يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

الخنزير المصغر: نموذج حيواني كبير لأبحاث زراعة قوقعة الأذن

4.1K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/64174

⸱

يوليو 28, 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1College of Otolaryngology Head and Neck Surgery, Chinese PLA General Hospital, 2National Clinical Research Center for Otolaryngologic Diseases, 3Key Lab of Hearing Science, Ministry of Education, 4Beijing Key Lab of Hearing Impairment for Prevention and Treatment

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

الخنازير المصغرة (الخنازير الصغيرة) هي نموذج حيواني كبير مثالي للبحث في غرسات القوقعة الصناعية. يمكن استخدام جراحة زراعة قوقعة الأذن في الخنازير الصغيرة لتقديم دليل أولي على السلامة والأداء المحتمل لمصفوفات الأقطاب الكهربائية الجديدة والأساليب الجراحية في نظام حي مشابه للبشر.

الملخص

غرسات القوقعة الصناعية (CI) هي الطريقة الأكثر فعالية لعلاج الأشخاص الذين يعانون من فقدان السمع الحسي العصبي الشديد إلى الشديد. على الرغم من استخدام CIs في جميع أنحاء العالم ، لا يوجد نموذج قياسي للتحقيق في الفيزيولوجيا الكهربية وعلم أمراض الأنسجة في المرضى أو النماذج الحيوانية مع CI أو لتقييم نماذج جديدة من صفائف الأقطاب الكهربائية. قد يوفر نموذج حيواني كبير بخصائص قوقعة مماثلة لتلك الموجودة في البشر منصة بحث وتقييم للمصفوفات المتقدمة والمعدلة قبل استخدامها في البشر.

تحقيقا لهذه الغاية ، أنشأنا طرق CI القياسية مع خنازير باما الصغيرة ، التي يشبه تشريح أذنها الداخلية إلى حد كبير تشريح البشر. تم زرع المصفوفات المصممة للاستخدام البشري في قوقعة الخنازير الصغيرة من خلال غشاء نافذة مستديرة ، واتبع نهج جراحي مشابه لذلك المستخدم لمتلقي CI البشريين. تبع إدخال المصفوفة قياسات جهد الفعل المركب المثار (ECAP) لتقييم وظيفة العصب السمعي. تصف هذه الدراسة تحضير الحيوان ، والخطوات الجراحية ، وإدخال المصفوفة ، والقياسات الكهربية أثناء العملية.

أشارت النتائج إلى أن نفس CI المستخدم للبشر يمكن زرعه بسهولة في الخنازير الصغيرة من خلال نهج جراحي موحد وأسفر عن نتائج فسيولوجية كهربية مماثلة كما تم قياسها في متلقي CI البشريين. يمكن أن تكون الخنازير الصغيرة نموذجا حيوانيا قيما لتقديم دليل أولي على السلامة والأداء المحتمل لمصفوفات الأقطاب الكهربائية الجديدة والأساليب الجراحية قبل تطبيقها على البشر.

المقدمة

وفقا لمنظمة الصحة العالمية (WHO) ، فإن أكثر من مليار شخص معرضون لخطر فقدان السمع على مستوى العالم ، وتشير التقديرات إلى أنه بحلول عام 2050 ، سيعاني واحد من كل أربعة أشخاص من فقدان السمع1. على مدى العقود الماضية 2 ، كانت CIs التدخل الأكثر فعالية للأشخاص الذين يعانون من فقدان السمع الحسي العصبي الشديد والعميق الدائم (SNHL). يحول CI الإشارات الفيزيائية للصوت إلى إشارات كهربائية حيوية تحفز الخلايا العصبية العقدية الحلزونية (SGNs) ، متجاوزة خلايا الشعر. بمرور الوقت ، تم توسيع مؤشرات CI بحيث تشمل الآن الأشخاص الذين يعانون من السمع المتبقي ، وفقدان السمع من جانب واحد ، وكبار السن أو الشباب2،3،4. وفي الوقت نفسه ، تم تطوير CIs القابلة للزرع بالكامل والمصفوفات المتقدمة5. ومع ذلك ، لا يوجد نموذج حيواني كبير مجد اقتصاديا للتحقيق في الفيزيولوجيا الكهربية وعلم أمراض الأنسجة في الأذن الداخلية باستخدام CI. هذا النقص في نموذج حيواني كبير يحد من الأبحاث التي تسعى إلى تحسين CIs واكتساب نظرة ثاقبة حول التأثير الكهربي ل CIs على الأذن الداخلية.

تم تطبيق العديد من نماذج القوارض في أبحاث CI ، مثل الفأر6 ، الجربيل7 ، الجرذ8 ، وخنزير غينيا9. ومع ذلك ، فإن خصائص التشكل والاستجابات الكهربية تختلف عن تلك الموجودة في البشر. تختلف هياكل القوقعة للنماذج الحيوانية المستخدمة تقليديا في دراسات CI ، مثل القطط وخنازير غينيا والحيوانات الأخرى ، اختلافا كبيرا عن تلك الموجودة في هياكل القوقعة البشرية10. على الرغم من إجراء إدخال المصفوفة على القطط11 والأرانب12 ، بسبب قوقعة الأذن الأصغر ، فقد تم ذلك باستخدام صفائف لم يتم تصميمها للاستخدام في البشر. كما تم استكشاف العديد من النماذج الحيوانية الكبيرة ل CI. الحملان مناسبة تماما كنموذج تدريبي لزراعة قوقعة الأذن الرضحية، لكن الحجم الأصغر للقوقعة يجعل إدخال المصفوفة الكاملة مستحيلا13. قد تكون الرئيسيات هي أنسب الحيوانات لأبحاث CI بسبب تشابهها التشريحي مع البشر14,15; ومع ذلك ، يتأخر النضج الجنسي للقرود (4-5 سنوات) ، وفترة الحمل تصل إلى حوالي 165 يوما ، وعادة ما تنتج كل أنثى ذرية واحدة فقط في السنة16. هذه الأسباب ، والتكلفة الباهظة ، تعيق التطبيق المكثف للقرود في أبحاث CI.

في المقابل ، تصل الخنازير إلى مرحلة النضج الجنسي في عمر 5-8 أشهر ولها فترة حمل تبلغ ~ 114 يوما ، مما يجعل الخنازير أكثر سهولة في الوصول إلى أبحاث CI كنموذج حيواني كبير16. نشأت خنازير باما الصغيرة (الخنازير الصغيرة) من نوع صغير الحجم من الخنازير في الصين في عام 1985 ، والتي تم فهم خلفيتها الوراثية جيدا. تتميز بصغر حجمها المتأصل ، والنضج الجنسي المبكر ، والتكاثر السريع ، وسهولة الإدارة17. الخنزير الصغير هو نموذج مثالي لطب الأذن والسمع بسبب تشابهه مع البشر في التشكل والفيزيولوجيا الكهربية18. يبلغ طول طبلة سكالا لخنزير باما الصغير 38.58 ملم ، وهو قريب من طول 36 ملم في البشر10. تحتوي قوقعة الخنزير الصغيرة على 3.5 دورة ، وهو ما يشبه 2.5-3 المنعطفات التي شوهدت في البشر10. بالإضافة إلى التشكل ، فإن الفيزيولوجيا الكهربية للخنازير الصغيرة باما تشبه إلى حد كبير تلك الخاصة بالبشر18. لذلك ، في الدراسة الحالية ، أدخلنا صفائف مصممة للاستخدام البشري في قوقعة الخنازير الصغيرة عبر غشاء النافذة المستديرة واتبعنا نهجا جراحيا مشابها لتلك المستخدمة في متلقي CI البشريين. تم تطبيق قياسات ECAP أثناء العملية لتقييم الإجراء. يمكن استخدام العملية التي وصفناها هنا لكل من الأبحاث الانتقالية قبل السريرية المرتبطة ب CIs وكمنصة لتدريب المقيمين.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم إجراء جميع الإجراءات والعمليات الجراحية على الحيوانات وفقا لإرشادات لجنة الأخلاقيات في مستشفى PLA العام وتمت الموافقة عليها.

1. التخدير والتحضير الجراحي

  1. حقن الخنزير (ذكر ، 2 أشهر من العمر ، 5 كجم) عضليا مع البلطي والزولازيبام بجرعة 10-15 مجم / كجم وتنبيبه بأنبوب القصبة الهوائية الفرنسي 5.5. حافظ على التخدير عن طريق التنفس بمساعدة جهاز التنفس الصناعي مع استنشاق الأيزوفلوران. راقب تشبع الأكسجين (>90٪) والتنفس (15-20 / دقيقة) ومعدل ضربات القلب (60-120 نبضة / دقيقة) باستخدام مشبك قياس التأكسج النبضي لجهاز تخطيط القلب ، المتصل بلسان الخنزير.
  2. ضع الخنزير الصغير في وضع جانبي أيسر (عندما يتم زرع الجانب الأيمن) على وسادة تسخين منظمة حراريا لمنع انخفاض حرارة الجسم. تأكد من تخدير الخنزير بشكل كاف باستخدام محفزات مختلفة. تأكد من عدم وجود جميع الاستجابات (على سبيل المثال ، منعكس قرصة إصبع القدم). ضع مرهم المسيل للدموع الاصطناعي على عيون الخنزير الصغير لمنع القرنية من الجفاف. أبق العينين مغلقتين باستخدام رقعة طبية.
  3. حلق المنطقة الجراحية حول شحمة الأذن ، مع الحفاظ على قطرها 10 سم (الشكل 1) وتطهيرها بثلاث مسحات متناوبة من اليود والكحول في حركة دائرية من المركز نحو الخارج. تغطية المنطقة الجراحية بستائر جراحية معقمة.
  4. قم بتغطية المجهر بغلاف بلاستيكي معقم وقم بإزالة الأجزاء التي تغطي العدسات والهدف.

2. الإجراء الجراحي

  1. حدد موقع الإسقاط السطحي للقوقعة 1 سم خلف التلم الأذني الخلفي على مستوى شحمة الأذن. قم بعمل شق خلفي يبلغ طوله حوالي 5 سم مع موقع الإسقاط كمركز باستخدام مشرط #15. قسم الأنسجة تحت الجلد والغدة النكفية والعضلة القصية الترقوية الخشائية بمقص دقيق لكشف سطح عظم الخشاء (الشكل 2 أ). استخدم الكي ثنائي القطب عند الضرورة لتقليل النزيف.
  2. استئصال الخشاء القشري
    1. حفر الخشاء عند الإسقاط السطحي للقوقعة على عظم الخشاء (الشكل 2B) إلى القناة السمعية الخارجية (EAC) ، وهي كثيفة وزرقاء شاحبة (الشكل 2C). احرص على عدم إتلاف الجزء الرأسي الشاحب أو المحمر من العصب الوجهي الظهري إلى EAC لتجنب النزيف (الشكل 2C).
      ملاحظة: في حالة تلف العصب الوجهي ، يعد الكي ثنائي القطب خيارا جيدا لوقف النزيف.
  3. كشف طبلة الأذن عن طريق حفر العظم المحيط ب EAC العظمي الخلفي (الشكل 2D). افصل جلد EAC والعصب الوجهي بإبرة تحت الجلد لتجنب إتلاف العصب الوجهي. ادفع جلد EAC بعناية بعيدا لفضح طبلة الأذن (بما في ذلك السلسلة العظمية) ومكانة النافذة المستديرة (الشكل 3 أ).
  4. فضح غشاء النافذة المستديرة. قم بإزالة محراب النافذة المستديرة باستخدام نتوء ماسي صغير ، وحافظ على الري بالشفط المستمر لكشف الدوران القاعدي للقوقعة وغشاء النافذة المستديرة (الشكل 3 ب).
  5. إصلاح حزمة جهاز الاستقبال. افصل العضلة الجدارية القحفية لتشكيل جيب كبير بما يكفي لجهاز الاستقبال. ضع حزمة جهاز الاستقبال الداخلي في الجيب العضلي وقم بإصلاحها بخياطة تثبيت.
  6. أدخل صفيف الأقطاب الكهربائية ، المتصل بجهاز استقبال مثبت في جيب عضلي ، عن طريق فتح غشاء النافذة المستديرة بسكين جراحي مجهري حاد وإدخال المصفوفة باستخدام ملقط دقيق ببطء وثبات ومستمر فيما يتعلق ب modiolus من القوقعة (الشكل 3C). خياطة شق الجراحية مع خياطة قابلة للامتصاص 2-0.
  7. قياسات ECAP
    ملاحظة: يتكون الإعداد من جهاز كمبيوتر مزود ببرنامج MAESTRO متصل بغرسة القوقعة الصناعية (CI) للمريض من خلال جهاز التحفيز (واجهة برمجة MAX) وملف CI.
    1. قم بتوصيل ملف CI مغناطيسيا بجهاز استقبال CI عبر الجلد. تأكد من سلامة CI وتحقق من مقاومة القطب لجميع القنوات قبل قياسات ECAP باستخدام وظيفة القياس عن بعد الخاصة ب CI ، والتي يتم إجراؤها بواسطة MAESTRO Software تلقائيا (الشكل 4 أ ، ب).
    2. إجراء قياسات ECAP كما هو موضح سابقا19. حدد وحدة ECAP ، واختر جميع الأقطاب الكهربائية ال 12 للتحفيز ، وانتظر حتى تكتمل اختبارات ECAP للأقطاب الكهربائية. راجع جدول المواد الخاص بالبرنامج وجهاز التحفيز المستخدم لقياس استجابات ECAP. تحفيز جميع الأقطاب الكهربائية ال 12 لقياسات ECAP باستخدام محفزات ثنائية الطور لمدة طور 30 ميكرو ثانية ، مع نموذج قطبية متناوبة ، بمتوسط أكثر من 25 تكرارا ، ومعدل تحفيز يبلغ 45.1 نبضة / ثانية.

3. رعاية ما بعد الجراحة

  1. استمر في مراقبة الخنزير الصغير لتجنب الضرر بسبب الحركة اللاواعية حتى يستعيد وعيه الكافي للحفاظ على راقد القص. ضع الخنزير الصغير على وسادة التدفئة المنظمة حراريا لمنع انخفاض حرارة الجسم.
  2. ضع الخنزير الصغير مرة أخرى في قفص منزله وحده.
  3. حقن المضادات الحيوية لمنع العدوى بعد العملية الجراحية لمدة 7 أيام.
  4. افحص الخنزير الصغير بحثا عن أعراض الإصابة الدهليزية مثل الرأرأة أو الدوران أو التدحرج.

4. الأشعة المقطعية بعد العملية الجراحية

  1. يتم تطبيق الحقن العضلي 3٪ بنتوباربيتال الصوديوم 1 مل/كغ، و0.1 مل/كغ من السلفورافان إلى الخنزير الصغير للحث على التخدير. استخدم لوحة تسخين 37 درجة مئوية لإبقائها دافئة. بعد 3 أو 5 دقائق ، يمكن إجراء فحص بالأشعة المقطعية.
  2. لتأكيد الموضع الصحيح لمجموعة القطب ، قم بتخدير الخنزير الصغير باستخدام tiletamine و zolazepam بعد 1 أسبوع من العملية. قم بإجراء الفحص بالأشعة المقطعية وإعادة البناء ثلاثي الأبعاد20 باستخدام منصة حوسبة الصور ثلاثية الأبعاد (انظر جدول المواد). استيراد بيانات DICOM من CT وإجراء وحدة تقديم الحجم لتحقيق صور 3D من CI.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تم تأكيد سلامة (الشكل 4 أ) والمعاوقات (الشكل 4 ب) ل CI بواسطة MAESTRO Software. أظهرت نتائج ECAP أن جميع الأقطاب الكهربائية ال 12 أظهرت استجابات عصبية جيدة (الشكل 4C) ، مما يعني أن مجموعة الأقطاب الكهربائية كانت متصلة جيدا بمحور القوقعة وحفزت العصب السمعي. يوضح الشكل 5 ملفات القطب الكهربائي المعاد بناؤها بعد العملية الجراحية ثلاثية الأبعاد في القوقعة اليمنى. لم يتم طي المصفوفة أو خلعها. تم لف مجموعة الأ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يعاني حوالي 15٪ من سكان العالم من درجة ما من فقدان السمع ، وأكثر من 5٪ يعانون من ضعف السمعالمعطل 21. توفير CI هو العلاج الأكثر كفاءة لكل من المرضى البالغين والأطفال الذين يعانون من فقدان السمع الحسي العصبي الشديد والعميق. كأول محفز ناجح للأعصاب القحفية القابلة للزرع ، على مدى العقود الماضية 2 ، قدمت CIs لآلاف الأشخاص الذين يعانون من فقدان السمع الفرصة للعودة إلى عالم الصوت و (إعادة) الاندماج في المجتمع السائد. على الرغم من أن CIs الآن مختلفة تماما عن مظهرها الأصلي ووظيفتها ، إلا أن أبحاث CI لا تزا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون أنه ليس لديهم تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

تم تمويل هذه الدراسة بمنح من المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم 81970890) ومشروع حوافز أداء مؤسسة تشونغتشينغ للبحث العلمي (رقم 19540). نشكر أناندان داناسينغ وزهي شو من شركة MED-EL على دعمهما.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0.5 مم لدغ
1 مم لدغ
الماس 5 مم لدغ
2-0 خياطة الحرير
3D قطاعة منصةالصور 3D إعادة بناء صورة التصوير المقطعي المحوسب
للكحول
كي ثنائي القطب
الكهربائي ثنائي القطبوقف النزيف
CI المصمم للاستخدام البشري (CONCERTO FLEX28)MED-EL& nbsp ؛ كونشيرتو F28
ملقط الضمادات جهاز
تخطيط القلب مراقب
صبغة اليود
Isoflurane3.6 مل / ساعة
منظار
MAESTRO SoftwareMED-ELقياس استجابات ECAP
ملقطصغير
ملعقة
ملقط
إبرة
مسبار
جهاز
الأدوات الجراحية للأنف والأذن والجراحة  
آلة
التنفسي مشرط بشفرة رقم 15
تحفيز ماكينة
مقص
(واجهة برمجة MAX)MED-ELقياس استجابات ECAP
مجهر الجراحةلايكا
جهاز الطاقة الجراحية للحفر
الجراحي
تيليتامين وزولازيبان10-15 مجم / كجم
ملقط
قنية
الماسالماس حوسبة التخثير الحنجرةصغيرةالبعوضحامل إبرةشفط الضغط السلبيالتخدير جهاز حلاقةالأنسجة القصبة الهوائية

المراجع

  1. World Health Organization. World report on hearing. World Health Organization. , Geneva, Switzerland. Available from: https://www.who.int/publications/i/item/world-report-on-hearing (2021).
  2. Lee, S. Y., et al. Natural course of residual hearing preservation with a slim, modiolar cochlear implant electrode array. American Journal of Otolaryngology. 43 (2), 103382(2022).
  3. Lorens, A., et al. Binaural advantages in using a cochlear implant for adults with profound unilateral hearing loss. Acta Oto-Laryngologica. 139 (2), 153-161 (2019).
  4. Lally, J. W., Adams, J. K., Wilkerson, B. J. The use of cochlear implantation in the elderly. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 27 (5), 387-391 (2019).
  5. Rhodes, R. M., Tsai Do, B. S. Future of implantable auditory devices. Otolaryngologic Clinics of North America. 52 (2), 363-378 (2019).
  6. Colesa, D. J., et al. Development of a chronically-implanted mouse model for studies of cochlear health and implant function. Hearing Research. 404, 108216(2021).
  7. Toulemonde, P., et al. Evaluation of the efficacy of dexamethasone-eluting electrode array on the post-implant cochlear fibrotic reaction by three-dimensional immunofluorescence analysis in Mongolian gerbil cochlea. Journal of Clinic Medicine. 10 (15), 3315(2021).
  8. King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants. Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).
  9. Chen, M., Min, S., Zhang, C., Hu, X., Li, S. Using extracochlear multichannel electrical stimulation to relieve tinnitus and reverse tinnitus-related auditory-somatosensory plasticity in the cochlear nucleus. Neuromodulation. , (2021).
  10. Yi, H., et al. Miniature pigs: A large animal model of cochlear implantation. American Journal of Translational Research. 8 (12), 5494-5502 (2016).
  11. Vollmer, M., Beitel, R. E., Schreiner, C. E., Leake, P. A. Passive stimulation and behavioral training differentially transform temporal processing in the inferior colliculus and primary auditory cortex. Journal of Neurophysiology. 117 (1), 47-64 (2017).
  12. Sunwoo, W., Delgutte, B., Chung, Y. Chronic bilateral cochlear implant stimulation partially restores neural binaural sensitivity in neonatally-deaf rabbits. The Journal of Neuroscience. 41 (16), 3651-3664 (2021).
  13. Mantokoudis, G., et al. Lamb temporal bone as a surgical training model of round window cochlear implant electrode insertion. Otology & Neurotology. 37 (1), 52-56 (2016).
  14. de Abajo, J., et al. Effects of implantation and reimplantation of cochlear implant electrodes in an in vivo animal experimental model (Macaca fascicularis). Ear and Hearing. 38 (1), 57-68 (2017).
  15. Johnson, L. A., Della Santina, C. C., Wang, X. Temporal bone characterization and cochlear implant feasibility in the common marmoset (Callithrix jacchus). Hearing Research. 290 (1-2), 37-44 (2012).
  16. Yin, P., Li, S., Li, X. J., Yang, W. New pathogenic insights from large animal models of neurodegenerative diseases. Protein & Cell. , (2022).
  17. Yu, S. M., Wang, C. W., Zhao, D. M., Zhang, Q. C., Pei, D. Z. Raising and pathogen purification of Chinese experimental mini-pig. Laboratory Animal Science and Administration. 20, 44-46 (2003).
  18. Guo, W., et al. The morphology and electrophysiology of the cochlea of the miniature pig. The Anatomical Record. 298 (3), 494-500 (2015).
  19. Christov, F., et al. Electric compound action potentials (ECAPs) and impedances in an open and closed operative site during cochlear implantation. Cochlear Implants International. 20 (1), 23-30 (2019).
  20. Zhong, L. L., et al. Inner ear structure of miniature pigs measured by multi-planar reconstruction techniques. American Journal of Translational Research. 10 (3), 709-717 (2018).
  21. The Lancet. Hearing loss: An important global health concern. The Lancet. 387 (10036), 2351(2016).
  22. Guo, R., et al. Cochlear implant-based electric-acoustic stimulation modulates neural stem cell-derived neural regeneration. Journal of Materials Chemistry B. 9 (37), 7793-7804 (2021).
  23. Gabrielpillai, J., Geissler, C., Stock, B., Stöver, T., Diensthuber, M. Growth hormone promotes neurite growth of spiral ganglion neurons. Neuroreport. 29 (8), 637-642 (2018).
  24. Li, H., et al. Guided growth of auditory neurons: Bioactive particles towards gapless neural - electrode interface. Biomaterials. 122, 1-9 (2017).
  25. Wille, I., et al. Development of neuronal guidance fibers for stimulating electrodes: Basic construction and delivery of a growth factor. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 10, 776890(2022).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

نموذج الخنزير القزمزرع القوقعةغرسات القوقعةإدخال مصفوفة الأقطاب الكهربائيةجهد الفعل المركب المستحثوظيفة العصب السمعيغشاء النافذة المستديرةإعادة البناء ثلاثية الأبعادالنهج الجراحي
الخنزير المصغر: نموذج حيواني كبير لأبحاث زراعة قوقعة الأذن
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.