التصوير الذاتي لتقييم فسيولوجيا الطحالب الحمراء

ملخص

يصف هذا البروتوكول التصوير الذاتي خطوة بخطوة وتقييم تغيرات البروتين النباتي في الطحالب الحمراء بناء على التحليل الطيفي. هذه طريقة خالية من الملصقات وغير مدمرة لتقييم التكيف الخلوي مع الموائل المتطرفة ، عندما تتوفر المواد النادرة فقط وتنمو الخلايا ببطء ، أو لا تنمو على الإطلاق ، في ظل ظروف المختبر.

الملخص

تحتوي الطحالب الحمراء (Rhodophyta) على بروتينات نباتية وتستعمر الموائل ذات الضوء الخافت ، ولكن بعضها (على سبيل المثال ، بعض أنواع Chroothece ) يمكن أن تتطور أيضا تحت أشعة الشمس الكاملة. معظم نباتات الرهودوفيت حمراء ، ولكن بعضها يمكن أن يبدو مزرقا ، اعتمادا على نسبة البروتينات الصفراوية الزرقاء والحمراء (phycocyanin و phycoerythrin). يمكن للبروتينات الفيزيائية المختلفة التقاط الضوء بأطوال موجية متنوعة ونقله إلى الكلوروفيل أ ، مما يجعل عملية البناء الضوئي في ظل ظروف ضوئية مختلفة جدا ممكنة. تستجيب هذه الصبغات لتغيرات الموائل في الضوء ، ويمكن أن يساعد تألقها الذاتي في دراسة العمليات البيولوجية. باستخدام Chroothece mobilis ككائن نموذجي ووضع مسح لامدا الطيفي في مجهر متحد البؤر ، تمت دراسة تكيف أصباغ التمثيل الضوئي مع أضواء أحادية اللون مختلفة على المستوى الخلوي لتخمين ظروف النمو المثلى للأنواع. أظهرت النتائج أنه حتى عندما تم عزل السلالة المدروسة من كهف ، فقد تكيفت مع شدة الضوء الخافتة والمتوسطة. الطريقة المقدمة مفيدة بشكل خاص لدراسة الكائنات الحية التي لا تنمو أو تنمو ببطء شديد في ظل ظروف المختبر ، وهو ما يحدث عادة بالنسبة لأولئك الذين يعيشون في الموائل القصوى.

المقدمة

يمكن أن تنمو الطحالب الحمراء ، مثل جنس Chroothece ، في الموائل القاسية ، حيث يتعين عليها في كثير من الأحيان التعامل مع التغيرات البيئية الملحوظة¹. تتكرر الفيضانات والجفاف في المناطق شبه القاحلة حيث يمكن العثور على هذا الجنس ، وقد تم الإبلاغ عن بعض الأنواع في الجداول أو المنحدرات أو الكهوف أو حتى المياه الحرارية². ومع ذلك ، في معظم الأحيان ، تؤدي المتغيرات البيولوجية ، مثل المنافسة أو الرعي ، إلى إبعاد الأنواع إلى ظروف غير مثالية لنموها. وبما أن هذه الكائنات غالبا ما يكون من الصعب استزراعها، وإما أنها لا تنمو أو تنمو ببطء شديد في ظل ظروف المختبر، فإن أحد القيود الرئيسية هو حجم العينة المتاح. لذلك ، من المهم جدا اتباع الأساليب غير المدمرة أو الأساليب التي تنطوي على الحد الأدنى من معالجة العينات ^3,4.

يمكن مراقبة المهارات الفسيولوجية اللازمة للبقاء على قيد الحياة في هذه البيئات القاسية من خلال اتباع التغييرات في أنظمة التمثيل الضوئي الخاصة بهم. يمكن الكشف عن آليات التمثيل الغذائي وكفاءة التمثيل الضوئي والحساسية للضوء أو ظروف الثقافة من خلال ملامح انبعاث مضان الصباغ ، بسبب التغيرات الدقيقة في نقل الطاقة أو محاصرة⁵،⁶،^7،8.

يمكن استخدام التألق الذاتي للمركبات الخلوية كعلامة للتشخيص الخلوي أو كمؤشر طبيعي للحالة الخلوية أو التمثيل الغذائي استجابة للإشارات الخارجية والداخلية من خلال التغيرات في الانبعاثات⁹. ويمكن استخدامه أيضا للتمييز بين المجموعات المختلفة تصنيفيا من الكائنات الحية التي تقوم بعملية البناء الضوئي¹⁰. اعتمادا على الموقف التطوري للكائنات الحية الدقيقة الضوئية ، يمكن للمرء أن يجد ميزات مضان مختلفة في الجسم الحي. لذلك ، تمت محاولة تحديد تصنيفي يعتمد على الخصائص في الجسم الحي للتألق الضوئي (بما في ذلك امتصاص التألق وأطياف الانبعاث) في عدة مناسبات^11,12. بسبب التنوع في الأصباغ الملحقة بين أصناف العوالق النباتية ، يمكن استخدام الاختلافات في الأطوال الموجية التي يتم فيها تحفيز مضان الكلوروفيل أ (Chl a) ، أو الاختلافات في أطياف الانبعاثات ، لاستنتاج التصنيف¹³. لا تعتمد أطياف الإثارة والانبعاث الفلورية في الجسم الحي لهذه العينات على شعب الطحالب فحسب ، بل تعتمد أيضا على تكيف النظام الضوئي¹⁴. كفاءة نقل الطاقة إلى Chl a ، أو نسبة Chl a إلى أصباغ الملحقات ، ومحتوى الصباغ الخلوي حساس لظروف النمو⁵.

الطحالب الحمراء ، وخاصة Chroothece ، لديها العديد من أصباغ الفلورسنت الملحقات - البروتينات الفيزيائية والكاروتينات. يركز الأول في phycobilisomes المرتبطة بالثايلاكويدات من البلاستيدات الخضراء. يمكن للبروتينات الفيزيائية (phycocyanin و phycoerythrinو allophycocyanin) التقاط الضوء بأطوال موجية مختلفة ونقله إلى Chl a ، مما يجعل التمثيل الضوئي في ظروف الضوء والثقافة المختلفة جدا^{ممكنا 15}. على سبيل المثال ، يمكن أن تنمو أنواع Chroothece داخل الكهوف أو تظهر تقريبا في تيارات جيرية مالحة قليلا².

تؤثر الأضواء أحادية اللون على نمو الكائنات الحية الضوئية وتكوينها الصباغي ، وقد تمت دراستها لمنع أو التحكم في نمو الكائنات الحية الضوئية في الكهوف. أظهر Mulec et al. أن الإضاءة الحمراء المخصبة تعزز نمو البكتيريا الزرقاء والطحالب والنباتات¹⁶. أفادت الدراسات السابقة أيضا أن الضوء الأخضر يؤثر على تكوين صبغة البكتيريا الزرقاء¹⁷ ، بينما كشفت دراسات أخرى أن الضوء الأخضر يمنع نمو معظم الكائنات الحية التي تقوم بعملية التمثيل الضوئي وأن بعض البكتيريا الزرقاء تظهر انخفاضا في الثايلاكويدات وأضعف متوسط شدة^{مضان 18}.

لفهم قدرة Chroothece ككائن نموذجي للتغلب على الظروف القاسية ، تعرضت الخلايا المستزرعة لشدة الضوء المتزايدة والضوء أحادي اللون (أخضر أو أحمر)¹⁵ ، لمعرفة كيفية تكيفها مع الظروف المعتمة للكهوف (حيث يسود الضوء الأحمر). يستنسخ البروتوكول المقدم هنا تأثير المتغيرات المذكورة أعلاه على البروتينات الفيزيائية ل Chroothece على المستوى الخلوي باستخدام التألق الذاتي الخاص به.

في الوقت الحاضر ، يستخدم التألق بشكل شائع كأداة لدراسة الاستجابات الفسيولوجية للنباتات الوعائية والطحالب الدقيقة والطحالب الكبيرة والبكتيريا الزرقاء^13،14،16. يعد الفحص المجهري الفلوري الطيفي متحد البؤر أداة رائعة للدراسات في الجسم الحي لتقييم فسيولوجيا عينات التمثيل الضوئي على مستوى الخلية الواحدة 10،¹⁷،¹⁸،¹⁹،^{20 ،} من خلال تجنب المشاكل المرتبطة بمعدل النمو المنخفض في المختبر والصعوبات في الحصول على كتلة حيوية كافية للاستخراج المرتبط وطرق الكيمياء الحيوية⁸ . بمجرد معالجة الخلايا في ظل ظروف ثقافة مختلفة لمدة 2 أسابيع ، يمكن قياس ملف مسح لامدا في الجسم الحي. على الرغم من وجود العديد من المنشورات التي تم فيها استخدام أطوال موجية مختلفة من الإثارة عن طريق التصوير متحد البؤر³،⁴،10،¹⁷ ، يمكن اكتشاف معظم البروتينات الفيزيائية و Chl a باستخدام خط إثارة الطول الموجي 561 نانومتر ^، ويتراوح الانبعاث المكتشف من 570 إلى 760 نانومتر الطول الموجي. استندت هذه المعايير إلى تحليل تم إجراؤه سابقا¹⁰ مع أصباغ نقية تجارية (الجدول 1) عن طريق التصوير متحد البؤر والنتائج التي تم الحصول عليها في أنواع الطحالب المختلفة²⁰،^21،22.

اصباغ	λفلوريداماكس (نانومتر)	λ EX (نانومتر)
		351	364	458	476	488	514	543	633
تشل أ	660.9-678.1	43.4 ± 1.8	11.2 ± 0.2	1.8 ± 0.05	2.0 ± 0.08	12.2 ± 0.7	6.0 ± 0.3	4.2 ± 0.16	80.7 ± 1.5
آر بي	569.2-583.3	5.9 ± 0.6	5.9 ± 0.16	11.1 ± 0.04	42.2 ± 0.3	100.0 ± 0	90.0 ± 0.3	99.2 ± 0.08	-
	652.1-668.6	-	-	1.5 ± 0.01	3.7 ± 0.04	26.7 ± 0.5	8.7 ± 0.16	11.1 ± 0.16	11.3 ± 0.2
سي بي سي	636.2-676.4	2.3 ± 0.04	1.0 ± 0.01	0.6 ± 0.004	0.7 ± 0.008	2.0 ± 0.08	2.0 ± 0.04	3.3 ± 0.16	33.6 ± 0.9
APC-XL	667.3-683.8	15.1 ± 1.5	9.6 ± 0.98	1.0 ± 0.04	1.2 ± 0.08	5.9 ± 0.7	4.1 ± 0.5	23.2 ± 3.5	91.4 ± 2.3

الجدول 1: معلومات الصباغ النقي المستخدمة لتشغيل تحليل مسح لامدا. يوضح هذا الجدول قمم الانبعاث والكتفين / الحد الأقصى لنطاق التألق لمختلف الفلوروكرومات / الأصباغ عن طريق القياس الطيفي للتصوير متحد البؤر لجميع الأطوال الموجية للإثارة ، والنسبة المئوية لانبعاث الضوء بواسطة الأصباغ / الفلوروكرومات. تم حساب القيم بالصيغة: = MFI * 100/255. كل قيمة هي المتوسط ± SE (يعني ± الخطأ القياسي من المتوسط). تم استخدام أصباغ نقية لمعايرة مجهر ليزر المسح البؤري على النحو التالي^1،2،10. تم الحصول على الكلوروفيل أ من السبانخية أوليراسيا ، R-phycoerythrin (R-PE) من Porphyra tenera ، و C-phycocyanin (C-PE) من Spirulina sp. تم إذابة جميع الأنواع في الماء المقطر المصفى. تم الحصول على Allophycocyanin-XL (APC-XL) من Mastigocladus laminosus ، الذي تم إذابته في كبريتات الأمونيوم (60٪) وفوسفات البوتاسيوم (الرقم الهيدروجيني = 7) لتحقيق تركيز 38 mM. تم إجراء عمليات المسح باستخدام 400 ميكرولتر من كل محلول صبغي (تركيز 1 مجم / مل) باستخدام غرفة سفلية زجاجية مغطاة ب 8 آبار.

تعد دراسة الطول الموجي للإثارة الواحدة تقريبية أولى مفيدة. ومع ذلك ، في هذه الحالة ، من الضروري توضيح المساهمة النسبية للمجمعات المختلفة في إشارة التألق ، والتي يوصى بإجراء نسبة مضان أو تحليل الطيف عند عدة أطوال موجية ، من بين طرق أخرى.

البروتوكول

تم استخدام نوع الطحالب Chroothece mobilis في هذه الدراسة. تم الحصول على هذا النوع من الطحالب الدقيقة Edaphic SE إسبانيا ، مجموعة MAESE 20.29. نظرة عامة على البروتوكول موضحة في الشكل 1.

الشكل 1: نظرة عامة على الدراسة. يتم تحضين Chroothece mobilis في ظل ظروف الموائل القاسية ، مثل الأضواء أحادية اللون المختلفة ، لمدة 2 أسابيع. يتم تقييم التأثير على فسيولوجيا Chroothece عن طريق التألق الذاتي للبروتينات الموجودة في phycobilisome والأنظمة الضوئية باستخدام مجهر المسح بالليزر متحد البؤر. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

1. إعداد العينة

1. تحضير لقاح Chroothece mobilis من ثقافة أجار المجموعة عن طريق نقله إلى وسط SWES السائل (الجدول 2).
   ملاحظة: SWES "Seewasser + Erddekokt + Salze" = وسط مياه البحر²³.
2. الحفاظ على جميع الثقافات لمدة أسبوعين مع فترة ضوئية فاتحة / داكنة 16: 8 عند 20 درجة مئوية تحت ظروف شدة الضوء الأبيض المنخفضة (LL: 80 μM / m² / s) ودون اهتزاز ، حتى يتم الحصول على كثافة الخلية المطلوبة (انظر الخطوة 1.3).
   ملاحظة: ظروف ضوء النمو هي 80 ميكرومتر / م² / ثانية شدة الضوء (إشعاع التمثيل الضوئي النشط ، PAR). تستخدم هذه الظروف كظروف الإضاءة المنخفضة (التحكم). ويرد في الجدول 2 تكوين وسيط SWES.
3. إجراء عمليات تلقيح للتجارب المختلفة في مرحلة الاستزراع الأسي بكثافة خلية 5 × 10³ خلايا / مل في صفيحة 24 بئرا ، باستخدام 1 مل لكل بئر.
   ملاحظة: قم بإجراء عد الخلايا باستخدام غرفة Neubauer²⁴ ، وقم بتخفيف الثقافة باستخدام SWES كلما لزم الأمر.

SWES تكوين متوسط
مكون	تركيز
KNO3	1.98 مللي متر
ك2هبو4	115 ميكرومتر
مغسو4	81 ميكرومتر
زنسو4 ، 7 ساعة2س	17 نانومتر
منسو4 ، 7 ساعة2س	45 نيوتن متر
H 3BO3 ، 4H2O	3.1 مللي متر
Co(NO3)2	17 مللي متر
Na2MoO4 ، 6H2O	21 نانومتر
كوسو4 ، 2 ساعة2س	0.1 نيوتن متر
فيسو4 ، 5 ح2س	13 ميكرومتر
EDTA ، 7H2O	11 ميكرومتر
فيتامين B12	5 ميكروغرام
مستخلص التربة	30 مل
مياه النهر المصفاة	455 مل

الجدول 2: تكوين SWES المتوسط.

2. إعادة إنتاج ظروف موائل الطحالب المتطرفة: تأثير الضوء أحادي اللون الأخضر والأحمر

1. أضف 1 مل من مزرعة الخلايا من مزرعة المخزون المحضرة بكثافة الخلية المذكورة أعلاه (الخطوة 1.2) لتلقيح كل بئر من صفيحة 24 بئرا.
2. الحفاظ على ثقافة الخلية مغطاة لمدة 2 أسابيع لإعادة إنتاج تأثير الضوء أحادي اللون.
   1. استخدم المرشح الأخضر الذي يسمح للضوء الأخضر بالمرور من 470 إلى 570 نانومتر مع ذروة عند الطول الموجي 506 نانومتر (وفقا لمواصفات الشركة المصنعة ؛ انظر جدول المواد) وتعريضه للثقافة²⁵.
   2. استخدم المرشح الأحمر الذي يسمح بالضوء الأحمر بين 590 و 720 نانومتر والقمم عند 678 نانومتر (وفقا لمواصفات الشركة المصنعة ؛ انظر جدول المواد) لتعريضه للثقافة²⁵.
      ملاحظة: يتم استخدام شدة الضوء الأبيض المنخفضة (LL: 80 μM / m² / s ؛ انظر جدول المواد) كعنصر تحكم في شدة الضوء لمقارنة التأثيرات التي تم الحصول عليها. وحدات شدة الضوء المستخدمة هي ميكرومول في الثانية ومتر مربع (μmol ^{m-2 s-1}) أو كثافة تدفق الفوتون الضوئي (PPFD).

3. التصوير الذاتي

ملاحظة: يوضح الشكل 2 إعداد برنامج التصوير (انظر جدول المواد).

1. قم بتشغيل جميع مكونات مجهر المسح بالليزر متحد البؤر المقلوب (CLSM ؛ انظر جدول المواد) ، بما في ذلك الليزر.
2. قم بتركيب الخلايا من كل بئر تجريبي للوحة 24 بئرا في وسط نمو SWES إلى طبق سفلي زجاجي 35 مم (انظر جدول المواد) للتصوير.
3. اختر هدف غمر الجلسرين 63x / 1.30 NA وضع الجلسرين فوق العدسة (انظر جدول المواد).
4. ضع لوحة البئر على مرحلة المجهر وتأكد من أن العينة لا تتحرك أثناء التقاط الصورة.
5. توسيط العينة في مسار الضوء والتركيز على مركز الخلية عن طريق اختيار المستوى ذي الكثافة الفلورية الأعلى.
6. افتح برنامج الحصول على الصور واختر xyλ من القائمة المنسدلة في وضع الاستحواذ²⁶.
7. حدد خط الإثارة لليزر إلى 561 نانومتر DPSS ، و 8 بت من النطاق الديناميكي ، و 1024 × 1024 بكسل.
   ملاحظة: تأكد من أن المجهر متحد البؤر يحتوي على ليزر DPSS 561 نانومتر أو ليزر الضوء الأبيض (WLL).
8. اجمع أطياف انبعاث التألق في عرض النطاق الترددي 10 نانومتر وحجم خطوة لامدا البالغ 4 نانومتر ضمن نطاق 570-760 نانومتر.
9. اضبط الثقب على 1 وحدة Airy وقم بتشغيل اكتساب مسح لامدا.
10. كرر هذه العملية عدة مرات قدر الإمكان في مجالات مختلفة لجمع كمية مقبولة من البيانات للتحليل الإحصائي (عادة ما يكون الانحراف المعياري أقل من 10٪ ²²).
11. كرر الخطوة الأخيرة في ظل ظروف مختلفة (تحت الأضواء الحمراء والخضراء) واحفظ البيانات.
    ملاحظة: استخدم نفس إعدادات الاكتساب للعينات والظروف المختلفة لمقارنة التحليل الإحصائي وإجرائه.

الشكل 2: إعداد البرنامج. واجهة مستخدم برنامج التصوير لإعداد معلمات مسح لامدا. (A) من اليسار إلى اليمين ، لتحديد وضع الاستحواذ xyλ من القائمة المنسدلة ، التي تتوافق مع الخطوة 3.6 في البروتوكول ، ولتحديد نوع عدسة الغمر الصحيح ، المقابل للخطوة 3.3 في البروتوكول. تأكد من إزالة أي مرشح من مسار الضوء في الخطوة 3.9. (ب) تتوافق لوحة إعداد معلمات مسح لامدا مع الخطوة 3.8 في البروتوكول. (ج) قم بتشغيل فحص لامدا في الخطوة 3.10. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

4. معلمات لتقييم فسيولوجيا Chroothece

1. بمجرد الحصول على مسح لامدا ، انقر فوق نافذة القياس الكمي في الجزء العلوي من البرنامج (كما هو موضح في الشكل 3) لتقييم أطياف انبعاث التألق المجمعة. انتقل إلى نافذة فتح المشروع وحدد ملف xyλ واحدا (الشكل 3).
2. حدد تحليل ملف تعريف المكدس في برنامج التصوير.
3. حدد منطقة الاهتمام (ROI) البالغة 4 ميكرومتر² في وسط الخلية لتحليل متوسط شدة التألق (MFI). تصدير البيانات بتنسيق CSV.
   ملاحظة: من المهم تجنب وجود وحدات البكسل السوداء (للتأكد من أن وحدات البكسل المحددة تحتوي على قيم موجبة) والحفاظ دائما على عائد استثمار بنفس الحجم.
4. كرر هذه العملية مع خلايا مختلفة في ظل ظروف مختلفة لإنتاج بيانات كافية لإجراء التحليل الإحصائي.
5. افتح ملفات CSV لتحديد قمم الانبعاثات الفلورية المختلفة من البروتينات النباتية والكلوروفيل لجميع عائد الاستثمار المقاس.
   1. حدد بيانات مضان phycoerythrin-phycocyanobilin (PE-PCB ؛ 620 نانومتر) ، C-phycocyanin (CPC ؛ 648 نانومتر) ، allophycocyanin (APC ؛ 660 نانومتر) ، والكلوروفيل a (Chl a ؛ 680 نانومتر) ، على التوالي ، في ملف csv.
6. قم بإنشاء جدول جديد يحتوي على جميع قيم التألق القصوى التي تم الحصول عليها من كل قمة من البروتين النباتي والكلوروفيل وارسم البيانات على رسم بياني.
7. إجراء التحليل الإحصائي.
   1. تحليل ما إذا كانت البيانات التي تم الحصول عليها تلبي الحالة الطبيعية و homoscedasticity²⁷.
   2. انتقل إلى تحليل اختبار t^27,28 إذا كان الشرط الأول صحيحا. إذا لم يكن كذلك ، فقم بإجراء اختبار Mann-Whitney U²⁹.
   3. ضع في اعتبارك الاختلافات المهمة عند قيم p <0.05.

الشكل 3: تقييم التألق الذاتي للكروموثيس. لإجراء تحليل التألق الذاتي ، تأكد من تحديد نافذة القياس الكمي وملف xyλ واحد في نافذة المشاريع المفتوحة (الخطوة 4.1) ؛ حدد تصور ملف تعريف المكدس (الخطوة 4.2) ؛ حدد عائد استثمار 4 ميكرومتر² في وسط الخلية وانقر فوق الزر تقرير لتصدير بيانات مسح Lambda بتنسيق CSV (الخطوة 4.3). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

النتائج

يمتص الكلوروفيل أ بشكل عام الأطوال الموجية الزرقاء والحمراء للضوء المرئي ، بينما تستخدم البروتينات الفيزيائية الأطوال الموجية الخضراء والصفراء والبرتقالية⁷. إن التألق الذاتي لهذه الأصباغ يجعل النهج الأول لدراسة البروتينات النباتية وسلوك الكلوروفيل في ظل الظروف التجريبية والميدانية ممكنا.

من خلال مقارنة البيانات التي تم الحصول عليها والتخطيط على الرسوم البيانية المختلفة ، يمكن تمييز التغييرات الكبيرة في متوسط شدة التألق (MFI) (الشكل 4). أظهر...

المناقشة

تنمو بعض الطحالب الحمراء أحادية الخلية أو الاستعمارية ، مثل Chroothece ، ببطء في المختبر ، ولكنها تحتوي على مركبات ذاتية متعددة يمكن تحليلها عن طريق التحليل الطيفي تحت مجهر متحد البؤر ، حيث يمكن اكتشاف الاختلافات في قمم انبعاث الصباغ. سمح لنا الفحص المجهري الفلوري الطيفي متحد البؤر بإجراء دراسات في الجسم الحي لتقييم تكيف أو تأقلم الكائنات الحية الضوئية⁸،10،^17،18،19

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة

الاسم	الشركة	رقم فهرسي	التعليقات
µ-Dish 35 مم ، قاع زجاجي مرتفع	Ibidi	81158-24
لوحة البئر الأسود	Ibidi	82406	قاع مسطح وواضح للفحص المجهري عالي الإنتاجية
حاضنة الطحالب	باناسونيك	MLR-352-PE
مجهر المسح الضوئي بالليزر متحد البؤر	Leica Microsystems	SP8 TCS-Flask
	Fisher Scientific	15380591	يمكن شراؤها من متجر محلي أو متاجر عبر الإنترنت.
مرشح أخضر	PNTA ، مرشحات LEE	-	يمكن شراؤها من متجر محلي أو متاجر عبر الإنترنت.
HC PL APO 63X / 1.30 GLYC CORR CS2	Leica Microsystems	506353	برنامج الحصول على صور عدسة الغمر بالجلسرين
. LAS X	Leica Microsystems	SP8	TCS-مصدر
الضوء	باناسونيك	FL40SSENW / 37MLR-352-PE
مقياس الضوء الكمي	DeltaOhm & nbsp ؛	DO 9721-R
	R Core Team ، 2020	4.0.2.	-
مرشح أحمر	PNTA ، مرشحات LEE	-	يمكن شراؤها من متجر محلي أو متاجر عبر الإنترنت.
SWES المتوسطة	جامعة مورسيا	-
نوع G الغمر السائل	Leica Microsystems	11513910	Glycerol