يظهر هنا إجراء جراحي للربط الدائم للشريان التاجي الأيسر في الفئران. يمكن استخدام هذا النموذج للتحقيق في الفيزيولوجيا المرضية والاستجابة الالتهابية المرتبطة بها بعد احتشاء عضلة القلب.
يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية
مقالة منهجية
ربط الشريان التاجي الأيسر: نموذج الفئران الجراحي لاحتشاء عضلة القلب
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
يعد مرض نقص تروية القلب واحتشاء عضلة القلب اللاحق (MI) أحد الأسباب الرئيسية للوفيات في الولايات المتحدة وحول العالم. من أجل استكشاف التغيرات الفيزيولوجية المرضية بعد احتشاء عضلة القلب وتصميم العلاجات المستقبلية ، هناك حاجة إلى نماذج بحثية من MI. يعد الربط الدائم للشريان التاجي الأيسر (LCA) في الفئران نموذجا شائعا للتحقيق في وظيفة القلب وإعادة تشكيل البطين بعد MI. هنا نصف نموذج MI للفأرة الجراحية الأقل توغلا وموثوقية وقابلية للتكرار عن طريق الربط الدائم ل LCA. يتكون نموذجنا الجراحي من تخدير عام يمكن عكسه بسهولة ، والتنبيب الرغامي الذي لا يتطلب بضع القصبة الهوائية ، وبضع الصدر. يجب إجراء تخطيط كهربية القلب وقياس التروبونين لضمان MI. تخطيط صدى القلب في اليوم 28 بعد MI سوف يميز وظائف القلب ومعلمات قصور القلب. يمكن تقييم درجة التليف القلبي من خلال تلطيخ ماسون ثلاثي الألوان والتصوير بالرنين المغناطيسي للقلب. نموذج MI هذا مفيد لدراسة التغيرات الفيزيولوجية المرضية والمناعية بعد MI.
المقدمة
تعد أمراض القلب والأوعية الدموية مصدر قلق كبير للصحة العامة يودي بحياة 17.9 مليون شخص كل عام ، وهو ما يمثل 31 في المائة من الوفيات العالمية1. النوع الأكثر انتشارا من شذوذ القلب والأوعية الدموية هو مرض القلب التاجي ، واحتشاء عضلة القلب (MI) هو أحد المظاهر الرئيسية لأمراض القلب التاجية2. عادة ما يحدث MI بسبب انسداد الشريان التاجي الخثاري بسبب تمزق لوحة ضعيفة3. يسبب نقص التروية الناتج تغيرات أيونية واستقلابية عميقة في عضلة القلب المصابة ، بالإضافة إلى انخفاض سريع في الوظيفة الانقباضي. MI يؤدي إلى وفاة خلايا عضلة القلب ، والتي يمكن أن تؤدي إلى مزيد من ضعف البطين وفشل القلب4.
البحث عن MI في المرضى محدود بسبب ندرة الأنسجة التي تم الحصول عليها من المرضى الذين يعانون من MI5. على هذا النحو ، فإن نماذج الفئران من MI مفيدة في كل من دراسة آليات المرض وكذلك تطوير الأهداف العلاجية المحتملة. تشمل نماذج الفئران المتاحة حاليا من MI نماذج نقص التروية التي لا رجعة فيها (LCA وطرق الاستئصال) ونماذج إعادة التروية (نقص التروية / إعادة التروية ، I / R)6. الربط الدائم للشريان التاجي الأيسر (LCA) في الفئران هو الطريقة الأكثر استخداما ، وهو يقلد الفيزيولوجيا المرضية والمناعة في MI في المرضى7،8،9. يمكن أيضا إحداث MI الدائم عن طريق طرق الاجتثاث ، والتي تنطوي على تلف كهربائي أو إصابة بالتبريد. طرق الاجتثاث قادرة على توليد احتشاء موحد الحجم في الموقع الدقيق10. من ناحية أخرى ، قد يختلف تكوين الندبة ومورفولوجيا الاحتشاء وآليات الإشارات الجزيئية بين طرق الاجتثاث10,11. طريقة الفئران I / R هي نموذج MI مهم آخر لأنها تمثل السيناريو السريري لعلاج إعادة التروية12. يرتبط نموذج I / R بتحديات مثل حجم الاحتشاء المتغير ، وصعوبة التمييز بين استجابات الإصابة الأولية ، وإعادة التروية6.
على الرغم من استخدامها على نطاق واسع ، إلا أن طرق ربط LCA ترتبط بمعدلات بقاء منخفضة وألم ما بعد الجراحة13. يوضح هذا البروتوكول نموذج MI الجراحي للفئران لربط LCA الذي يتضمن تحضير الفئران وتنبيبها ، وربط LCA ، والرعاية بعد الجراحة ، والتحقق من صحة MI. بدلا من استخدام بضع القصبة الهوائيةالغازية 14 ، تستخدم هذه الطريقة التنبيب الرغامي. يتم تنبيب الحيوان عن طريق إلقاء الضوء على البلعوم الفموي باستخدام منظار الحنجرة ، مما يجعل الإجراء أسهل وأكثر أمانا وأقل صدمة15. يتم الاحتفاظ بالماوس على دعم جهاز التنفس الصناعي وتحت تخدير الأيزوفلوران طوال العملية. علاوة على ذلك ، يتم إجراء تخطيط صدى القلب وتلطيخ ماسون ثلاثي الألوان لتقييم وظائف القلب والتليف القلبي بعد MI ، على التوالي. بشكل عام ، توفر هذه الطريقة نموذجا جراحيا موثوقا به وقابلا للتكرار من MI يمكن استخدامه لدراسة الفيزيولوجيا المرضية والالتهاب بعد MI.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
تمت مراجعة بروتوكول الدراسة الحالي والموافقة عليه من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوان (IACUC) بجامعة بيتسبرغ. تم استخدام ثمانية (sham n = 4 و MI n = 4) إناث الفئران C57BL / 6J البالغة من العمر 1 عاما والتي تزن 24-30 جم لهذه التجارب. نجا ما يقرب من 100 ٪ و 80 ٪ على الأقل من الفئران في أول 24 ساعة و 28 يوما ، على التوالي.
1. إعداد والتنبيب الرغامي للفئران
- سخن معقم حبة (انظر جدول المواد) إلى 250 درجة مئوية وضع الأدوات الجراحية المعقمة فيه لبضع دقائق.
- تخدير الفأر في غرفة الحث مع 3٪ إيزوفلوران و 1 لتر / دقيقة أكسجين لمدة 5 دقائق.
- تأكد من عمق التخدير في الماوس عن طريق التحقق من الاستجابة لقرصة إصبع القدم الثابتة.
- وزن الفأر لتقدير جرعة الدواء المسكن قبل الجراحة ، البوبرينورفين (0.1 مجم / كجم). حقن الدواء داخل الصفاق.
- تقليم الفراء على الجانب الأيسر من الصدر باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية.
- تطهير موقع الجراحة مع البوفيدون اليود و 70 ٪ من الإيثانول بعد ذلك ثلاث مرات.
- ضع الماوس في وضع ضعيف على لوحة مائلة. قم بتأمين رأس وأطراف الماوس باستخدام شريط مطاطي متصل بالقواطع العلوية وشريط لاصق ، على التوالي. ضع مواد تشحيم العيون المعقمة على العينين لمنع الجفاف أثناء التخدير.
- افتح الفك واسحب اللسان برفق من تجويف الفم.
- تحديد فتحة الحنجرة عن طريق إلقاء الضوء على البلعوم الفموي باستخدام منظار الحنجرة (انظر جدول المواد).
- اقطع حوالي 0.5 سم من إبرة قسطرة 24 جرام وأدخل الإبرة الحادة في الدرع البلاستيكي. توجيه الإبرة الحادة مع الدرع البلاستيكي في القصبة الهوائية. أخرج الإبرة ، واترك الدرع البلاستيكي في القصبة الهوائية.
- اضبط جهاز التنفس الصناعي (انظر جدول المواد) على معدل تنفس يبلغ 137 نبضة في الدقيقة (محسن للفئران المستخدمة في هذه الدراسة) وحجم المد والجزر 0.18 سم مكعب. قم بتوصيل أنابيب جهاز التنفس بدرع القسطرة وتأكد من التنبيب الصحيح من خلال البحث عن حركة متزامنة للصدر باستخدام جهاز التنفس الصناعي.
- افصل أنبوب التنفس عن درع القسطرة وضع الحيوان في وضع الاستلقاء على لوحة جراحية مسخنة مسبقا يتم التحكم في درجة حرارتها. أعد توصيل الماوس بجهاز التنفس الصناعي.
2. الربط الدائم للشريان التاجي الأيسر
- تطهير موقع الجراحة مع البوفيدون اليود والكحول 70 ٪. ضع ستارة معقمة بها ثقب ربع الحجم في المنتصف لتأمين موقع الجراحة. ارفع الجلد برفق باستخدام ملقط وقم بعمل شق عرضي جلدي صغير (1.5-2 سم) على طول الخط الفاصل بين عضلات الصدر اليسرى الكبرى والصغرى باستخدام مقص جراحي.
ملاحظة: تم استخدام المقص لعمل الشق لأنه يوفر التحكم المطلوب في عمق واتجاه القطع. - افصل عضلات الصدر الأساسية بالملقط ومقص التشريح. تم فصل العضلات باستخدام مبعدات متصلة بأشرطة مرنة.
- قم بعمل شق في الفضاء الوربي الثالث باستخدام مقص صغير يتبع الزاوية الطبيعية للقفص الصدري. في هذه المرحلة ، يجب توخي الحذر الشديد لمنع إصابة القلب والرئتين.
- قم بتمديد الضلوع برفق باستخدام المبعدات لكشف البطين الأيسر. حرك دهون التامور جانبا وحدد موقع LCA ، الذي يمتد من حافة الأذين الأيسر نحو قمة القلب.
- تمرير 8-0 خياطة النايلون تحت LCA بمساعدة حامل إبرة. اربط LCA بعقدة مزدوجة متبوعة بعقدة ثانية (عقدة جراح معدلة).
ملاحظة: يؤكد ابيضاض البطين الأيسر السفلي نجاح ربط LCA. بالإضافة إلى ذلك ، ينصح أيضا بقياس التروبونين ، ومراقبة تخطيط القلب (ارتفاع ST) ، والتصوير بالرنين المغناطيسي بالصدى / في الجسم الحي ، أو صور التصوير المقطعي المحوسب الدقيقة لتأكيد آفات MI المماثلة. - قم بإزالة المبعدات وأدخل إبرة قسطرة 22 G في تجويف الصدر. إزالة الإبرة ، وترك طرف الدرع البلاستيكي في التجويف الصدري. أغلق القفص الصدري باستخدام خياطة نايلون 4-0.
- قم بتوصيل حقنة بالدرع البلاستيكي 22 G وقم بإزالة الهواء الزائد المحاصر في التجويف الصدري ببطء عن طريق الضغط برفق على الصدر لإنشاء ضغط هواء سلبي. قم بإزالة الدرع البلاستيكي.
- أغلق الجلد بخياطة من النايلون 4-0.
- قم بإيقاف تشغيل إمداد الأيزوفلوران. في هذه المرحلة ، يكون الماوس على جهاز التنفس الصناعي الذي يوفر الأكسجين.
3. رعاية ما بعد الجراحة
- قم بإيقاف تشغيل جهاز التنفس الصناعي بمجرد بدء التنفس التلقائي.
ملاحظة: تستغرق العملية حوالي 30-35 دقيقة لكل من تحضير الفئران حتى هذه الخطوة. - احتفظ بالماوس تحت مصباح حراري وراقبه حتى يستيقظ. لا ينبغي ترك الحيوان دون مراقبة حتى يستعيد وعيه الكافي للحفاظ على الاستلقاء القصي.
- بعد الجراحة ، ضع الحيوان في قفص منفصل وأعده إلى القفص الأصلي مع الحيوانات الأخرى فقط بعد أن يتعافى تماما.
- راقب الماوس يوميا بحثا عن أي علامة على الألم أو الانزعاج.
- يجب الاستمرار في حقن البوبرينورفين داخل الصفاق (0.1 ملغ/كغ) كل 6-8 ساعات لمدة يومين إضافيين بعد الجراحة.
4. تقييم تخطيط صدى القلب
ملاحظة: تم إجراء تخطيط صدى القلب لتقييم معلمات قصور القلب في اليوم 28 بعد MI.
- بعد 28 يوما بعد الجراحة ، قم بتخدير الفئران بنسبة 3٪ إيزوفلوران و 1 لتر / دقيقة أكسجين ، وتطبيق مواد تشحيم معقمة للعين على العينين ، وإزالة شعر الصدر باستخدام كريم إزالة الشعر. تطهير منطقة الصدر مع البوفيدون اليود و 70 ٪ من الإيثانول ثلاث مرات.
- قم بتأمين الفئران المخدرة فوق منصة التصوير (انظر جدول المواد) في وضع الاستلقاء والحفاظ على مستوى ثابت من التخدير طوال العملية باستخدام مخروط أنف متصل بنظام التخدير (1٪ -2٪ إيزوفلوران و 1 لتر / دقيقة أكسجين).
- قم بلصق الكفوف الأربعة على أقطاب ECG باستخدام هلام القطب (انظر جدول المواد). مراقبة درجة حرارة الحيوان عن طريق إدخال مسبار المستقيم (انظر جدول المواد).
- ضع جل المسح (انظر جدول المواد) على الصدر ، ضع محول الطاقة عموديا ، وقم بخفضه إلى خط parasternal (مواز للصدر) ، وقم بتدوير 35 درجة عكس اتجاه عقارب الساعة للحصول على عرض المحور الطويل شبه القصي للبطين الأيسر.
- اضغط على زر التصوير في الوضع B في برنامج التصوير (انظر جدول المواد) للحصول على عرض كامل للمحور الطويل للقلب. اضبط حجم البوابة وسطوعها واحفظ الصور باستخدام Save Clip أو Save Frame لإجراء قياسات لاحقة16.
- قم بالتبديل إلى الوضع M (وضع الحركة) وضع محور الوضع M على مستوى العضلات الحليمية. اضبط حجم البوابة واضغط على زر بدء الوضع M. احفظ الصور باستخدام حفظ مقطع أو حفظ الإطار16,17.
- نظرا لأن عملية الحصول على الصور في وضع 4D مؤتمتة ، تحقق من أن إشارات تخطيط القلب والتنفس نشطة (الشكل 1) قبل الحصول على البيانات.
- ابدأ في الحصول على البيانات في الوضع B. افتح لوحة المسح الضوئي 4D وابدأ تشغيل محرك 3D. قم بتعيين معلمات الصورة في لوحة المسح الضوئي 4D واضغط على زر المسح الضوئي لبدء المسح. بعد مراجعة الصور في عرض 2D ، قم بتحميل الصور في وضع 4D باستخدام الزر تحميل في 4D .
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
يوضح الشكل 1 إشارات تخطيط القلب والتنفس النشطة التمثيلية أثناء تقييم تخطيط صدى القلب للفئران الوهمية (الشكل 1 أ) و MI (الشكل 1 ب). يعد التحقق من إشارات تخطيط القلب والتنفس النشطة أمرا مهما قبل الحصول على بيانات تخطيط صدى القلب. يوضح الشكل 2 قياس تخطيط صدى القلب للمعلمات الوظيفية للقلب بعد 28 يوما من ربط LCA. يوضح الشكل 2 صورا للوضع M لمنظر المحور القصير ش...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
يكتسب نموذج الفئران من MI شعبية في مختبرات أبحاث القلب والأوعية الدموية ، وتصف هذه الدراسة نموذج MI القابل للتكرار والمناسب سريريا. يعمل هذا البروتوكول على تحسين عملية ربط LCA بعدة طرق. بادئ ذي بدء ، يتم تجنب استخدام التخدير عن طريق الحقن قبل الجراحة مثل زيلازين / الكيتامين أو بنتوباربيتال الصوديوم14،15 . تم استخدام تخدير الأيزوفلوران فقط ، مما يساعد على تعزيز معدلات بقاء الحيوانات (>80٪ البقاء على قيد الحياة بعد 28 يوما من الجراحة) ، وتقليل المضاعفات التي يسببها...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للكشف عنه.
شكر وتقدير
تم دعم هذا العمل من خلال منح المعهد الوطني للصحة (R01HL143967 و R01HL142629 و R01AG069399 و R01DK129339) ، وجائزة AHA للمشروع التحويلي (19TPA34910142) ، وجائزة AHA للمشروع المبتكر (19IPLOI34760566) ، وجائزة مشروع الابتكار ALA (IA-629694) (إلى PD).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| 22 جرام إبرة قسطرة | Exel INT | 26741 | بزل الصدر |
| 24 جرام إبرة قسطرة | Exel INT | 26746 | التنبيب الرغامي |
| 4-0 خياطة النايلون | Covetrus | 29263 | خياطة العضلات والجلد |
| 8-0 خياطة النايلون | S & T | 3192 | ربط |
| مبخرات التخدير | تجهيز الطبيب البيطري | VE-6047 | دعم التخدير |
| مراقب فسيولوجيا | Fujifilm | VEVO 3100 | مراقبة معدل ضربات القلب ومعدل التنفس ودرجة حرارة الجسم |
| محلول البيتادين | PBS صحة | 11205 | مضاد للتنفيذ |
| بوبرينورفين | كوفيتروس | 55175 | مسكن |
| مجهر مفكك | OMANO | OM2300S-V7 | |
| ماكينة حلاقة كهربائية | مجهر Wahl | 79300-1001M | الحلاقة |
| مختبرات | باركر W60698L | جل موصل للكهرباء | |
| مختبرات الإيثانول | Decon | 22-032-601 | |
| ملقط | FST | 11065-07 | الفولاذ |
| شاش | Curity | CAR-6339-PK | مصباح |
| حراري | Satco | S4998 | رعاية ما بعد الجراحة |
| وسادة تسخين | كينت Scientific | Surgi-M | التحكم في درجة الحرارة |
| معقم الخرزة الساخنة | بربات 500 | 11503 | تعقيم الأدوات الجراحية |
| Isoflurane | Covetrus | 29405 | Anesthesia |
| Masson’ s طقم تلطيخ ثلاثي الألوان | Thermoscientific | 87019 | قياس تليف القلب |
| حامل إبرة صغيرة | FST | 12500-12 | دقيق من الفولاذ المقاوم |
| FST | 15000-02 | عيون من الفولاذ المقاوم | |
| Dechra | Puralube Vet | زيوت تشحيم العين المعقمة | |
| ضوئي جل | مختبرات باركر | Aquasonic 100 | جل نقل الموجات فوق الصوتية المائي |
| FST | 14060-11 | الفولاذ المقاوم | |
| منظار الحنجرة الحيواني الصغير | Penn-Century | Model LS-2-M | إضاءة البلعوم الفموي |
| التنفس الصناعي للحيوانات الصغيرة | جهاز هارفارد | 557058 | دعم جهاز التنفس الصناعي |
| ضوء جراحي | كول بارمر | 41723 | عرض الإضاءة (بوصة): 7 |
| منصة التصوير قبل السريري Vevo 3100 | Fujifilm | VEVO 3100 | تخطيط صدى |
| القلب برنامج VevoLAB | Fujifilm | VevoLAB 3.2.6 | تحليل بيانات تخطيط صدى القلب |
المراجع
- Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2021 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 143 (8), 254(2021).
- Mendis, S., et al. World Health Organization definition of myocardial infarction: 2008-09 revision. International Journal of Epidemiology. 40 (1), 139-146 (2011).
- Frangogiannis, N. G. Pathophysiology of myocardial infarction. Comprehensive Physiology. 5 (4), 1841-1875 (2011).
- Smit, M., Coetzee, A., Lochner, A. The pathophysiology of myocardial ischemia and perioperative myocardial infarction. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 34 (9), 2501-2512 (2020).
- Johny, E., et al. Platelet mediated inflammation in coronary artery disease with Type 2 Diabetes patients. Journal of Inflammation Research. 14, 5131(2021).
- Martin, T. P., et al. Preclinical models of myocardial infarction: from mechanism to translation. British Journal of Pharmacology. 179 (5), 770-791 (2022).
- De Villiers, C., Riley, P. R. Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion. Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).
- Vasamsetti, S. B., et al. Apoptosis of hematopoietic progenitor-derived adipose tissue-resident macrophages contributes to insulin resistance after myocardial infarction. Science Translational Medicine. 12 (553), (2020).
- Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
- van Amerongen, M. J., Harmsen, M. C., Petersen, A. H., Popa, E. R., van Luyn, M. J. Cryoinjury: a model of myocardial regeneration. Cardiovascular Pathology. 17 (1), 23-31 (2008).
- Lam, N. T., Sadek, H. A. Neonatal heart regeneration: comprehensive literature review. Circulation. 138 (4), 412-423 (2018).
- Heusch, G., Gersh, B. J. The pathophysiology of acute myocardial infarction and strategies of protection beyond reperfusion: a continual challenge. European Heart Journal. 38 (11), 774-784 (2017).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells & Regenerative Medicine. 5 (1), 30-36 (2009).
- Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery. Journal of Visualized Experiments. (150), e59591(2019).
- Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206(2014).
- Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. C. Murine echocardiography and ultrasound imaging. Journal of Visualized Experiments. (42), e2100(2010).
- Li, L., et al. Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging. Journal of Visualized Experiments. (112), e54101(2016).
- Vasamsetti, S. B., et al. Sympathetic neuronal activation triggers myeloid progenitor proliferation and differentiation. Immunity. 49 (1), 93-106 (2018).
- Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), e55353(2017).
- Alwardt, C. M., Redford, D., Larson, D. F. General anesthesia in cardiac surgery: a review of drugs and practices. The Journal of Extra-Corporeal Technology. 37 (2), 227-235 (2005).
- Kolk, M. V., et al. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (32), e1438(2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments. (48), e2464(2011).
- Kalogeris, T., Baines, C., Krenz, M., Korthuis, R. Chapter six-cell biology of ischemia/reperfusion injury. International Review of Cell and Molecular Biology. , Academic Press. 229-317 (2012).
- Scofield, S. L., Singh, K. Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography. Journal of Visualized Experiments. (117), e54814(2016).
- Yan, X., et al. Temporal dynamics of cardiac immune cell accumulation following acute myocardial infarction. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 62, 24-35 (2013).
- Xu, Q., et al. Protective effects of fentanyl preconditioning on cardiomyocyte apoptosis induced by ischemia-reperfusion in rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 50 (2), 5286(2017).
- Leuschner, F., et al. Rapid monocyte kinetics in acute myocardial infarction are sustained by extramedullary monocytopoiesis. Journal of Experimental Medicine. 209 (1), 123-137 (2012).
- Leuschner, F., et al. Silencing of CCR2 in myocarditis. European Heart Journal. 36 (23), 1478-1488 (2015).
- Dutta, P., et al. E-selectin inhibition mitigates splenic HSC activation and myelopoiesis in hypercholesterolemic mice with myocardial infarction. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (9), 1802-1808 (2016).
- Jiang, C., et al. A modified simple method for induction of myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (178), e63042(2021).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
