نموذج جراحي للفأر لإنشاء إصابة نقص تروية الرئة اليسرى (IR) مع الحفاظ على التهوية وتجنب نقص الأكسجة.
يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية
مقالة منهجية
نموذج فأر للتنبيب الرغامي وجراحة نقص تروية الرئة المهواة
* These authors contributed equally
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
غالبا ما تنتج إصابة نقص التروية (IR) عن عمليات تنطوي على فترة عابرة من تدفق الدم المتقطع. في الرئة ، تسمح الأشعة تحت الحمراء المعزولة بالدراسة التجريبية لهذه العملية المحددة مع استمرار التهوية السنخية ، وبالتالي تجنب العمليات الضارة المركبة لنقص الأكسجة وانخماص الرئة. في السياق السريري ، تحدث إصابة نقص تروية الرئة (المعروفة أيضا باسم IRI الرئوية أو LIRI) بسبب العديد من العمليات ، بما في ذلك على سبيل المثال لا الحصر الانسداد الرئوي ، والصدمات النزفية التي تم إنعاشها ، وزرع الرئة. توجد حاليا خيارات علاج فعالة محدودة ل LIRI. هنا ، نقدم نموذجا جراحيا قابلا للانعكاس للأشعة تحت الحمراء للرئة يتضمن التنبيب الرغامي الأول متبوعا بنقص تروية الرئة اليسرى من جانب واحد وإعادة التروية مع التهوية السنخية المحفوظة أو تبادل الغازات. تخضع الفئران لبضع الصدر الأيسر ، والذي يتم من خلاله كشف الشريان الرئوي الأيسر وتصوره وعزله وضغطه باستخدام عقدة منزلقة قابلة للعكس. ثم يتم إغلاق الشق الجراحي خلال فترة نقص تروية الحيوان ، ويتم إيقاظ الحيوان وتنبيبه. مع تنفس الفأر تلقائيا ، يتم إنشاء إعادة التروية عن طريق تحرير العقدة المنزلقة حول الشريان الرئوي. يسمح نموذج البقاء على قيد الحياة ذو الصلة سريريا بتقييم إصابة الأشعة تحت الحمراء في الرئة ، ومرحلة الحل ، والتأثيرات النهائية على وظائف الرئة ، بالإضافة إلى النماذج ذات الضربتين التي تنطوي على الالتهاب الرئوي التجريبي. على الرغم من أنه يمثل تحديا تقنيا ، إلا أنه يمكن إتقان هذا النموذج على مدار بضعة أسابيع إلى أشهر مع معدل بقاء أو نجاح نهائي يتراوح بين 80٪ و 90٪.
المقدمة
يمكن أن تحدث إصابة نقص التروية (IR) عند استعادة تدفق الدم إلى عضو أو سرير الأنسجة بعد فترة من الانقطاع. في الرئة ، يمكن أن تحدث الأشعة تحت الحمراء بمعزل عن العمليات الضارة الأخرى أو بالاقتران معها مثل العدوى ، نقص الأكسجة ، انخماص الرئة ، الصدمة المتقلبة (من أحجام المد والجزر العالية أثناء التهوية الميكانيكية) ، الرضح الضغطي (ذروة عالية أو ضغوط مستمرة أثناء التهوية الميكانيكية) ، أو إصابة كدمة رئوية حادة (غير مخترقة)1،2،3 . لا تزال هناك العديد من الثغرات في معرفتنا حول آليات LIRI وتأثير العمليات المتزامنة (مثل العدوى) على نتائج LIRI ، وكذلك خيارات علاج LIRI محدودة. مطلوب نموذج في الجسم الحي من LIRI النقي لتحديد الفيزيولوجيا المرضية لإصابة الأشعة تحت الحمراء في الرئة بمعزل عن غيرها ودراسة مساهمتها في أي عملية متعددة الضربات تكون إصابة الرئة مكونا منها.
يمكن استخدام نماذج الأشعة تحت الحمراء لرئة الفئران لدراسة الفيزيولوجيا المرضية الخاصة بالرئة لعمليات متعددة ، بما في ذلك زرع الرئة3 ، والانسداد الرئوي4 ، وإصابة الرئة بعد الصدمة النزفية مع الإنعاش5. تشمل النماذج المستخدمة حاليا زرع الرئة الجراحي6 ، وتثبيت النقيب7 ، وتروية الرئة خارج الجسم الحي 8 ، والرئة المهواةIR 9. هنا ، نقدم بروتوكولا مفصلا لنموذج الأشعة تحت الحمراء للرئة ذات التهوية الفئرانية لإصابة الرئة المعقمة. هناك فوائد متعددة لهذا النهج (الشكل 2) ، بما في ذلك أنه يحفز الحد الأدنى من نقص الأكسجة والحد الأدنى من انخماص الرئة ، وهو نموذج جراحة البقاء على قيد الحياة الذي يسمح بإجراء دراسات طويلة الأجل.
أسباب اختيار هذا النموذج من LIRI على نماذج أخرى مثل نماذج لقط الهيلار ونماذج التروية خارج الجسم الحي هي كما يلي: يقلل هذا النموذج من المساهمات الالتهابية للانخماص والتهوية الميكانيكية ونقص الأكسجة. يحافظ على التهوية الدورية ؛ يحافظ على سلامة الجهاز المناعي للدورة الدموية في الجسم الحي الذي يمكن أن يستجيب لإصابة الأشعة تحت الحمراء ؛ وأخيرا ، كإجراء للبقاء على قيد الحياة ، فإنه يسمح بالتحليل طويل الأجل لآليات توليد الإصابات الثانوية (نماذج 2-hit) وحل الإصابة. بشكل عام ، نعتقد أن نموذج الأشعة تحت الحمراء للرئة المهوى يوفر الشكل "الأنقى" لإصابة الأشعة تحت الحمراء التي يمكن دراستها تجريبيا.
وصفت منشورات أخرى استخدام التنبيب الرغامي للفئران لإجراء حقن تكنولوجيا المعلومات أو التركيبات10,11 ، ولكن ليس كنقطة انطلاق لجراحة البقاء على قيد الحياة كما هو الحال في هذا النموذج. يسمح وضع أنبوب القصبة الهوائية بإجراء جراحة الرئة عن طريق السماح بانهيار الرئة الجراحية. كما يسمح بإعادة تضخم الرئة في نهاية الإجراء ، وهو أمر بالغ الأهمية لاسترواح الصدر ولقدرة الفأر على العودة إلى التهوية التلقائية في نهاية الإجراءات. أخيرا ، تعد إزالة أنبوب القصبة الهوائية الآمن إجراء بسيطا ، على عكس بضع القصبة الهوائية الغازي ، يتوافق مع جراحة البقاء على قيد الحياة. وهذا يسمح بإجراء دراسات بحثية طويلة الأجل تركز على فهم تطور وحل LIRI والاضطرابات المرتبطة به ، بالإضافة إلى إنشاء نماذج الإصابات المزمنة.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
تمت الموافقة على جميع الإجراءات والخطوات الموضحة أدناه من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات (IACUC) في جامعة كاليفورنيا سان فرانسيسكو. يمكن استخدام أي سلالة فأر ، على الرغم من أن بعض السلالات لديها استجابة التهابية أكثر قوة في الرئة بالأشعة تحت الحمراء مقارنة بغيرها12. الفئران التي يبلغ عمرها حوالي 12-15 أسبوعا (30-40 جم) أو أكبر تتحمل وتنجو من جراحة الأشعة تحت الحمراء للرئة بشكل أفضل من الفئران الأصغر سنا. يمكن استخدام كل من الفئران الذكور والإناث لهذه العمليات الجراحية.
1. بروتوكول التنبيب بالماوس
- التخدير والتحضير للتنبيب
- امسح بطن الفأر بمسحة الإيثانول. تخدير الفأر بحقن ثلاثي برومو إيثانول داخل الصفاق (250-400 ملغم/كغ). تقييم العمق المناسب للتخدير من خلال عدم وجود منعكس سحب دواسة. ضع مرهم ترطيب العين الآن أو لاحقا (الخطوة 2.1.4).
ملاحظة: بالنسبة لهذا الإجراء ، يوفر ثلاثي برومو إيثانول (وإيتوميدات كخيار بديل) مستوى مخدر مستقر دون التأثير على ظروف الدورة الدموية المطلوبة لهذه الجراحة. يستخدم هذا المخدر مرة واحدة فقط لتجنب خطر الالتصاقات البريتونية. يمكن أيضا استخدام الأيزوفلوران ، لكننا لا نستخدمه هنا. الممارس حر في استخدام أي وصفة مخدرة يراها مناسبة. - ضع الفأر المخدر على حامل التنبيب أو دعامة بلاستيكية في وضع ضعيف ، معلقا بواسطة قواطعه العلوية على خيوط 4-0 حلقية (حرير أو غيرها) عبر مرساة دعم.
- للحفاظ على تثبيت الماوس أثناء إجراء التنبيب ، قم بلصق الجزء السفلي من الصدر (أو كلا الطرفين العلويين) بشكل غير محكم على المنصة.
- ضع ضوء الألياف الضوئية المرن برفق على القصبة الهوائية للماوس ، أسفل الحبال الصوتية بقليل. اضبط مستوى الإضاءة بحيث لا يظهر سوى حقل مظلم عند النظر إلى البلعوم الفموي للفأر باستثناء الضوء الأحمر المنبعث من أسفل الحبال الصوتية ، مما يدل على الهدف من وضع الأنبوب الرغامي في نهاية المطاف. لاحظ أن حركات الأحبال الصوتية يجب أن تكون مرئية بالعين المجردة أو ، إذا لزم الأمر ، تحت التكبير.
- امسح بطن الفأر بمسحة الإيثانول. تخدير الفأر بحقن ثلاثي برومو إيثانول داخل الصفاق (250-400 ملغم/كغ). تقييم العمق المناسب للتخدير من خلال عدم وجود منعكس سحب دواسة. ضع مرهم ترطيب العين الآن أو لاحقا (الخطوة 2.1.4).
- إجراء التنبيب
- امسك الملقط باليد المهيمنة واستخدمها للإمساك بلطف وسحب اللسان من تجويف الفم.
- افتح الفك السفلي باستخدام ملقط تمسكه اليد غير المهيمنة ، ثم ادفع الملقط إلى الحنجرة لرفع لسان المزمار برفق. في هذا الوقت ، حرر اللسان من الملقط.
- ابحث عن الحبال الصوتية. يجب أن تفتح وتغلق حسب كل نفس. أمسك القنية بسلك التوجيه المحمل مسبقا ، أدخل طرف السلك عبر الحبال الصوتية.
- مع الحرص الشديد على عدم تحريك السلك عن طريق إمساك جزء منه خارج القنية ولكن فوق الحبال الصوتية مباشرة ، اسحب القنية ، تاركا السلك في مكانه مع نهايته البعيدة داخل القصبة الهوائية.
- في هذه المرحلة ، قم بإجراء تصور ثان للأحبال الصوتية للتأكد من أن الطرف السلكي البعيد لا يزال يمر عبر الحبال الصوتية المضيئة إلى القصبة الهوائية ، وليس في المريء غير المضاء.
- أمسك السلك خارج الفم باستخدام الملقط المنحني في اليد اليسرى ، واستقر على سطح صلب ، وقدم بعناية قسطرة 20G بأجنحة شريطية فوق السلك.
- بمجرد خروج الطرف البعيد للسلك من الطرف الخلفي للقسطرة 20G أو الأنبوب الرغامي ، أمسك هذا الطرف بالملقط المنحني ودفع قسطرة 20G بسلاسة إلى القصبة الهوائية.
- قم بإزالة السلك بعناية من الطرف البعيد للقسطرة 20G باستخدام الملقط المنحني دون إزاحة موضع القسطرة.
- قم بتوصيل القسطرة بجهاز التنفس الصناعي لفترة وجيزة قبل تثبيتها لتأكيد وضعها الصحيح في القصبة الهوائية وليس المريء. تأكيد وضع القصبة الهوائية من خلال مراقبة حركات جدار الصدر الثنائية المعتمدة على التهوية الميكانيكية وغياب تضخم المعدة.
- ما بعد التنبيب
- افصل القسطرة عن جهاز التنفس الصناعي. ثبت أجنحة الشريط (متصلة بالقسطرة) من خلال الشفة السفلية للماوس باستخدام خياطة فيكريل 4-0 لتأمين أنبوب القصبة الهوائية (ETT) بالماوس بإحكام أثناء جميع الإجراءات / التلاعب اللاحقة.
ملاحظة: بدلا من ذلك ، يمكن استخدام شريط حريري أو شريط آخر لتأمين ETT ، ولكن يجب توخي الحذر لتجنب إزاحة ETT أثناء حركة الحيوان من زلاجة التنبيب إلى السطح الجراحي. - قم بإزالة الماوس بعناية من زلاجة التنبيب. قم بتوصيل القسطرة لفترة وجيزة بجهاز التنفس الصناعي عند حجم المد والجزر 0.2-0.225 مل ومعدل التنفس من 120-150 نفسا في الدقيقة لتأكيد وضع القصبة الهوائية الصحيح لأنبوب القصبة الهوائية ثم افصل مع الفأر الذي يتنفس تلقائيا من خلال أنبوب القصبة الهوائية.
- لا تترك الحيوان دون مراقبة من هذه النقطة فصاعدا حتى يستعيد وعيه الكافي للحفاظ على الاستلقاء القصي في نهاية الإجراء.
- افصل القسطرة عن جهاز التنفس الصناعي. ثبت أجنحة الشريط (متصلة بالقسطرة) من خلال الشفة السفلية للماوس باستخدام خياطة فيكريل 4-0 لتأمين أنبوب القصبة الهوائية (ETT) بالماوس بإحكام أثناء جميع الإجراءات / التلاعب اللاحقة.
2. بروتوكول جراحة نقص تروية الرئة وإعادة التروية (IR)
- تسكين وإعداد موقع الجراحة
- امسح بطن الفأر بمسحة الإيثانول وحقن البوبرينورفين (0.05-0.1 مجم / كجم) داخل الصفاق.
- حلق الشعر على منطقة الصدر اليسرى حتى لوح الكتف الأيسر. إزالة الشعر حلق الزائد باستخدام مسحات الكحول.
ملاحظة: يمكن أيضا تنفيذ الخطوتين 2.1.1 و 2.1.2 قبل التنبيب إذا كان هناك قلق من إزاحة ETT عند تأمينه بشريط حريري. - ضع الماوس على وسادة تدفئة في وضع جانبي أيسر أو 3/4 مقلوب وقم بتوصيل أنبوب القصبة الهوائية على جهاز التنفس الصناعي بحجم مد وجزر يبلغ 0.2-0.225 مل (~ 8 مجم / كجم) ومعدل تنفس 120-150 نفسا في الدقيقة. لا تستخدم الأكسجين التكميلي لهذا الإجراء.
- ضع مادة تشحيم العين بقطعة قطن معقمة. أدر الماوس إلى 3/4 الجانب الأيسر لأعلى وشل حركة الأطراف الأربعة والذيل بشريط مختبري.
- تطهير منطقة الجلد حلق والفراء المحيطة مع البوفيدون اليود وانتظر حتى يجف الحل. ثم قم بتغطية المجال الجراحي بستارة معقمة أو فيلم بلاستيكي شفاف وقم بإنشاء فتحة مستطيلة في الستارة أو فيلم بلاستيكي للمجال الجراحي.
- الإجراء الجراحي
- تأكد من المستوى المناسب للتخدير (المقدم من إعطاء ثلاثي برومو إيثانول والبوبرينورفين كما هو موضح سابقا) عن طريق اختبار الاستجابة لقرص إصبع القدم.
- باستخدام زوج من المقصات الحادة وزوج من الملقط الأكبر (ملقط ضيق النمط أو ما شابه) ، قم بعمل شق جلدي عرضي 2 سم أسفل الزاوية السفلية للكتف في الصدر الجانبي الأيسر. استخدم المقص وزوج أدق من الملقط (ملقط جراف ناعم للغاية أو ما شابه) لقطع الطبقة العضلية وتشريحها وصولا إلى الضلوع.
- حدد المساحة الوربية الثانية وأمسك الضلع الثاني بالملقط الناعم للغاية. سحب الضلع لأعلى ، استخدم شفرة مشرط معقمة # 11 أو # 12 (منحنية) (لا يلزم مقبض) لدخول الفضاء الجنبي عن طريق فصل وقطع العضلات الوربية للفضاء 2nd-3 rd . ضع في اعتبارك إيقاف التهوية مؤقتا لتقليل إصابة قمة الرئة اليسرى.
- أدخل ثلاثة مبعدات معقمة. استخدم أصغر / أضيق مبعدة cephalad على طول اتجاه الأضلاع ، والضلع متوسط الحجم إلى اليسار على طول الضلع 2، وأكبر مبعدة إلى اليمين على طولسطح الضلع 3.
- افتح الصدر بتراجع بطيء وتدريجي باستخدام الحبال الضاحكة المرنة. كشف وتحديد الشريان الرئوي الأيسر (PA) عن طريق تحريك قمة الرئة اليسرى بعيدا بمسحة قطنية معقمة.
- استخدم الملقط الصغير ، والملقط متناهي الصغر في اليد اليمنى وملقط PA أو ملقط توسيع الأوعية في اليد اليسرى ، لفضح وإنشاء المجال الذي يكون فيه كل من PA الأيسر والشعب الهوائية مرئيا.
- باستخدام ملقط PA ، التقط PA الأيسر واسحبه برفق ولكن بثبات لأعلى و cephalad لتصور القصبات الهوائية الشفافة أدناه. قم بزيادة التكبير على مجهر التشريح (انظر قائمة المعدات لمزيد من التفاصيل) في هذه المرحلة إلى الحد الأقصى (2x).
ملاحظة: تعقيم جميع المعدات قبل الاستخدام. بالإضافة إلى ذلك ، للحفاظ على العقم ، يجب أن تدخل أطراف الأدوات الجراحية فقط إلى المجال الجراحي المعقم. - أثناء سحب السلطة الفلسطينية بعيدا عن القصبات الهوائية ، مرر بعناية الملقط متناهي الصغر المغلق عبر الفراغ بين PA الأيسر والشعب الهوائية. بعد ذلك ، استخدم هذه الملقط لعقد وسحب 7-0 أو 8-0 خياطة البرولين من خلال الفراغ بين الشريان الرئوي الأيسر (أعلاه) والشعب الهوائية (أدناه).
- تطويق السلطة الفلسطينية اليسرى عن طريق ربط عقدة منزلقة لخلق انسداد في السلطة الفلسطينية. يمكن تصور انقطاع تدفق الدم بسهولة تحت المجهر. هذا يمثل بدء الفترة الإقفارية.
- قم بإخراج الطرف الحر للعقدة من خلال نقطة دخول مختلفة في الصدر الأيسر الأمامي باستخدام إبرة 24G-28G وتأمين نهاية الخيط بقطعة صغيرة من الشريط لتسهيل التعرف عليها لاحقا.
- أعد نفخ الرئة لطرد أكبر قدر ممكن من الهواء من تجويف الصدر باستخدام صمام / أنبوب PEEP على جهاز التنفس الصناعي للقوارض. ثم أغلق القفص الصدري بخيطين من النايلون 4-0 متقطعين.
- أغلق العضلات والطبقة تحت الجلد بخياطة نايلون 4-0. ثم ضع قطرتين أو ثلاث قطرات من البوبيفاكايين الموضعي (0.5٪) على الشق. استخدم خياطة نايلون 4-0 لإغلاق طبقة الجلد بخياطة جارية.
- رعاية ما بعد الجراحة
- عند استئناف التهوية التلقائية ، افصل أنبوب القصبة الهوائية عن جهاز التنفس الصناعي وقم بإخراج أنبوب الماوس.
- ضع الماوس على وسادة التسخين للحفاظ على درجة حرارة الجسم أثناء التعافي المبكر بعد التخدير.
- راقب الماوس بعناية أثناء التعافي من التخدير العام. اسحب العقدة الخارجية برفق في نهاية فترة نقص تروية (30 دقيقة أو 1 ساعة).
- حرك الماوس من وسادة التسخين إلى القفص بمجرد ظهور علامات التعافي: تصحيح ذاتي و / أو حركة.
- بعد فترة التروية (1 ساعة أو 3 ساعات) ، قم بالقتل الرحيم للحيوان وجمع الدم عن طريق ثقب القلب وأنسجة الرئة لمزيد من التحليل. ل 1 ساعة إعادة التروية ، وجمع البلازما ل ELISA ، والأنسجة للحمض النووي الريبي ، وتحليل البروتين. لإعادة ضخ 3 ساعات ، بالإضافة إلى جمع الأنسجة للأنسجة.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
الالتهاب الناتج عن إصابة نقص تروية الرئة المعقمة ذات التهوية الأحادية الجانب (IR): بعد 1 ساعة من نقص التروية ، لاحظنا زيادة مستويات السيتوكينات في المصل وداخل أنسجة الرئة بواسطة كل من ELISA و qRT-PCR التي بلغت ذروتها في 1 ساعة بعد إعادة التروية وعادت بسرعة إلى خط الأساس في غضون 12-24 ساعة بعد إعادة التروية13. بالنسبة للعينات التي تم جمعها في 3 ساعات بعد إعادة التروية ، لاحظنا تسلل العدلات الشديد داخل أنسجة الرئة اليسرى ولاحظنا أن شدة الالتهاب كانت تعتمد على سلالة الفئران المستخدمة (
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
توضح هذه المخطوطة بالتفصيل الخطوات المتبعة في تنفيذ نموذج الأشعة تحت الحمراء للرئة ذات التهوية التي طورها Dodd-o et al.9. ساعد هذا النموذج في تحديد المسارات الجزيئية المشاركة في توليد وحل الالتهاب من الأشعة تحت الحمراء الرئوية في عزلة14،15،16،17 ، والأشعة تحت الحمراء للرئة بالاشتراك مع العدوى الموجودة 18 ، والأشعة تحت الحمراء للرئة فيما يتعلق بمحور الأمعاء والرئة ومساهمة ميكروبيوم الأمعاء 13،18
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
ويعلن أصحاب البلاغ أنه ليس لديهم مصالح مالية متنافسة.
شكر وتقدير
تم تمويل هذا العمل من خلال دعم الأقسام من قسم التخدير والرعاية المحيطة بالجراحة ، وجامعة كاليفورنيا في سان فرانسيسكو ومستشفى سان فرانسيسكو العام ، وكذلك من خلال جائزة NIH R01 (إلى AP): 1R01HL146753.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| <قوي> المعدات< / قوي> | |||
| الألياف البصرية الخفيفة الأنابيب | كول بارمر | UX-41720-65 | الألياف البصرية الألياف |
| الضوئية مصدر ضوء | AmScope | كود التخزين التعريفي: CL-HL250-B | مصدر الضوء لأضواء الألياف البصرية |
| Germinator 500 | Cell Point Scientific، Inc. | رقم 5-1450 | معقم الخرزة |
| AIMS | 14-370-223 | خيار بديل | |
| مجموعات العناية بالليثيوم أيون (ماكينة قص الشعر) | WAHL المنتجات المنزلية | SKU 09854-600B | لإزالة شعر الفأر في موقع الجراحة |
| ميكروسكوب | نيكون | SMZ-10 | خيارات أخرى أحدث متوفرة على موقع الشركة |
| MiniVent Ventilator | Havard Apparatus | Model 845 | جهاز التنفس الصناعي للماوس |
| منظف بالموجات فوق الصوتية | Cole-Parmer | UX-08895-05 | الأدوات النظيفة التي تم استخدامها في التشغيل |
| وسادة الاحترار | Kent Scientific | RT-0501 | للحفاظ على دفء الماوس أثناء التعافي من الجراحة |
| مقياس الوزن | Cole-Parmer | UX-11003-41 | |
| الوزن < قوي > أدوات الجراحة < / قوي> | |||
| 4-0 خياطة الحرير | Ethicon | 683G | لإغلاق طبقة العضلات |
| 7-0 Prolene Suture | Ethicon | Industry EP8734H | تستخدم لعمل عقدة انزلاقية للشريان الرئوي الأيسر |
| Bard-Parker (11) مشرط (شفرة جراحية من الصلب الكربوني الضلع الخلفي ، معقمة ، للاستخدام مرة واحدة) 372611 | الجراحية لأسبن | لدخول التجويف الصدري (الخيار 1) | |
| Bard-Parker (12) مشرط | أسبن جراحي | 372612 | لدخول التجويف الصدري (الخيار 2) |
| ملقط Graefe فائق الدقة | FST | 11150-10 | ملقط تثبيت العضلات / الأضلاع |
| نظام سحب المثبت المغناطيسي | FST | 1. لوحة القاعدة (رقم 18200-03) 2. المثبتات (رقم 18200-01) 3. الضادات (الأرقام 18200-05 حتى 18200-12) 4. المطاط الصناعي (رقم 18200-07) 5. ضام (رقم 18200-08) | نظام سحب الصغيرة |
| Monoject إبرة تحت الجلد القياسية | COVIDIEN | 05-561-20 | لتوصيل الأدوية IP |
| ملقط نمط ضيق | FST | 11002-12 | ملقط مستوى الجلد |
| حامل إبرة / سائق إبرة | FST | 12565-14 | لحمل الإبر |
| إبر | BD | 305110 | إبرة قياس 26 لإخراج العقدة الانزلاقية (إبرة قياس 24 أو 26 حسنا أيضا) |
| PA / ملقط توسيع الوعاء | FST | 00125-11 | لعقد PA ؛ مقص القابض غير الضار |
| FST | 14060-09 | يستخدم للشق وقطع جراحة حفر الطبقة | |
| العضلية ملقط دومون الدقيق | للغاية FST | 11295-10 (ملقط دومون # 5 ، طرف علم الأحياء ، أبعاد الحافة: 0.05 * 0.02 مم ، 11 سم) | للمرور عبر الفراغ بين الشريان الرئوي الأيسر والشعب الهوائية |
| < قوية > الكواشف < / قوية > | |||
| 0.25٪ بوبيفاكاين | هوسبيرا ، إنك. | 0409-1159-02 | مسكن موضعي يستخدم أثناء إغلاق الجرح الجراحي |
| أفيرتين (2،2،2-Tribromoethanol) | Sigma-Aldrich | T48402-25G | مخدر ، يستخدم لتخدير الفأر لجراحة الأشعة تحت الحمراء ، والتركيز المستخدم في جراحة الأشعة تحت الحمراء هو 250-400 مجم / كجم. |
| بوبرينورفين | كوفيتروس أمريكا الشمالية | 59122 | مسكن: التركيز المستخدم في الجراحة هو 0.05-0.1 مجم / كجم |
| زيوت تشحيم العين | BAUSCH + LOMB | مهدئ مرهم زيوت التشحيم | يخفف من جفاف العين محلول |
| بوفيدون اليود 10٪ | محلول MEDLINE INDUSTRIES INC | SKU MDS093944H (2 أونصة سائلة ، مطهر موضعي) | سائل موضعي يتم تطبيقه لمطهر فعال للإسعافات الأولية في بداية الجراحة |
| Materials | |||
| Alcohol Swab | BD brand | BD 326895 | لتعقيم منطقة الحقن والجراحة |
| فيلم بلاستيكي | KIRKLAND | Stretch-Tite البديل الممتاز | لتغطية المجال الجراحي المعقم (أكثر فعالية من حيث التكلفة) |
| ستائر جراحية للقوارض | Stoelting | 50981 | حقل معقم أو ستارة للمجال |
| الجراحي تطبيق | Pwi-Wnaps | 703033 | لتطبيق زيوت |
| Top Sponges | Dukal Corporaton | Reorder # 5360 | وقف النزيف من الجلد / العضلات |
المراجع
- Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. Processes of sterile inflammation. Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).
- Fiser, S. M., et al. Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).
- Lama, V. N., et al. Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop. JCI Insight. 2 (9), 93121(2017).
- Miao, R., Liu, J., Wang, J. Overview of mouse pulmonary embolism models. Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).
- Mira, J. C., et al. Mouse injury model of polytrauma and shock. Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).
- Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
- Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade. The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).
- Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung. Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261(2014).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702(2011).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice. Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).
- Prakash, A., et al. Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice. Shock. 44 (3), 272-279 (2015).
- Prakash, A., et al. Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice. Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).
- Dodd-o, J. M., et al. The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).
- Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).
- Tian, X., et al. NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice. Frontiers in Immunology. 8, 1337(2017).
- Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice. Frontiers in Microbiology. 10, 159(2019).
- Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids' immunometabolic regulation of lung IL-1β, FFAR2, and FFAR3 expression. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).
- Dodd-o, J. M., et al. Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
الوسوم
