن حي نموذجي مفيد بشكل خاص لدراسة محور الجاذبية بسبب دورة حياته متعددة الفينات. عند التعرض للضغوطات أثناء التطور ، بما في ذلك الحرارة أو الاكتظاظ أو نقص الطعام ، تتطور يرقات C. elegans إلى dauers ، وهي مقاومة للإجهاد للغاية6. تؤدي الديدان سلوكيات مميزة ، مثل النيكتيشن ، حيث "تقف" الديدان على ذيولها وتلوح برؤوسها ، والتي قد تسهل الانتشار إلى موائل أفضل7. تشير فحوصات Gravitaxis ل C. elegans و C. japonica إلى أن يرقات dauer تجاذب بشكل سلبي ، وأن هذا السلوك يتم ملاحظته بسهولة أكبر في dauers منه في البالغين 8,9. قد يكشف اختبار محور الجاذبية في سلالات التهاب Caenorhabditis الأخرى عن تباين طبيعي في السلوك الثقالي.

تم تمييز آليات الإحساس بالجاذبية في Euglena و Drosophila و Ciona وأنواع أخرى مختلفة باستخدام مقايسات الجاذبية3،10،11. وفي الوقت نفسه ، قدمت دراسات محور الجاذبية في Caenorhabditis في البداية نتائج مختلطة. وجدت دراسة للتفضيل التوجيهي C. elegans أن الديدان تتجه مع رؤوسها لأسفل في المحلول ، مما يشير إلى تفضيل إيجابي للجاذبية12. وفي الوقت نفسه ، على الرغم من أن C. japonica dauers تم تحديده في وقت مبكر على أنه سلبيالجاذبية 8 ، إلا أن هذا السلوك لم يتم وصفه إلا مؤخرا في C. elegans9. تنشأ العديد من التحديات في تطوير اختبار محور الجاذبية التمثيلي في الديدان. يتم الحفاظ على سلالات Caenorhabditis على لوحات أجار. لهذا السبب ، تستخدم الفحوصات السلوكية عادة لوحات أجار كجزء من تصميمها التجريبي13،14،15. تم إجراء أول فحص لمحور الجاذبية المبلغ عنه في Caenorhabditis عن طريق وضع لوحة على جانبها بزاوية 90 درجة إلى لوحة التحكم الأفقية8. ومع ذلك ، فإن سلوك محور الجاذبية ليس دائما قويا في ظل هذه الظروف. في حين يمكن فحص الديدان البالغة للتفضيل التوجيهي في الحل12 ، قد يكون هذا التفضيل الاتجاهي معتمدا أيضا على السياق ، مما يؤدي إلى سلوكيات مختلفة إذا كانت الديدان تزحف بدلا من السباحة. بالإضافة إلى ذلك ، فإن C. elegans حساسة للمحفزات الأخرى ، بما في ذلك الضوء والمجالات الكهرومغناطيسية 16,17 ، والتي تتداخل مع استجاباتها للجاذبية9. لذلك ، فإن فحص محور الجاذبية المحدث الذي يحمي من المتغيرات البيئية الأخرى مهم لتشريح آليات هذه العملية الحسية.

في هذا البروتوكول ، يتم وصف فحص لمراقبة Caenorhabditis gravitaxis. يعتمد الإعداد لهذه الدراسة جزئيا على طريقة تم تطويرها لدراسة السلامة العصبية العضلية18,19. يتم استزراع يرقات داور وعزلها باستخدام الإجراءات القياسية20. ثم يتم حقنها في غرف مصنوعة من ماصتين مصليتين سعة 5 مل مملوءتين بالأجار. يمكن توجيه هذه الغرف عموديا أو أفقيا ووضعها داخل قفص فاراداي مظلم لمدة 12-24 ساعة للحماية من الضوء والمجالات الكهرومغناطيسية. يتم تسجيل موقع كل دودة في الغرف ومقارنتها بسيارات الأجرة الرأسية لسلالة مرجعية مثل C. elegans N2.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

السلالات المستخدمة في هذه الدراسة هي C. elegans (N2) و C. briggsae (AF16) (انظر جدول المواد). تم استخدام مجموعة مختلطة من الجنسين من dauers لكل فحص.

1. إعداد الغرفة

  1. العمل في غطاء الدخان. قم بإعداد مساحة العمل باستخدام موقد بنسن و 1-2 شفرات حلاقة وكماشة وملاقط وسطح قطع بلاستيكي (انظر جدول المواد).
  2. لكل غرفة ، اجمع ماصتين مصليتين بسعة 5 مل. قم بإزالة قابس القطن من ماصة واحدة باستخدام ملاقط. امسك شفرة حلاقة فوق موقد بنسن حتى يسخن باستخدام كماشة. استخدم الشفرة المسخنة لتقطيع الطرف المدبب للماصة الثانية بحيث يكون للماصة بأكملها قطر موحد (الشكل 1A).
  3. العمل بسرعة ، وجلب اثنين من نهايات ماصة معدلة قريبة من اللهب ، وإذابتها قليلا. انضم إلى هذه النهايات عن طريق الضغط عليها بقوة معا ، مما يضمن استمرار جدران كلا الماصتين. إذا كانت هناك أي فجوات مرئية بعد الانضمام ، فقم بتقسيمها وكرر هذه الخطوة (الشكل 1A ، B).

2. ملء الغرف مع أجار

  1. تحضير NGM مع 4٪ أجار وفقا لإجراءات الدودة القياسية21. في حين أن الأجار لا يزال منصهرا ، املأ كل غرفة عن طريق توصيلها بماصة مصلية ووضع المحلول ببطء. ختم الطرف مع فيلم البارافين قبل إزالة الغرفة من ماصة. ضع الغرفة مسطحة (بالتوازي مع سطح الطاولة) لتبرد.
    ملاحظة: يساعد تغطية القارورة بلف التشبث (انظر جدول المواد) بعد التعقيم على منع تكوين الفقاعات في المحلول18.
    1. لتقليل أي اختلافات في اتساق الأجار بسبب التبريد غير المتساوي ، أمسك الماصة (انظر جدول المواد) بالتوازي مع سطح الطاولة أثناء إعداد الأجار. ضع الغرف بشكل مسطح على سطح الطاولة واسمح للأجار بالتصلب قبل التحرك.
      ملاحظة: يمكن تخصيص النسبة المئوية للأجار ومحتوى الوسائط وفقا للتجربة. 4٪ أجار أكثر صلابة من تركيز 2٪ تقريبا المستخدم في صب الألواح ويمنع الديدان من الاختباء عبر الوسط الموجود في أيدينا. ومع ذلك ، لاحظ مجربون آخرون سلوك الحفر من قبل الديدان البالغة في ما يصل إلى 9٪ من أجار18,19.
  2. بمجرد تبريده، قم بتسخين مفتاح سداسي عشري 3 مم (أو أداة معدنية أخرى من نفس الحجم، انظر جدول المواد) فوق موقد بنسن. اضغط عليه بقوة في جدار كل غرفة حوالي 5 مم إلى جانب واحد من خط الوسط ، مما يخلق فتحة صغيرة في البلاستيك (الشكل 1C). استخدم شفرة ساخنة لإزالة القطن والأطراف المدببة للغرفة وختم هذه النهايات بفيلم البارافين.
    ملاحظة: بمجرد إعدادها ، يجب استخدام كل غرفة في غضون 1 يوم أو الاحتفاظ بها عند 4 درجات مئوية لعدة أيام. قم بتغطية أي فتحات مكشوفة بفيلم بارافين لمنع الأجار من الجفاف.

3. عزل يرقات داور

  1. قبل 10-15 يوما من التجربة ، قم بتقطيع كل سلالة على 2-3 ألواح NGM كبيرة مع بكتيريا OP50 ولفها بفيلم البارافين. بعد 10-15 يوما ، يجب تجويع كل صفيحة بالكامل مع وجود الآلاف من يرقة داوير الموجودة على الأجار والجدران والأغطية.
    ملاحظة: اصنع الأطباق في وقت مبكر باستخدام وصفة OP50 سميكة لتحقيق أقصى قدر من الازدحام (انظر جدول المواد). يمكن أيضا تحفيز تكوين داور من خلال طرق أخرى ، بما في ذلك إضافة الفيرومونات أو عن طريق النمو في درجات حرارة أعلى22.
  2. جمع الديدان عن طريق شطف الأغطية والألواح باستخدام المخزن المؤقت M9 وسحب المحلول إلى أنابيب طرد مركزي 15 مل. تدور بسرعة 1600 × جم لمدة 30-60 ثانية في درجة حرارة الغرفة وتستنشق معظم المخزن المؤقت M9 باستخدام ماصة أو شفاط فراغ.
  3. عزل الداورات عن طريق المعالجة بنسبة 1٪ SDS متبوعة بتدرج تعويم السكروز بنسبة 30٪ بعد التقريرالمنشور سابقا 20.
    1. أضف محلول SDS سعة 7 مل 1٪ إلى كل حبيبة دودة. اترك الديدان في SDS لمدة 30 دقيقة ؛ قم بتدوير الأنابيب باستمرار خلال هذا الوقت للسماح بالتهوية. شطف 3-5x مع M9 لإزالة المنظفات.
    2. بعد ذلك ، أضف 5 مل M9 متبوعا ب 5 مل من محلول السكروز البارد المصفى بنسبة 60٪. اخلطي جيدا، ثم ارفعي جهاز الطرد المركزي بسرعة 1600 × جم لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة لإنشاء تدرج فصل.
  4. املأ أنابيب الطرد المركزي الجديدة سعة 15 مل ب 2 مل من المخزن المؤقت M9. سحق نهايات ماصات باستور الزجاجية لتوسيع التجويف واستخدام هذه الماصات لنقل الطبقة العليا من المحلول (التي تحتوي على dauers معزولة) من تدرج السكروز إلى الأنابيب الجديدة. شطف dauers 3-5x مع M9.
    ملاحظة: سيكون هناك الآلاف من dauers المعزولة في الحل في هذه المرحلة. يمكن استخدامها على الفور أو الاحتفاظ بها تهوية عن طريق الدوران في 5-7 مل M9 بين عشية وضحاها.

4. إضافة dauers إلى الغرفة

  1. أجهزة الطرد المركزي عند 1600 × g لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة وتستنشق معظم محلول M9 باستخدام ماصة أو شفاط فراغ. لتقدير كثافة الدودة ، قم بحساب عدد الديدان يدويا في ثلاث قطرات منفصلة سعة 1 ميكرولتر تحت مجهر تشريح. استخدم متوسط هذه الأعداد لتقريب عدد الديدان لكل ميكرولتر.
    ملاحظة: قد لا تتمكن بعض الماصات صغيرة الحجم من الوصول إلى قاع أنبوب طرد مركزي سعة 15 مل؛ في هذه الحالة ، يمكن نقل قطرة مركزة من الديدان أولا إلى قطعة من فيلم البارافين.
  2. اقطع نهاية طرف ماصة 10 أو 20 أو 200 ميكرولتر لتوسيع التجويف. اضبط الماصة الدقيقة على حجم أكبر قليلا من حجم الطموح المقصود. استنشق ما يقرب من 1-2 ميكرولتر من محلول الدودة المركزة (من الناحية المثالية بين 100-300 ديدان) واسمح لكمية صغيرة من الهواء بدخول الطرف.
    ملاحظة: قد تزيد الأعداد الكبيرة من الديدان (1000+) في غرفة واحدة من نطاق المسافات المقطوعة بسبب الاكتظاظ9.
  3. ادفع طرف الماصة برفق إلى الآجار مع تثبيط الماصة الدقيقة. سيؤدي ذلك إلى إنشاء موقع حقن في الأجار دون انسداد الطرف. الافراج عن الديدان في أجار. استخدم فيلم البارافين لإغلاق الفتحة.

5. تشغيل وتسجيل الفحص

ملاحظة: يمكن اختبار Gravitaxis في ظل ظروف مختلفة قد تؤثر على السلوك9.

  1. للقضاء على أكبر عدد ممكن من المتغيرات ، ضع الغرف داخل قفص فاراداي مظلم (انظر جدول المواد) في درجة حرارة الغرفة.
  2. قم بتسمية كل غرفة وتعليقها عموديا داخل قفص فاراداي (قم بذلك باستخدام شريط وضع العلامات). اختبر الضوابط الأفقية في وقت واحد عن طريق وضع بعض الغرف مسطحة داخل نفس الظروف البيئية. اختبر السلالات التجريبية ضد ديدان N2 الموجهة رأسيا كعنصر تحكم إيجابي. استخدم الغرف الموجهة أفقيا التي تحتوي على Dauers N2 كعنصر تحكم سلبي إضافي.
    ملاحظة: يجب إجراء الفحوصات الأفقية والرأسية في نفس الإعداد داخل المختبر لتقليل التباين البيئي بين الشرطين. يمكن استخدام حاضنة كبيرة لإيواء كل من أقفاص فاراداي .
  3. تبدأ Dauers في التفرق من موقع البداية بعد بضع ساعات وتستغرق عدة ساعات للوصول إلى طرفي الغرفة. اترك الغرف دون إزعاج خلال هذا الوقت وسجل في غضون 12-24 ساعة بعد الحقن.
    ملاحظة: لا تستخدم مشلولا (مثل أزيد الصوديوم) لشل حركة الديدان التي وصلت إلى نهايات الغرف. نظرا لأن التوزيع الكلي للديدان يتم قياسه بدلا من مؤشر التفضيل (كما هو الحال في فحص الاختيار من اثنين) ، فإن أزيد الصوديوم غير ضروري وقد يغير النتائج.
  4. قم بإزالة وتسجيل غرف محور الجاذبية واحدة تلو الأخرى. ابحث عن الداورز الحية تحت مجهر تشريح وحدد مواقعها بالحبر (الشكل 1C ، D). لا تسجل الديدان في حدود 2.5 سم على جانبي موقع الحقن ، حيث من غير المحتمل أن تظهر هذه الديدان تفضيلا اتجاهيا.
    1. أيضا ، تجنب تسجيل الديدان التي تبدو ميتة أو محاصرة في السائل. تخلص من أي غرف تحتوي على >50٪ من الديدان الميتة أو السباحة.
      ملاحظة: بمجرد إزالة الغرفة من منطقة الاختبار ، يجب تسجيلها على الفور للتأكد من دقتها. يجب أن تكون الداورز مرئية فقط بين سطح الأجار وجدار الماصة. إذا لوحظ سلوك الحفر ، ففكر في زيادة تركيز الأجار في الفحوصات المستقبلية.
  5. لتحديد النتائج ، استخدم علامة لتقسيم كل نصف من الغرفة إلى سبعة أقسام 3.5 سم تبدأ من 2.5 سم بعيدا عن موقع الحقن (في بعض الماصات ، 3.5 سم = 1 مل حجم). استخدم عداد إحصاء يدوي (انظر جدول المواد) لإحصاء عدد الديدان التي لوحظت في كل قسم.
    ملاحظة: يجب أن يكون هناك سبعة أقسام على كل جانب من جوانب الأصل ، والتي يمكن ترقيمها من -7 (أسفل) إلى +7 (أعلى). ويجب أن تتوافق هذه الأرقام مع نفس المواقع النسبية استنادا إلى كيفية بناء الغرف؛ يتم رسم agar من نهاية -7 إلى نهاية +7 في الخطوة 2.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

مقارنة محور الجاذبية عبر الأنواع
باتباع الإجراء الموضح أعلاه ، يمكن مقارنة محور الجاذبية C. briggsae dauer مع محور الجاذبية C. elegans والضوابط الأفقية. يميل التوزيع الرأسي (المارون) ل C. briggsae dauers نحو قمم الغرف ، مع وصول نسبة كبيرة من الديدان إلى +7 (الشكل 2A). على النقيض من الضوابط الأفقية (أكوا) ، حيث يتم توزيع الداورز في منحنى على شكل جرس تقريبا حول مركز الغرف ، يشير هذا الاتجاه إلى سلوك الجاذبية السلبي. يمكن مقارنة هذه البيانات مع محو...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

مقارنة مع الطرق السابقة
على عكس التاكسي الكيميائي ، لا يمكن ملاحظة محور الجاذبية في Caenorhabditis بشكل موثوق باستخدام تصميم تجريبي تقليدي للوحة أجار. يبلغ قطر طبق بتري القياسي 150 مم ، مما يؤدي إلى توفر 75 مم فقط في أي من الاتجاهين ل dauers لإظهار تفضيل محور الجاذبية. على الرغم من أنه يمكن فحص التفضيل التوجيهي ل C. elegans في الحل12 ، إلا أن هذه الطريقة منخفضة الإنتاجية حيث يجب تحليل الديدان واحدة تلو الأخرى. بالإضافة إلى ذلك ، قد تختلف تفضيلات وسلوكيات الجاذ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ويعلن صاحبا البلاغ عدم وجود مصالح متنافسة.

شكر وتقدير

تم دعم هذا البحث من خلال منح بحثية من المعاهد الوطنية للصحة إلى JHR (#R01 5R01HD081266 و #R01GM141493). تم توفير بعض السلالات من قبل CGC ، الذي يموله مكتب المعاهد الوطنية للصحة لبرامج البنية التحتية البحثية (P40 OD010440). نود أن نعرب عن تقديرنا لبراديب جوشي (UCSB) على مدخلاته التحريرية. استشارة إحصائية مقدمة من مختبر بيانات UCSB.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
دوديسيل الصوديوم 1٪من المخزون 10٪ (وزن / حجم) SDS في ماء DI
15 مل أنابيب الطرد المركزيFalcon14-959-53A
3 مم مفتاحاستخدام أدوات معدنية أخرى ذات حجم
مماثل 4٪ أجار في وسط النمو الطبيعي (NGM) - 1 لترقبل التعقيم: 3 جم كلوريد الصوديوم ، 40 جم أجار ، 2.5 جم بيبتون ، 2 جم سكر العنب ، 10 مل يوراسيل (2 مجم / مل) ، 500 مو ؛ ل الكوليسترول (10 مجم / مل) ، 1 مل CaCl2 ، 962 مل ماء DI ؛ بعد التعقيم: 24.5 مل عازلة الفوسفات ، 1 مل 1 مجم SO4 (1 م) ، 1 مل ستربتومايسين (200 مجم / مل)
5 مل ماصات مصليةفيشربراندS68228Cالبوليسترين ، وليس زجاج البورسليكات
60٪ محلول60٪ سكروز (وزن / حجم) في ماء DI ؛ التعقيم بالترشيح (0.45 & mu; مرشح م). يحفظ عند 4 درجات ؛ C
AF16 C. briggsae< / em> أو سلالةمتوفرة من CGC (مركز علم الوراثة Caenorhabdit)
موقد
ملتصق التفاففيشربراند22-305654
أجهزة
السريرية شفرات الحلاقة التي يمكن التخلص منهاFisherbrand12-640
قفصباستخدام الورق المقوى ورقائق الألومنيوم ؛ 30 "طول × 6" عرض × 26 بوصة ارتفاع أو أكبر
علامات الحبرSharpie أو علامة تجارية أخرى لوضع العلامات على شريط
الملصقاتCarolina215620
M9 Buffer22 mM KH2< / sub>PO4< / sub> ، 42 ملي مولار Na2< / sub>HPO4< / sub> ، 86 ملي مولار NaCl
N2 C. ايليجانس< / إم> سلالةمتوفرة من CGC (مركز علم الوراثة Caenorhabdit)لوحات
NGM مع OP501.7٪ (وزن / حجم) أجار في NGM (انظر الوصف: 4٪ أجار في NGM). البذور مع OP50
فيلم البارافينBemis13-374-10
لوح
كماشة
خلاط عمودي دوارBTLab SYSTEMSBT913مع شريط أنبوب 22 × 15 مل
ماصة مصليةكورنينج357469
مجهر ستيريوLaxcoS2103LS100
عداد الحسابULINEH-7350
وسائط لوحة NGM / أجار سميكة - 1 لترانظر 4٪ أجار في وصفة NGM ؛ استبدل 40 جم أجار ب 20 جم
ملاقط
محلول كبريتات سداسي يمكن السكروز البارد تجريبية أخرى بنسنالطرد المركزييمكن إنشاء فاراداي البلاستيكي تقطيع بلاستيكي أجار

المراجع

  1. Peterka, R. J. Sensory integration for human balance control. Handbook of Clinical Neurology. 159, 27-42 (2018).
  2. Lacquaniti, F., et al. Multisensory Integration and Internal Models for Sensing Gravity Effects in Primates. BioMed Research International. 2014, 61584(2014).
  3. Bostwick, M., et al. Antagonistic inhibitory circuits integrate visual and gravitactic behaviors. Current Biology. 30 (4), 600-609 (2020).
  4. Ntefidou, M., Richter, P., Streb, C., Lebert, M., Hader, D. -P. High light exposure leads to a sign change in gravitaxis of the flagellate Euglena gracilis. Journal of Gravitational Physiology. 9 (1), 277-278 (2002).
  5. Fedele, G., Green, E. W., Rosato, E., Kyriacou, C. P. An electromagnetic field disrupts negative geotaxis in Drosophila via a CRY-dependent pathway. Nature Communications. 5, 4391(2014).
  6. Frézal, L., Félix, M. -A. C. elegans outside the Petri dish. eLife. 4, 05849(2015).
  7. Lee, H., et al. a dispersal behavior of the nematode Caenorhabditis elegans, is regulated by IL2 neurons. Nature Neuroscience. 15 (1), 107-112 (2012).
  8. Okumura, E., Tanaka, R., Yoshiga, T. Negative gravitactic behavior of Caenorhabditis japonica dauer larvae. The Journal of Experimental Biology. 216, 1470-1474 (2013).
  9. Ackley, C., et al. Parallel mechanosensory systems are required for negative gravitaxis in C. elegans. bioRxiv. , (2022).
  10. Häder, D. -P., Hemmersbach, R. Gravitaxis in Euglena. Euglena: Biochemistry, Cell and Molecular Biology. Schwartzbach, S. D., Shigeoka, S. , Springer International Publishing. 237-266 (2017).
  11. Sun, Y., et al. TRPA channels distinguish gravity sensing from hearing in Johnston's organ. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (32), 13606-13611 (2009).
  12. Chen, W. -L., Ko, H., Chuang, H. -S., Raizen, D. M., Bau, H. H. Caenorhabditis elegans exhibits positive gravitaxis. BMC Biology. 19 (1), 186(2021).
  13. Ward, S. Chemotaxis by the nematode Caenorhabditis elegans: Identification of attractants and analysis of the response by use of mutants. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 70 (3), 817-821 (1973).
  14. Bargmann, C. I., Hartwieg, E., Horvitz, H. R. Odorant-selective genes and neurons mediate olfaction in C. elegans. Cell. 74 (3), 515-527 (1993).
  15. Margie, O., Palmer, C., Chin-Sang, I. C. elegans chemotaxis assay. Journal of Visualized Experiments. (74), e50069(2013).
  16. Ward, A., Liu, J., Feng, Z., Xu, X. Z. S. Light-sensitive neurons and channels mediate phototaxis in C. elegans. Nature Neuroscience. 11 (8), 916-922 (2008).
  17. Vidal-Gadea, A., et al. Magnetosensitive neurons mediate geomagnetic orientation in Caenorhabditis elegans. eLife. 4, 07493(2015).
  18. Bainbridge, C., Schuler, A., Vidal-Gadea, A. G. Method for the assessment of neuromuscular integrity and burrowing choice in vermiform animals. Journal of Neuroscience Methods. 264, 40-46 (2016).
  19. Beron, C., et al. The burrowing behavior of the nematode Caenorhabditis elegans: a new assay for the study of neuromuscular disorders. Genes, Brain and Behavior. 14 (4), 357-368 (2015).
  20. Ow, M. C., Hall, S. E. A Method for obtaining large populations of synchronized Caenorhabditis elegans dauer larvae. Methods in Molecular Biology. , 209-219 (2015).
  21. Chaudhuri, J., Parihar, M., Pires-daSilva, A. An introduction to worm lab: from culturing worms to mutagenesis. Journal of Visualized Experiments. (47), e2293(2011).
  22. Karp, X. Working with dauer larvae. WormBook. , 1-19 (2018).
  23. Dinno, A. Nonparametric pairwise multiple comparisons in independent groups using Dunn's test. The Stata Journal. 15 (1), 292-300 (2015).
  24. Gray, J. M., et al. Oxygen sensation and social feeding mediated by a C. elegans guanylate cyclase homologue. Nature. 430 (6997), 317-322 (2004).
  25. Goodman, M. B., Sengupta, P. How Caenorhabditis elegans senses mechanical stress, temperature, and other physical stimuli. Genetics. 212 (1), 25-51 (2019).
  26. Iliff, A. J., Xu, X. Z. S. C. elegans: a sensible model for sensory biology. Journal of Neurogenetics. 34 (3-4), 347-350 (2020).
  27. Russell, J., Vidal-Gadea, A. G., Makay, A., Lanam, C., Pierce-Shimomura, J. T. Humidity sensation requires both mechanosensory and thermosensory pathways in Caenorhabditis elegans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (22), 8269-8274 (2014).
  28. Iliff, A. J., et al. The nematode C. elegans senses airborne sound. Neuron. 109 (22), 3633-3646 (2021).
  29. Metaxakis, A., Petratou, D., Tavernarakis, N. Multimodal sensory processing in Caenorhabditis elegans. Open Biology. 8 (6), 180049(2018).
  30. Wicks, S., Rankin, C. Integration of mechanosensory stimuli in Caenorhabditis elegans. The Journal of Neuroscience. 15, 3 Pt 2 2434-2444 (1995).
  31. Chen, X., Chalfie, M. Modulation of C. elegans touch sensitivity is integrated at multiple levels. The Journal of Neuroscience. 34 (19), 6522-6536 (2014).
  32. Stockand, J. D., Eaton, B. A. Stimulus discrimination by the polymodal sensory neuron. Commun. Integrative Biology. 6 (2), 23469(2013).
  33. Mackowetzky, K., Yoon, K. H., Mackowetzky, E. J., Waskiewicz, A. J. Development and evolution of the vestibular apparatuses of the inner ear. Journal of Anatomy. 239 (4), 801-828 (2021).
  34. Eppsteiner, R. W., Smith, R. J. H. Genetic disorders of the vestibular system. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 19 (5), 397-402 (2011).
  35. Roman-Naranjo, P., Gallego-Martinez, A., Lopez Escamez, J. A. Genetics of vestibular syndromes. Current Opinion in Neurology. 31 (1), 105-110 (2018).
  36. Mei, C., et al. Genetics and the individualized therapy of vestibular disorders. Frontiers in Neurology. 12, 633207(2021).
  37. Weghorst, F. P., Cramer, K. S. The evolution of hearing and balance. eLife. 8, 44567(2019).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

الربداء الأنيقة (Caenorhabditis elegans)الإحساس بالجاذبيةسلوك الديدانتدرج السكروزمجهر تشريحيالانتحاء الجاذبي السلبيقفص فارادايالمتطلبات الجينية
فحص Gravitaxis على نطاق واسع من يرقات Caenorhabditis Dauer
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.