هنا ، نصف نموذج الفأر التقويمي قبل السريري ل GBM ، الذي تم إنشاؤه عن طريق الحقن داخل الجمجمة للخلايا المشتقة من أورام نموذج الفئران المعدلة وراثيا. يعرض هذا النموذج السمات المميزة لمرض GBM البشري. بالنسبة للدراسات الانتقالية ، يتم تتبع ورم دماغ الفأر عن طريق التصوير بالرنين المغناطيسي في الجسم الحي وعلم أمراض الأنسجة.
يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية
مقالة منهجية
نماذج تقويم العظام متعدية للورم الأرومي الدبقي متعدد الأشكال
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
تعد نماذج الفئران المعدلة وراثيا (GEM) للورم الأرومي الدبقي البشري متعدد الأشكال (GBM) ضرورية لفهم تطور أورام الدماغ وتطورها. على عكس أورام xenograft ، في GEMs ، تنشأ الأورام في البيئة المكروية الأصلية في فأر مناعي. ومع ذلك ، فإن استخدام GBM GEMs في دراسات العلاج قبل السريري يمثل تحديا بسبب زمن انتقال الورم الطويل ، وعدم التجانس في تردد الأورام ، وتوقيت تطور الورم من الدرجة المتقدمة. الفئران المستحثة عن طريق الحقن التقويمي داخل الجمجمة هي أكثر قابلية للتتبع للدراسات قبل السريرية ، وتحتفظ بسمات أورام GEM. لقد أنشأنا نموذجا لورم الدماغ التقويمي مشتقا من نموذج GEM مع انحرافات Rb و Kras و p53 (TRP) ، والتي تطور أورام GBM التي تعرض بؤرا خطية للنخر بواسطة الخلايا الورمية ، والأوعية الدموية الكثيفة المماثلة ل GBM البشري. يتم حقن الخلايا المشتقة من أورام GEM GBM داخل الجمجمة في الفئران المتلقية من النوع البري والمتطابقة مع الإجهاد وتكاثر أورام الدرجة الرابعة ، وبالتالي تجاوز فترة كمون الورم الطويلة في الفئران GEM والسماح بإنشاء مجموعات كبيرة وقابلة للتكرار للدراسات قبل السريرية. يتم تلخيص السمات التكاثرية للغاية والغازية والأوعية الدموية لنموذج TRP GEM ل GBM في أورام تقويم العظام ، وتعكس علامات التشريح المرضي مجموعات فرعية GBM البشرية. تتم مراقبة نمو الورم عن طريق فحوصات التصوير بالرنين المغناطيسي التسلسلية. نظرا للطبيعة الغازية للأورام داخل الجمجمة في النماذج ذات الكفاءة المناعية ، فإن اتباع إجراء الحقن الموضح هنا بعناية أمر ضروري لمنع نمو الورم خارج الجمجمة.
المقدمة
الورم الأرومي الدبقي (GBM ؛ الورم الدبقي من الدرجة الرابعة) هو ورم الدماغ الأكثر شيوعا والخبيث ، والعلاجات الحالية غير فعالة ، مما يؤدي إلى بقاء متوسط 15 شهرا1. تعد النماذج قبل السريرية الموثوقة والدقيقة التي تمثل مسارات الإشارات المعقدة المشاركة في نمو ورم الدماغ والتسبب في المرض ضرورية لتسريع التقدم في تقييم الأنظمة العلاجية الجديدة ل GBM. لا تعكس نماذج الفئران التي يتم فيها زرع خطوط خلايا ورم الدماغ البشري تحت الجلد في الفئران التي تعاني من نقص المناعة البيئة المناعية الأصلية لأورام المخ ، ولا يمكن استخدامها لتقييم قدرة العلاجات على عبور الحاجز الدموي الدماغي2. من الناحية المثالية ، يجب أن تتكاثر نماذج الفئران قبل السريرية أيضا عن كثب في علم أمراض الأنسجة البشرية GBM ، بما في ذلك المستوى العالي من الغزو في الحمة المحيطة3. على الرغم من أن نماذج الفئران المعدلة وراثيا (GEM) تطور الأورام في سياق نظام مناعي سليم ، إلا أن خطط التكاثر المعقدة غالبا ما تكون مطلوبة ، وقد تتطور الأورام ببطء وبشكل غير متسق4. تعد نماذج الطعم الخيفي المشتقة من GEM أكثر ملاءمة للدراسات العلاجية قبل السريرية ، حيث تكون هناك حاجة إلى مجموعات كبيرة من الفئران الحاملة للورم في إطار زمني أقصر.
في تقرير سابق ، وصفنا نموذج فأر GBM التقويمي المشتق مباشرة من أورام GEM. يبدأ تكوين الورم في GEM من خلال الأحداث الجينية في مجموعات الخلايا (الخلايا النجمية في المقام الأول) التي تعبر عن البروتين الحمضي الليفي الدبقي (GFAP) ، والتي تؤدي إلى التقدم إلى GBM. تحتوي هذه GEMs TRP على جين التحوير TgGZT121 (T) ، والذي يعبر عن T121 بعد التعرض لإعادة تجميع Cre التي يحركها GFAP. ينتج عن تعبير بروتين T121 قمع نشاط البروتين Rb (Rb1 و p107 و p103). يستهدف التعبير المشترك لجين التحوير Cre المدفوع ب GFAP (GFAP-CreERT2) التعبير للخلايا النجمية البالغة بعد تحريضه باستخدام عقار تاموكسيفين. تأوي فئران TRP أيضا Kras متحولة تعتمد على Cre (KrasG12D; R) أليل ، لتمثيل تنشيط مسار مستقبلات التيروزين كيناز ، وهي غير متجانسة الزيجوت لفقدان Pten (P) 5,6. الانحرافات الجينية المتزامنة في مستقبلات التيروزين كيناز (RTK) وشبكات PI3K و RB متورطة في 74٪ من التسبب في GBM7. لذلك ، يتم تمثيل مسارات الإشارات الأولية التي تم تغييرها في GBM البشري من خلال الطفرات المهندسة في الفئران TRP ، ولا سيما أورام GBM ، حيث يتم تنشيط أهداف المصب المشتركة ل RTKs5.
تم التحقق من صحة نموذج تقويم العظام الجيني المشتق من GEM كنموذج يلخص ميزات أورام الدماغ البشرية ، بما في ذلك الغزو ووجود المؤشرات الحيوية من النوع الفرعي ، لاستخدامه كمنصة لتقييم علاجات السرطان التي تستهدف المسارات الشاذة في GBM. تم استزراع الخلايا من الأورام التي تم حصادها من أدمغة TRP وإعادة زرعها في دماغ الفئران المتطابقة مع الإجهاد ، باستخدام معدات التوضيع التجسيمي للحقن داخل الجمجمة في القشرة. طور نموذج الفأر التقويمي قبل السريري هذا أوراما GBM كانت خلوية للغاية ، وغازية ، ومتعددة الأشكال مع معدل انقسام مرتفع ، وأظهرت بؤرا خطية للنخر بواسطة الخلايا الورمية والأوعية الدموية الكثيفة ، كما لوحظ بالنسبة ل GBM البشري. تم قياس حجم الورم ونموه بواسطة التصوير بالرنين المغناطيسي في الجسم الحي (MRI).
في هذا التقرير ، نصف التقنية المثلى للحقن داخل الجمجمة لخلايا GBM الأولية أو خطوط الخلايا في دماغ الفأر من النوع البري ، باستخدام أورام TRP كمثال. يمكن تكييف نفس البروتوكول للفئران التي تعاني من نقص المناعة وخطوط خلايا GBM الأخرى. يتم تقديم نصائح حاسمة لتجنب المزالق الشائعة ، مثل تحضير الخلايا دون المستوى الأمثل أو تسرب الخلايا في موقع الحقن ، ولاستخدام معدات التوضيع التجسيمي بشكل صحيح لضمان استنساخ النموذج وموثوقيته. لأغراض متعدية ، نقوم بالتحقق من صحة النموذج عن طريق الكشف بالرنين المغناطيسي عن نمو ورم المخ في الحيوانات الحية ، والتوصيف النسيجي ، وتقديم مثال على العلاج في الفئران الحاملة للورم.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
تمت الموافقة على بروتوكول الدراسة الموصوف هنا من قبل NCI في لجنة فريدريك لرعاية واستخدام الحيوان. تم اعتماد NCI-Frederick من قبل AAALAC International ويتبع سياسة خدمة الصحة العامة لرعاية واستخدام المختبر. تم توفير رعاية الحيوانات وفقا للإجراءات الموضحة في "دليل رعاية واستخدام المختبر (المجلس القومي للبحوث، 2011; مطبعة الأكاديميات الوطنية ، واشنطن العاصمة).
1. تحضير الخلايا للحقن
ملاحظة: تم عزل الخلايا الأولية لورم دماغ الفأر (MBRs) المستخدمة في هذا النموذج في الأصل من فئران TRP GEM التي يسببها عقار تاموكسيفين ، كما هو موضح في El Meskini et al.5. يمكن العثور على تفاصيل حول إعداد الخلية في هذا المرجع.
- نفذ الخطوات التالية باستخدام تقنية معقمة في خزانة السلامة البيولوجية.
- زراعة خلايا ورم الدماغ الأولية في المختبر حتى تصل إلى مرحلة النمو الأسي.
- احصد الخلايا في 0.25٪ من التربسين ، وبمجرد فصلها ، قم بتخفيفها بوسط نمو لتعطيل التربسين.
- حبيبات الخلايا عن طريق الطرد المركزي في 400 × غرام وغسل مع وسائل الإعلام خالية من المصل. كرر مرة واحدة قبل العد.
- عد الخلايا يدويا أو باستخدام عداد خلايا آلي. أعد تعليق الخلايا في ميثيل سلولوز معقم بنسبة 5٪ في محلول ملحي مخزن بالفوسفات 1x (PBS) بالتركيز المطلوب ، بناء على حجم الحقن النهائي البالغ 2 ميكرولتر. قد يختلف تركيز الخلية المطلوب بناء على خط الخلية ونموذج ورم الدماغ. بالنسبة لخلايا GBM GEM TRP ، نقوم بحقن 2 ميكرولتر من محلول 25 × 106 خلايا / مل ، أو 50000 خلية.
2. سلالة الماوس
- تولد أو شراء سلالة الفئران المناسبة التي تتطابق مع خلفية سلالة خلايا ورم الدماغ. بالنسبة لخلايا TRP ، استخدم الفئران B6D2F1 / J البالغة من العمر 9 أسابيع (من تقاطع بين إناث C57BL / 6J [B6] وذكور DBA / 2J [D2]) كمتلقين للخلايا السرطانية.
3. إعداد المنطقة الجراحية
ملاحظة: يتم إجراء جميع الخطوات الجراحية باستخدام تقنية معقمة في بيئة نظيفة ومعقمة. يجب أن يرتدي الجراح الدعك ومعدات الحماية الشخصية ، بما في ذلك القناع. يجب تعقيم الأدوات الجراحية بالحرارة قبل الاستخدام.
- ضع واقيات السطح تحت جهاز التجسيم وعلى سطح العمل.
- قم بتوصيل أنبوب الفينيل من آلة التخدير بمنفذ IN لمنصة التخدير الغازي لجهاز التجسيم ، وأنبوب آخر بمنفذ OUT.
- قم بتوصيل الشاشة الرقمية بمصدر طاقة وبالجهاز.
- قم بتوصيل وحدة تحكم micropump (الشكل 1A) بمصدر طاقة وقم بتوصيل المضخة الدقيقة (الشكل 1A) بذراع المعالج للجهاز (انظر أيضا تعليمات الشركة المصنعة).
- اضبط المضخة الدقيقة على 5.6 نانولتر / ثانية لحقن حجم 2000 نانولتر.
- قم بتشغيل معقم الخرزة الساخنة.
- قم بتوصيل وسادة تسخين الماوس بجهاز التحكم في درجة الحرارة وقم بتوصيله بمصدر طاقة. ضع اللوحة على منصة المسرح. اضبط درجة حرارة اللوحة على 37 درجة مئوية.
- قم بتحميل حقنة دقيقة 30 جرام ، مع الحرص على عدم إدخال فقاعات. أدخل المكبس وأرفق الإبرة. تأكد من إمساك الإبرة من لوحة التحكم فقط. اضغط على المكبس حتى يتم توزيع قطرة من خليط خلية ميثيل سلولوز من خلال الإبرة. نظف الإبرة باستخدام وسادة تحضير كحول بنسبة 70٪ عن طريق مسح جوانب الإبرة بعناية ، أو عن طريق وضع وسادة شاش معقمة على سطح العمل ونشافها. احرص على عدم ثني أو كسر الإبرة.
- قم بتوصيل المحقنة الدقيقة بالمضخة الدقيقة وقم بتدوير ذراع المناور بعيدا عن المسرح ، لمنع إزاحة إبرة المحقنة قبل وضع الماوس على المسرح.
4. تحضير الفأر للجراحة
- تخدير الماوس عن طريق وضعه في غرفة الحث مع ضبط مبخر الأيزوفلوران على 2.5٪ ، أو وفقا للإرشادات المؤسسية. قم بتشغيل تدفق الأيزوفلوران إلى الأنف.
- انقل الماوس إلى الجهاز التجسيمي وثبته في مخروط الأنف ، مع وضع الأسنان العلوية على دعامة مخروط الأنف (الشكل 1 ب ، 9). شد المقبض الموجود على مخروط الأنف لتأمينه (الشكل 1 ب). تأكد من مستوى مناسب من التخدير عن طريق إجراء قرصة إصبع القدم للتحقق من رد الفعل.
- راقب الأذنين والقدمين والأغشية المخاطية بحثا عن اللون (الوردي) لضمان الأوكسجين الكافي. أيضا ، راقب معدل التنفس (قد تشير الزيادة أو النقصان إلى الحاجة إلى ضبط مستويات الأيزوفلوران).
- أدخل قضبان الأذن (الشكل 1 ب) في كلتا الأذنين وشد المقبض لتأمين الرأس.
- ضع مرهم العين لتليين العينين أثناء تخدير الفأر.
- استخدم ملقط منحني لنتف الشعر على رأس الفأر إلى منطقة أكبر بنسبة 150٪ من الشق المخطط له ، لضمان ظروف معقمة مناسبة.
- حقن 0.5-1 ملغ/كغ من تسكين البوبرينورفين SR تحت الجلد، أو استخدم مسكنا آخر معتمدا من البروتوكول.
- ضع مسبار المستقيم للفأر لمراقبة درجة الحرارة الداخلية ومنع انخفاض حرارة الجسم بسبب التخدير. حافظ على درجة حرارة جسم الفأر بين 36.5 و 38.5 درجة مئوية.
- تعقيم المجال الجراحي باستخدام الدوائر الخارجية ، بالتناوب بين فرك الجراحية والإيثانول ثلاث مرات.
- باستخدام ملقط لسحب الجلد مشدود ، قم بعمل شق حوالي 1 سم بشفرة المشرط ، بدءا من بين العينين. يجب أن تكون bregma مرئية من خلال شق.
ملاحظة: للحصول على تقنية معقمة مناسبة ، المس موقع الجراحة فقط بأطراف الأدوات المعقمة ، وضع أطراف الأدوات على سطح معقم فقط (مثل الجزء الداخلي من حزمة أدوات التعقيم). - استخدمي الطرف الخشبي للقضيب ذي الرؤوس القطنية لكشط الأنسجة الضامة الزائدة ، ثم الطرف القطني لقضيب آخر حتى يجف.
5. حقن الخلايا
- أعد ذراع المعالج مع ملحق المحقنة فوق الماوس ، مع شد المقبض لتأمينه. استخدم المقابض X و Y في المستوى الأفقي لتحريك حامل المحقنة فوق bregma. اخفض الإبرة باستخدام مقبض Z لتأكيد موضع البريغما. اضبط وحدة تحكم القراءة الرقمية على الصفر.
- استخدم مقابض X و Y والقراءات الرقمية المقابلة لتحريك الإبرة إلى الموضع المطلوب. بالنسبة لموقع القشرة القشرية ، تكون الإحداثيات المناسبة 3 مم خلفية ، و 2 مم جانبية يمين إلى بريجما ، وعمق 2 مم من الأم الجافية. استخدم مقبض Z لتحريك الإبرة إلى سطح الجمجمة.
- ثقب ثقب في الجمجمة باستخدام حقنة 1 مل مع إبرة 25 G المرفقة. ضع شطبة الإبرة باتجاه المحقنة والإبرة الدقيقة 30 جم ، وقم بتدوير ذراع المعالج بعناية إلى الجانب. باستخدام الإبهام والإصبع ، لف الإبرة ذهابا وإيابا ببطء مع ضغط لطيف حتى يخترق طرف الإبرة غطاء الجمجمة.
- استخدم أداة تطبيق قطنية لمسح أي دم بعيدا عن فتحة الإبرة. استبدل ذراع المناور إلى الموضع المناسب بإبرة حقنة دقيقة محملة فوق الفتحة. قم بمحاذاة طرف الإبرة مع الفتحة ، باستخدام مقبض Z لخفض الإبرة وصولا إلى الجافية الدماغية ، واضبط وحدة التحكم في القراءة الرقمية على الصفر.
- باستخدام مقبض Z ، اخفض الإبرة 1 مم ، ثم انتظر دقيقة واحدة. كرر حتى يتم الوصول إلى العمق المطلوب (2 مم كما هو موضح).
ملاحظة: يتم خفض الإبرة ببطء لمنع حدوث تلف إضافي لأنسجة المخ المحيطة والتدفق العكسي لمحلول الخلية. - ابدأ تشغيل المضخة الدقيقة ، ثم راقبها للتأكد من توقف المضخة عند حقن 2 ميكرولتر. يجب أن تستغرق هذه العملية حوالي 6 دقائق بالسرعة المحددة. ثم انتظر 1 دقيقة قبل تحريك الإبرة.
6. إزالة الإبرة وإغلاق الجرح
- ارفع الإبرة 1 مم ثم انتظر دقيقة واحدة. كرر حتى تصبح الإبرة خالية تماما من الجمجمة.
- إذا لزم الأمر ، استخدم قضيبا برأس قطني لمسح أي دم بعيدا عن موقع الحقن.
- باستخدام الطرف الخشبي لقضيب ذو رأس قطني ، خذ قطعة صغيرة من شمع العظام (~ 1 مم) وشكلها على شكل مخروط. ضعه في الفتحة في الجمجمة ، وادفع الشمع في الحفرة.
- قم بتسخين الملقط باستخدام معقم الخرزة واستخدمه لإذابة الشمع المتبقي على الجمجمة وتنعيمه.
- ضع ما يقرب من قطرتين من محلول بوبيفاكايين (مخدر) في الشق واستخدم ملقط لسحب حواف الجلد معا.
- اسحب الجلد مشدودا وضع مشبكا أو اثنين من مشبك الجرح لإغلاق الجلد.
- ضع الماوس في قفص استرداد نظيف على وسادة تدفئة في منطقة خالية من السحب ، وراقب الماوس عن كثب. اسمح للفأر بالاستيقاظ تماما من التخدير ، واستئناف النشاط الطبيعي ، قبل إعادته إلى السكن العادي.
- تحقق من الماوس يوميا بعد الإجراء الجراحي وقم بإدارة الألم ، وفقا للإرشادات المؤسسية.
- إذا تم استخدام البوبرينورفين SR (الخطوة 4.6) للتسكين ، فإن تركيبة الإطلاق المستدام تستمر لمدة 72 ساعة. كرر الحقن فقط في حالة وجود ألم أو إزعاج مرئي بعد 72 ساعة. عند إجراؤها بشكل صحيح ، تتعافى الفئران جيدا من الحقن داخل الجمجمة ولا تكون هناك حاجة إلى تسكين إضافي.
- قم بإزالة الدبابيس بعد 7-10 أيام من الجراحة.
- مراقبة نمو الورم عن طريق تصوير الحيوانات الحية (MRI).
- القتل الرحيم للفئران عند الوصول إلى نقاط النهاية الإنسانية (أي إذا فقد الحيوان 20٪ من وزن الجسم أو أصبح منخفض الحرارة).
- نظرا للطبيعة الغازية لأورام المخ هذه ، راقب الفئران بحثا عن أعراض عصبية ، مثل المشية غير المتساوية أو الشلل الجزئي أو الدوران أو إمالة الرأس. القتل الرحيم للفأر إذا لوحظت أي من هذه العلامات السريرية لنمو الورم المتقدم.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
يجب مراقبة الفئران المحقونة بخلايا ورم المخ يوميا بحثا عن علامات نمو الورم مثل النوبات أو الرنح أو فقدان الوزن. يمكن أيضا مراقبة نمو ورم الدماغ عن طريق التصوير بالرنين المغناطيسي على فترات منتظمة. تسمح فحوصات التصوير بالرنين المغناطيسي الأسبوعية بتصور زيادة عبء الورم داخل الدماغ وقياسات حجم الورم (الشكل 1C). على وجه الخصوص ، تظهر أورام TRP نموا عدوانيا ، ويمكن قياس أحجام الورم ثلاثية الأبعاد عن طريق التصوير بالرنين المغناطيسي في غضون 2 إلى 3 أسابيع بعد الحقن داخل الجمجمة (بمتوسط حجم 30 إلى 4...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
النماذج قبل السريرية ضرورية لتقييم الأهداف العلاجية الجديدة واستراتيجيات العلاج الجديدة في GBM. تتمتع نماذج الفئران المعدلة وراثيا ل GBM بميزة حدوث الورم في الموقع الأصلي ، ولكن غالبا مع زمن انتقال طويل ونمو ورم لا يمكن التنبؤ به13. تظهر أورام نموذج GEM زمن انتقال من 4-5 أشهر ، والنافذة الزمنية المثالية للتصوير والتوظيف والعلاج متغيرة بين الفئران الفردية. يحتوي نموذج تقويم العظام على جدول زمني راسخ للنمو والعلاج من 4-5 أسابيع ، ويتم اكتشاف الأورام بشكل موثوق بواسطة التصوير بالرنين المغناطيسي بعد ا...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
يعلن أصحاب البلاغ عدم وجود تضارب في المصالح.
شكر وتقدير
كولاغا على المساعدة التقنية الممتازة وللسيدة ميشيل ل. غومبريخت على صقل التقنيات الجراحية. نشكر الدكتور فيليب إل مارتن على تحليل علم الأمراض والسيدة ليليا إليفا والدكتور جوزيف كالين من برنامج تصوير الحيوانات الصغيرة في مختبر فريدريك الوطني لإجراء فحوصات التصوير بالرنين المغناطيسي.
تم تمويل هذا المشروع كليا أو جزئيا بأموال اتحادية من المعهد الوطني للسرطان ، المعاهد الوطنية للصحة ، بموجب العقد رقم HHSN261201500003I. لا يعكس محتوى هذا المنشور بالضرورة آراء أو سياسات وزارة الصحة والخدمات الإنسانية ، ولا يعني ذكر الأسماء التجارية أو المنتجات التجارية أو المنظمات موافقة حكومة الولايات المتحدة.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| 5٪ ميثيل السليلوز في 1X PBS ، معقم | Millipore Sigma | M7027 | |
| 1 مل حقنة توبركولين ، طرف الانزلاق | BD | 309659 | |
| 6 "قضيبات قطنية مقلوبة | Puritan | S-18991 | |
| منصة مسرح قابلة للتعديل | David Kopf Instruments | نموذج 901 | |
| نصائح حاجز الهباء | فيشر Scientific | 02-707-33 | |
| ضمادات تحضير الكحول معقمة ، كبيرة - 2.5 × 3 بوصة | PDI | C69900 | |
| B6D2 & nbsp ؛ سلالة الفأر (C57Bl / 6J x DBA / 2J) | جاكسون مختبر | جاكس # 10006 | |
| التخصصات الجراحية | لشمع العظام | 901 | |
| بوبيفاكائين 0.25٪ | هنري شاين | 6023287 | |
| بوبرينورفين SR | ZooPharm | n / a | |
| أنابيب الفينيل الشفافة 1 / 8ID X 3 / 16OD | UDP | T10004001 | |
| CVS زيوت التشحيم مرهم العين | CVS صيدلية | 247881 | |
| مشارط يمكن التخلص منها ، # 10 شفرة | مشرط Miltex | 16-63810 | |
| آلة تخدير الغاز مع توصيل الأكسجين وصندوق التخدير | قد يستخدم المحقق | منشأة المعدات القياسية | |
| الغاز منصة التخدير للفئران | ديفيد كوبف إنسترومنتس | موديل 923-B | |
| GraphPad Prism | Graphpad | Prism ؛ 9 الإصدار 9.4.1 | |
| هاميلتون 30 ز إبرة, ½ ", محور صغير, نقطة PST 3 | هاميلتون | طلب | |
| هاميلتون حقنة ميكرولتر دقيقة, 1701 RN, لا إبرة 10 & مايكرو; L | Hamilton | 7653-01 | |
| معقم الخرز الساخن مع الخرز | أدوات العلوم الدقيقة | 18000-45 | |
| Invitrogen Countess 3 عداد الخلايا الآلي | فيشر Scientific | AMQAX2000 | |
| IsoFlurane | Piramal Critical | Care 29404 | |
| وسادات تحضير كحول الأيزوبروبيل | PDI | C69900 | |
| ITK_SNAP (الإصدار 36.X ، 2011- حاضر) | مختبر بن للحوسبة والعلوم (PICSL) في جامعة بنسلفانيا ، ومعهد الحوسبة العلمية والتصوير (SCI) في جامعة يوتا | ||
| KOPF أداة تجسيمية للحيوانات الصغيرة مع وحدة تحكم القراءة | الرقمية David Kopf Instruments | Model 940 | |
| Masterflex Fitting ، PVDF ، مستقيم ، مخفض خرطوم شوكة ، 1/4 "معرف × 1/8" معرف | Masterflex | HV-30616-16 | |
| لوحة تسخين الماوس | ديفيد كوبف إنسترومنتس | PH HP-4M | |
| ماوس مسبار المستقيم | ديفيد كوبف إنسترومنتس | PH RET-3-ISO | |
| Nalgene Super Versi-Dry Surface | Protectors ThermoFisher Scientific | 74000-00 | |
| P20 ماصة | جيلسون | F123600 | |
| بوفيدون اليود المقشر الجراحي | Dynarex | 1415 | |
| منعكس 9 مم جرح مشبك قضيب | أدوات العلوم الدقيقة | 12031-09 | |
| منعكس 9 مم مزيل مشبك الجرح | أدوات العلوم الدقيقة | 12033-00 | |
| منعكس 9 مم مقاطع الجرح | أدوات العلوم الدقيقة | 12032-09 | |
| ملقط Semken ، | أدوات العلوم الدقيقة | 11009-13 | |
| وحدة تحكم في درجة الحرارة | ديفيد كوبف إنسترومنتس | PH TCAT-2LV | |
| Trypsin-EDTA (0.25٪) | ThermoFisher Scientific | 25200056 | |
| Tuberculin بإبرة 25 جرام ، طرف انزلاق | BD | 309626 | |
| UltraMicroPump 3 مع وحدة تحكم Micro2T | أدوات الدقة العالمية | موديل UMP3T |
المراجع
- Tamimi, A. F., Juweid, M. Epidemiology and Outcome of Glioblastoma. Glioblastoma. , (2017).
- Robertson, F. L., Marques-Torrejon, M. A., Morrison, G. M., Pollard, S. M. Experimental models and tools to tackle glioblastoma. Disease Models & Mechanisms. 12 (9), (2019).
- Wen, P. Y., Kesari, S. Malignant gliomas in adults. The New England Journal of Medicine. 359 (5), 492-507 (2008).
- Haddad, A. F., et al. Mouse models of glioblastoma for the evaluation of novel therapeutic strategies. Neuro-Oncology Advances. 3 (1), (2021).
- El Meskini, R., et al. A preclinical orthotopic model for glioblastoma recapitulates key features of human tumors and demonstrates sensitivity to a combination of MEK and PI3K pathway inhibitors. Disease Models & Mechanisms. 8 (1), 45-56 (2015).
- Song, Y., et al. Evolutionary etiology of high-grade astrocytomas. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (44), 17933-17938 (2013).
- Cancer Genome Atlas Research Network. Comprehensive genomic characterization defines human glioblastoma genes and core pathways. Nature. 455 (7216), 1061-1068 (2008).
- Motomura, K., et al. Immunohistochemical analysis-based proteomic subclassification of newly diagnosed glioblastomas. Cancer Science. 103 (10), 1871-1879 (2012).
- Choyke, P. L., Dwyer, A. J., Knopp, M. V. Functional tumor imaging with dynamic contrast-enhanced magnetic resonance imaging. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 17 (5), 509-520 (2003).
- Raza, S. M., et al. Identification of necrosis-associated genes in glioblastoma by cDNA microarray analysis. Clinical Cancer Research. 10, 212-221 (2004).
- Raza, S. M., et al. Necrosis and glioblastoma: a friend or a foe? A review and a hypothesis. Neurosurgery. 51 (1), 2-12 (2002).
- Hambardzumyan, D., Bergers, G. Glioblastoma: defining tumor niches. Trends in Cancer. 1 (4), 252-265 (2015).
- Kijima, N., Kanemura, Y. Glioblastoma. Mouse Models of Glioblastoma. , Exon Publications. (2017).
- Casanova, F., Carney, P. R., Sarntinoranont, M. Effect of needle insertion speed on tissue injury, stress, and backflow distribution for convection-enhanced delivery in the rat brain. PloS One. 9 (4), 94919(2014).
- Jin, F., Jin-Lee, H. J., Johnson, A. J. Mouse Models of Experimental Glioblastoma. Gliomas. , Exon Publications. (2021).
- Zalles, M., Towner, R. A. Pre-Clinical Models and Potential Novel Therapies for Glioblastomas. Gliomas. , Exon Publications. 1-13 (2021).
- Wierzbicki, K., et al. Targeting and therapeutic monitoring of H3K27M-mutant glioma. Current Oncology Reports. 22 (2), 19(2020).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
