مقالة منهجية

ربط العصب الوركي الجزئي: نموذج فأر لألم الأعصاب المزمن لدراسة التأثير المضاد للحساسية للعلاجات الجديدة

DOI:

10.3791/64555

⸱

أكتوبر 6, 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 2Department of Anesthesiology, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 3Neuroscience Graduate Interdisciplinary Program, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 4Comprehensive Pain and Addiction Center, The University of Arizona, Tucson, 5Department of Anesthesiology and Pain Management, University of Texas Southwestern Medical Center

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يؤدي ربط العصب الوركي الجزئي إلى ألم الأعصاب المزمن طويل الأمد ، والذي يتميز باستجابات مبالغ فيها للمنبهات الحرارية والميكانيكية. يستخدم نموذج الفأر هذا لألم الأعصاب بشكل شائع لدراسة العلاجات المبتكرة لإدارة الألم. توضح هذه المقالة بالتفصيل الإجراء الجراحي لتحسين التوحيد والتكاثر.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لا تزال إدارة الألم المزمن صعبة حتى يومنا هذا ، وترتبط العلاجات الحالية بالآثار الضارة ، بما في ذلك التسامح والإدمان. ينتج ألم الأعصاب المزمن عن آفات أو أمراض في الجهاز الحسي الجسدي. للتحقيق في العلاجات المحتملة ذات الآثار الجانبية المنخفضة ، فإن نماذج الألم الحيوانية هي المعيار الذهبي في الدراسات قبل السريرية. لذلك ، تعد النماذج المميزة والموصوفة جيدا ضرورية لتطوير العلاجات المبتكرة والتحقق من صحتها.

الربط الجزئي للعصب الوركي (pSNL) هو إجراء يحفز ألم الأعصاب المزمن في الفئران ، ويتميز بفرط الحساسية الميكانيكية والحرارية ، والألم المستمر ، والتغيرات في درجة حرارة الأطراف ، مما يجعل هذا النموذج مناسبا تماما لدراسة آلام الأعصاب قبل السريرية. pSNL هو نموذج مفيد لدراسة آلام الأعصاب لأنه يعيد إنتاج العديد من الأعراض التي لوحظت في البشر الذين يعانون من آلام الأعصاب. علاوة على ذلك ، فإن الإجراء الجراحي سريع نسبيا ومباشر للأداء. يسمح pSNL أحادي الجانب لطرف واحد بإجراء مقارنة بين الكفوف المماثلة والمقابلة ، وكذلك تقييم التوعية المركزية.

للحث على فرط الحساسية للاعتلال العصبي المزمن ، يتم استخدام خيط نايلون 9-0 غير قابل للامتصاص لربط الثلث الظهري للعصب الوركي. تصف هذه المقالة الإجراء الجراحي وتميز تطور آلام الأعصاب المزمنة من خلال اختبارات سلوكية متعددة شائعة الاستخدام. نظرا لأنه يتم الآن التحقيق في عدد كبير من العلاجات المبتكرة لعلاج الألم المزمن ، تقدم هذه المقالة مفاهيم حاسمة للتوحيد القياسي ووصفا دقيقا للعمليات الجراحية المطلوبة للحث على آلام الأعصاب.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الألم المزمن هو قضية رعاية صحية كبيرة في جميع أنحاء العالم وهي واحدة من أكثر المشاكل الصحية تكلفة في الولايات المتحدة. تتم إدارة الألم المزمن بشكل أفضل عند استخدام كل من الطرائق الدوائية وغير الدوائية بطريقة متعددة التخصصات1. إدارة الألم المزمن أمر صعب ، وفي بعض الحالات ، لا يعالج الألم بشكل كاف2. لذلك ، هناك حاجة إلى طرق جديدة وتكميلية لتحسين إدارة الألم المزمن ، والنماذج الحيوانية ضرورية للتحقيق في العلاجات المبتكرة.

ينتج ألم الأعصاب المزمن عن آفات أو أمراض في الجهاز الحسي الجسدي ، بما في ذلك مرض السكري أو الالتهابات أو ضغط الأعصاب أو أمراض المناعة الذاتية3. يعتمد ألم الأعصاب على آليات التحسس المحيطية والمركزية وينشأ من آفة الأعصاب. يمكن أن يتميز هذا الألم بكل من فرط التألم والألم الخيفي الذي يثيره اللمس والحرارة ، والألم المستمر ، والتغيرات في درجة حرارة الطرف المصاب4. لفهم الآليات بشكل أفضل وتطوير علاجات جديدة ، تم تطوير العديد من النماذج في القوارض لتقليد أعراض وأسباب آلام الأعصاب5. على سبيل المثال ، يمكن إحداث ألم الأعصاب عن طريق حقن عامل العلاج الكيميائي ، وربط العصب الشوكي (SNL) ، وإصابة الانقباض المزمن (CCI) للعصب الوركي ، و pSNL ، وإصابة العصب المفقود ، واستئصال العصب الوركي ، وثلاثي العصبالوركي 6. والجدير بالذكر أن ربط العصب الوركي يعيد إنتاج سمات متعددة لألم الأعصاب التي لوحظت في البشر ، مثل فرط الحساسية الميكانيكية والحرارية ، أو التغيرات في درجة حرارة الطرف المصاب ، وهي سمة من سمات متلازمة الألم الإقليمية المعقدة (CRPS)7. وبالتالي ، فإن هذا النموذج مناسب تماما لدراسة CRPS أو أي إصابات عصبية أخرى تسبب آلام الأعصاب المزمنة. تم تطوير النموذج لأول مرة بواسطة Seltzer في 19908 ، ويستخدم على نطاق واسع في دراسات الألم للتحقيق في مركبات مسكنة جديدة أو تقييم الآثار المعرفية للألم المزمن9،10،11،12،13. يقدم النموذج قابلية عالية للتكاثر ، ويحافظ الربط الجزئي على الاستجابات السلوكية للمنبهات المحيطية6.

العديد من النماذج المستخدمة حاليا لديها أوجه قصور لم يتم ملاحظتها في pSNL. يحتوي نموذج CCI على تباين أعلى بكثير للإصابة بين كل اعتمادا على دفء المضيق ، ويغير بضع النفس الذاتي أرقام المخلب الخلفي مما يجعل النموذج غير مناسب للتحليل السلوكي6. نموذج SNL هو جراحة أكثر تعقيدا وأطول بكثير لا تتطلب مهارات تقنية متقدمة فحسب ، بل تنطوي أيضا على مخاطر عالية من العجز الحركيالشديد 3. لا تظهر أوجه القصور هذه في نموذج pSNL. إن سهولة التكاثر ، وقصر مدة الجراحة ، وتقليل خطر العجز الحركي الذي يظهر بعد العمل الجراحي يجعل هذا النموذج ذا قيمة لدراسة آلام الأعصاب المحيطية 8,14. ومع ذلك ، فإن إجراء الربط الجزئي نفسه يمكن أن يكون له تباين بين المجربين ، مما يؤدي إلى تناسق أقل في عدد الألياف العصبية المربوطة. وبالتالي ، فإن تقديم تفاصيل الجراحة أمر بالغ الأهمية لزيادة قابلية التكاثر بين الدراسات.

للحث على الاعتلال العصبي المزمن ، يتم استخدام خياطة نايلون 9-0 غير قابلة للامتصاص لربط ثلث عرض العصب الوركي. بعد الجراحة ، تكون الاستجابات للمنبهات الحرارية والميكانيكية مبالغا فيها ، بدءا من اليوم 1 بعد الجراحة وتستمر لأكثر من 50 يوما8. هنا ، تم تقييم كل من الحساسيات الحرارية والميكانيكية على مدار 28 يوما باستخدام اختبارات خيوط هارجريفز والصفيحة الساخنة وفون فراي. أظهرت جميع المقايسات السلوكية اتساق فرط الحساسية طويل الأمد. وقد ثبت أن هذا النموذج له تأثيرات تعتمد على الجرعة لكل من المورفين والإيبوبروفين ، مما يؤكد أنه مناسب تماما لدراسات الألم قبل السريرية. والجدير بالذكر أن هذه المقالة تصف التعليمات الخاصة بأداة زجاجية يدوية فريدة من نوعها ، يشار إليها باسم "خطاف زجاج الأعصاب". تستخدم هذه الأداة بدلا من الملقط لمعالجة العصب ومنع إصابة الأعصاب الإضافية غير المقصودة أثناء الجراحة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت الموافقة على جميع الإجراءات من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات بجامعة أريزونا وتتوافق مع المبادئ التوجيهية لاستخدام المختبر التابعة للمعاهد الوطنية للصحة (منشور المعاهد الوطنية للصحة رقم 80-23 ، 1966). تم إيواء الفئران البالغة C57Bl6 / J الخالية من مسببات الأمراض (الوزن عند الاختبار: 22-28 جم) في أقفاص فئران بيت الحيوان القياسية (خمسة فئران لكل قفص) في غرف يتم التحكم فيها بالمناخ في دورة الضوء / الظلام لمدة 12 ساعة وسمح لها بالوصول إلى الطعام والماء حسب الحاجة. تم إجراء جميع التجارب السلوكية من قبل مجربين أعمى عن ظروف العلاج.

1. خط الأساس: قياس الحساسية الميكانيكية

  1. عند وصول الفئران ، اسمح لهم بالتعود على منشأة الحيوانات لمدة 1 أسبوع. بعد ذلك ، تعويد الحيوانات على التعامل مع المجرب لمدة ≥7 أيام بعد ذلك.
  2. تعويد الفئران على جهاز اختبار فون فراي لمدة 1 ساعة قبل الاختبار عن طريق وضعها في صناديق زجاجية شفافة ، على شبكة سلكية ، في نفس غرفة غرفة الاختبار - ويفضل أن يكون ذلك مع وجود المجرب في الغرفة أثناء التعود.
  3. حدد عتبة انسحاب خط الأساس من خلال طريقة "صعودا وهبوطا" باستخدام خيوط فون فراي الموصوفة في الجدول التكميلي S1 ، بدءا من خيوط 3.61 (3.9 mN).
    1. قم بقياس استجابة الانسحاب لفحص المخلب الخلفي منتصف الأخمصية بسلسلة من الشعيرات الأحادية الدقيقة المعايرة (فون فراي). ضع كل خيوط بشكل عمودي مرة واحدة على السطح الأخمصي للمخلب الخلفي المماثل pSNL للحيوانات الموجودة في أقفاص شبكية سلكية معلقة. تقييم الحساسية الميكانيكية باستخدام طريقة "صعودا وهبوطا"15: تحديد عتبة الانسحاب عن طريق زيادة أو تقليل قوة التحفيز بالتتابع ، المقابلة لحجم الفتيل. تطبيق بالتتابع كل خيوط مرة واحدة.
      ملاحظة: يجب على المجرب تجنب تحفيز أي من وسادات القدم للحصول على نتائج متسقة بين الحيوانات.
    2. على سبيل المثال ، إذا لم يستجب الحيوان للخيوط 3.61 ، فاستخدم الفتيل 4.08 الأكثر سمكا (9.8 mN) (يتم ملاحظة الاستجابة بصريا على أنها سحب أو هز أو لعق المخلب المصاب) ؛ إذا استجاب الحيوان في المرة الأولى ، فاستخدم خيوط أرق 3.22 (1.6 mN). استمر في استخدام خيوط سميكة متناقصة أو متزايدة اعتمادا على ما إذا كان للحيوان استجابات لاحقة إيجابية أو سلبية ، على التوالي. الإبلاغ عن الردود السلبية والإيجابية في ورقة البيانات الواردة في الجدول التكميلي S1. اختبر نفس المخلب 4x بخيوط مختلفة بعد الاستجابة الإيجابية الأولى.

2. خط الأساس: قياس الحساسية الحرارية باستخدام اختبار هارجريفز

  1. عند وصول الفئران ، اسمح لهم بالتعود على منشأة الحيوانات لمدة 1 أسبوع. بعد ذلك ، تعويد الحيوانات على التعامل مع المجرب لمدة ≥7 أيام بعد ذلك.
  2. تعويد الفئران على جهاز اختبار Hargreaves لمدة 1 ساعة قبل الاختبار عن طريق وضعها في صناديق زجاجية شفافة ، في نفس غرفة غرفة الاختبار - ويفضل أن يكون ذلك مع وجود المجرب في الغرفة أثناء التعود.
    ملاحظة: يتطلب اختبار هارجريفز أن يقف الحيوان ثابتا لبضع ثوان. مع الفئران ، التعود هو مفتاح تجربة ناجحة. وبالتالي ، إذا ظلت الفئران نشطة للغاية بعد 1 ساعة من التعود ، اسمح لها بالتأقلم لفترة أطول حسب الحاجة.
    1. حدد زمن انتقال انسحاب المخلب كما هو موضح بواسطة Hargreaves et al.16. تأقلم الفئران داخل حاويات زجاج شبكي على لوحة زجاجية شفافة.
    2. ركز مصدر حرارة مشع (مصباح جهاز عرض عالي الكثافة) على السطح الأخمصي للمخلب الخلفي المماثل ل pSNL. اضبط شدة مصدر الحرارة للحصول على خط أساس لزمن انتقال سحب المخلب يبلغ حوالي 10 ثوان. بعد ذلك، حافظ على ثبات الشدة لبقية التجربة.
    3. انتظر حتى يقوم كاشف الحركة بإيقاف التحفيز والمؤقت تلقائيا عند سحب المخلب. استخدم حدا أقصى يبلغ 33.5 ثانية لمنع تلف الأنسجة.
      ملاحظة: يتم تحديد القطع بناء على التجارب والمقالات السابقة لتجنب أي تلف إضافي للجلد11،17،18. مع الشدة المستخدمة في هذه الدراسة ، 33.5 هو الحد الفاصل ، وهو ما يتوافق مع شدة التحفيز 30 (50 واط) باستخدام جهاز هارجريفز. السلوك المرصود هو سلوك انعكاسي ، وليس سلوكا إراديا.
    4. حدد زمن انتقال انسحاب المخلب الأساسي باستخدام جهاز Hargreaves واستهدف السطح الأخمصي للمخلب الخلفي المماثل pSNL. ابدأ التحفيز الحراري وسجل زمن انتقال الانسحاب. لتجنب التأثير على درجة حرارة التحفيز الحراري ، قم بتنظيف أي بول أثناء التجارب.

3. خط الأساس: قياس الحساسية الحرارية باستخدام اختبار اللوحة الساخنة

  1. تعويد الحيوانات على غرفة الاختبار لمدة 1 ساعة قبل الاختبار.
    ملاحظة: نظرا لأن درجة حرارة الغرفة مهمة ويمكن أن تؤثر على الاستجابات لاختبار اللوح الساخن ، تأكد من أن درجة حرارة الغرفة ثابتة حول 22 درجة مئوية خلال فترة التعود وخلال فترة الاختبار.
  2. اضبط لوح التسخين على 52 درجة مئوية ، حيث ثبت أن درجة الحرارة هذه تثير استجابة حرارية مكروهةبشكل مثالي 19.
  3. ضع الحيوان في غرفة الاختبار وابدأ الكرونومتر.
  4. راقب السلوكيات المزعجة (أي انسحاب المخلب ، واللعق ، والهز). نظرا لأن جراحة pSNL تؤثر على الطرف الخلفي ، فتجاهل أي سلوكيات لوحظت في الأطراف الأمامية (خاصة لعق الأطراف الأمامية).
  5. أوقف الكرونومتر بمجرد ملاحظة سلوك nocifensive.
  6. إزالة الحيوان من الغرفة وتسجيل الكمون لهذا السلوك.
    ملاحظة: أخرج الحيوانات من الحجرة بعد 30 ثانية كحد أقصى لمنع تلف الأنسجة. بالإضافة إلى ذلك ، من المهم ملاحظة أن السلوك المرصود هو سلوك انعكاسي ، وليس سلوكا إراديا.
  7. نظف غرفة الاختبار بنسبة 70٪ من الإيثانول بين الحيوانات لتقليل التأثير السلوكي للروائح. لتجنب التأثير على درجة حرارة التحفيز الحراري ، قم بتنظيف الجهاز من أي بول بين كل حيوان تم اختباره.
  8. لتأكيد النتائج ، قم بتسجيل مقاطع فيديو للحيوانات في غرفة الصفيحة الساخنة أثناء الاختبار للمراجعة بعد اختبار الحيوانات.
    ملاحظة: باستخدام مراجعة الفيديو لتحديد زمن الانتقال ، يمكن للمجرب مراقبة الاختبار بشكل متكرر وتحليل السلوكيات المزعجة التي ربما تم تفويتها أثناء المراقبة في الوقت الفعلي عن كثب.

4. التحضير قبل الجراحة

ملاحظة: تأكد من توفر أقفاص نظيفة لاستعادة الفئران بعد الجراحة. نظف المنطقة الجراحية بنسبة 70٪ من الإيثانول ، وعقم اليدين بنسبة 70٪ من الإيثانول ، واستخدم قفازات معقمة ، وارتد معدات الحماية الشخصية المناسبة (PPE) (معطف المختبر ، وشبكة الشعر ، وأغطية الأحذية) ، ومارس تقنيات معقمة طوال الجراحة.

  1. قم بإعداد الأدوات (الشكل التكميلي S1) والموارد الإضافية (الشاش) لاستخدامها في الجراحة عن طريق تعقيمها مسبقا.
  2. حث التخدير باستخدام إيزوفلوران متطاير وضبطه حسب الحاجة للحفاظ على المستوى الجراحي. تأكد من أن الأكسجين بمعدل تدفق مناسب.
  3. لضمان تخدير الحيوان ، قم بقرص أصابع القدم على مخلب خلفي بملاقط لضمان عدم وجود منعكس مخلب والتحقق من منعكس وميض القرنية قبل تطبيق مرهم التشحيم للعيون.
    ملاحظة: لا يمكن تقديم المسكنات في هذه الدراسة لأنها قد تغير مسار الألم المراد تحليله أو حتى تحييد وإبطال السلوك الذي يتم قياسه وفقا لأهداف أبحاث الألم20،21،22.
  4. عند اختيار الجانب الذي سيتم إجراء الجراحة عليه (يظهر اليسار هنا) ، احلق الساق الخلفية للحيوان حول منطقة الفخذ ، وبشكل سفلي نحو الرضفة ، ومتفوقا نحو الورك ، وفوق عظم الفخذ. امسح 3x بالكلورهيكسيدين في اتجاه واحد بثلاثة شاش منفصل ، بالتناوب مع محلول ملحي معقم دافئ.
    ملاحظة: من الآن فصاعدا ، تأكد من إجراء الجراحة لكل حيوان على نفس الجانب للحفاظ على الاتساق.
  5. قم بتمرير الساق من خلال شق مصنوع في ستارة معقمة مقاس 10 سم × 10 سم لإنشاء مجال معقم حول الساق المفضلة.

5. الإجراء الجراحي

  1. باستخدام مقص جراحي دقيق (الشكل التكميلي S1F) ، قم بعمل قطع صغير 2 مم من الجلد في خط الوسط من الجانب الجانبي للفخذ. حرك المقص تحت الجلد بحركة دائرية لاختراق اللفافة وإنشاء خلوص ، وتوسيع مساحة الشق.
  2. باستخدام ملقط الربط (الشكل التكميلي S1H) ، قم بإنشاء شق حاد عموديا بزاوية 90 درجة في عضلات الفخذ ، بعمق 1 سم.
  3. أدخل المقص الصغير الناعم (الشكل التكميلي S1G) في نفس الشق ، أيضا بزاوية 90 درجة ، وانشرها برفق لفصل العضلات. استمر في القيام بذلك حتى يتم تصور العصب الوركي.
  4. حدد موقع العصب الوركي ، الذي يمكن أن يبدو لامعا ورقيقا ، موازيا للفخذ العمودي ، في اتجاه الورك إلى الركبة. قم بإزالة المقص والملقط المربوط من الجسم قبل المتابعة.
  5. استخدم الملقط الدقيق الإضافي (الشكل التكميلي S1D) والخطاف الزجاجي العصبي (الشكل التكميلي S1E) لعزل العصب من الأسفل. حرر العصب بعناية من الأنسجة الضامة المحيطة في موقع بالقرب من المدور في عظم الفخذ ، وهو الأقرب إلى الورك والأبعد عن الركبة.
  6. اترك العصب يستقر على القضيب الزجاجي وتأكد من أن نهاية القضيب تمنع العصب من التدحرج.
  7. ضع عقدة جراحية لربط 1/3 من عرض العصب الوركي باستخدام خياطة نايلون 9-0 ، قبل أن تنقسم إلى فروع العصب الشظوي والظنبوبي والجداريالمشترك 3.
    ملاحظة: يحدث التفرع عندما يتدفق العصب الوركي أسفل الركبة ، بعيدا عن الورك. نظرا لأن هذه الفروع الثلاثة للعصب لها ثلاثة تعصيبات مختلفة ، فمن الضروري وضع العقدة الجراحية قبل التفرع لضمان نفس العجز العصبي في جميع جراحات الحيوانات.
  8. احرص على تثبيت الخيوط بالقرب من العقدة عند سحب الخيوط بإحكام ، حتى لا تشد العصب بقوة مفرطة لتجنب انزلاق العصب عن القضيب الزجاجي وتجنب المزيد من إصابات التمدد.
  9. قم بفك العصب بعناية من القضيب الزجاجي بمجرد اكتمال العقدة وإعادته إلى الموقع الأصلي عند المستوى أسفل العضلات المنفصلة.
  10. خياطة شق العضلات باستخدام خياطة بولي جليكوليك 5-0 قابلة للامتصاص. بشكل منفصل ، خياطة الجلد باستخدام خياطة البولي بروبلين 6-0 غير قابلة للامتصاص.
  11. سجل وقت توقف الجراحة والتخدير. اسمح للماوس بالاستيقاظ ، بمفرده في قفص التعافي ، قبل إعادته إلى قفص نظيف جديد.
    ملاحظة: طوال الجراحة ، اضغط على أصابع الحيوان لتأكيد الصيانة الكافية للتخدير ومراقبة تنفسه والتروية الجسدية (أحمر ، وردي ، شاحب). إذا انخفض التنفس بشكل كبير أو بدا الحيوان شاحبا ، ففكر في تقليل تدفق التخدير أو زيادة تدفق الأكسجين واحصل على حقنة مملوءة بمحلول ملحي جاهز للحقن تحت الجلد لإعادة ترطيب الحيوان. في جميع الأوقات ، يجب أن يكون للحيوان مصدر حرارة يوضع تحته للحفاظ على دفء الجسم.

6. إجراء جراحة الشام لحيوانات التحكم

  1. اتبع الخطوات 5.1-5.11 من العملية الجراحية ؛ استبعاد الخطوات من 5.4 إلى 5.9.

7. الاختبارات السلوكية بعد الجراحة

ملاحظة: تأكد من أن المجرب أعمى عن أي علاج. سوف يتطور ألم الأعصاب المزمن على مدى 2 أسابيع بعد الجراحة ، وبعد ذلك يمكن إجراء الاختبارات السلوكية بعد إدارة المركبات ذات الأهمية.

  1. استخدم اختبار فون فراي أو هارجريفز أو اللوح الساخن لتقييم كل من فرط الحساسية الحرارية والميكانيكية وانعكاسها المحتمل.
  2. قم بإزالة أي من الدراسة إذا كان يفي بمعايير نقطة النهاية كما هو موضح من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية.
  3. القتل الرحيم للحيوانات باتباع الإجراءات الموضحة من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية في نهاية الاختبار السلوكي.

8. تحليل البيانات

  1. فون فراي:
    1. قم بتحليل البيانات باستخدام الطريقة اللابارامترية لديكسون ، كما وصفها تشابلان وزملاؤه23 ، وعبر عن البيانات على أنها متوسط عتبة الانسحاب.
      1. في الصفحة الرئيسية للبرنامج المرجعي (انظر جدول المواد) ، حدد جميع الخيوط التي تم استخدامها للدراسة (2.44 و 2.83 و 3.22 و 3.61 و 4.08 و 4.31 و 4.56). في لوحة المجموعة ، حدد الفتيل المقابل للمحاكاة الأخيرة. في المربع الفارغ ، أبلغ عن الردود الإيجابية (X) والسلبية (o). اكتب الحدود المبلغ عنها في المربع الموجود على يسار نمط الردود المرصود.
        ملاحظة: يرد مثال على النمط والقياس الكمي في الشكل التكميلي S2.
  2. هارجريفز ولوح ساخن:
    1. قم بالإبلاغ عن زمن الانتقال في جدول بيانات لمزيد من التحليل الإحصائي.
    2. ارسم النتائج كمتوسط للحساسيات (العتبات أو زمن الوصول) كدالة للوقت.

9. تعليمات حول كيفية جعل هوك الزجاج العصبي

ملاحظة: مارس السلامة من الحرائق طوال هذه العملية. ارتد الحماية المناسبة ، مثل القفازات المقاومة للحرارة أو النظارات حسب الضرورة.

  1. قم بتشغيل موقد بنسن.
  2. أمسك أحد طرفي القضيب الزجاجي (A) بالنار بيد واحدة. عندما يذوب هذا القضيب الزجاجي ، استخدم قضيبا زجاجيا آخر (B) في اليد الأخرى لتوجيه وسحب الزجاج الذائب على القضيب A. قم بإزالة القضيب الزجاجي A من النار واترك نهاية الجزء المصهور يتدحرج بشكل طبيعي إلى الداخل لتشكيل شكل كرة صغيرة. استخدم القضيب الزجاجي B لتوجيه هذا الشكل.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم إحداث ألم الأعصاب المزمن من خلال الربط الجزئي للعصب الوركي لذكور الفئران C57Bl6 / J (الشكل 1 أ). تم تقييم الحساسية الميكانيكية باستخدام خيوط فون فراي وطريقة "صعودا وهبوطا". تم تقييم الحساسية الحرارية للحرارة باستخدام اختبارات Hargreaves والألواح الساخنة. تم تحليل جميع البيانات بمقاييس متكررة ثنائية الاتجاه ANOVA مع تصحيح Geisser-Greenhouse ، لمقارنة تأثير جراحة pSNL على الحيوانات الوهمية بمرور الوقت أو تأثيرات جرعات مختلفة من المورفين والإيبوبروفين.

أظهرت الفئر...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

غالبا ما يتطلب علاج الألم المزمن أدوية طويلة الأمد ، مما يجعل إدارة الألم أمرا صعبا. وبالتالي ، فإن النماذج قبل السريرية هي أداة أساسية لتقييم الفوائد المحتملة للعلاجات المبتكرة التي تعتمد على الأساليب الدوائية أو غير الدوائية. تجلب النماذج العديدة لألم الأعصاب المزمن تحديات بسبب زيادة التباين في التقنيات الجراحية بين مختلف الباحثين ، مما يؤدي إلى تقليل قابلية التكاثر. وبالتالي ، من الضروري توصيف التأثيرات المحتملة المضادة للحساسية للعلاجات الجديدة في نماذج متعددة تتميز بشكل جيد وموحدة.

يوضح ه...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإبلاغ عنه. لم يتلق أي من مؤلفي المخطوطة أي مكافأة أو أي تعويض أو مكافأة بأي طريقة أخرى. لا ينتمي المؤلفون إلى أي بائع أو شركة أدوية مرتبطة بهذه الدراسة.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا البحث من قبل المركز الوطني للصحة التكميلية والتكاملية [R01AT009716 ، 2017] (M.M.I.) ، والمركز الشامل للألم المزمن والإدمان - جامعة أريزونا (M.M.I.) ، وبرنامج تدريب العلماء الطبيين (MSTP) في جامعة أريزونا ، كلية الطب ، توكسون.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
5/0 ، FS-2 ، 30 "غير مصبوغ PGA مضفر حمض البولي جليكوليك خياطة اصطناعية قابلة للامتصاصCP Medical421Ahttps://cpmedical.com/suturesearch/product/421a-visorb-50-fs-2-30/
6/0 ، P-1 ، 18 "خيوط أحادية البولي بروبيلين الأزرق غير قابلة للامتصاصCP Medical8697Phttps://cpmedical.com/suturesearch/product/8697p-polypro-60-p-1-18/
9/0 (0.3 متري) خيوط نايلون سوداء أحادية خياطةكريست بوينت للعيونMANI 1407https://crestpointophthalmics.com/mani-1407-suture-trape-spatula-nylon-black-mono-box-of-12.html
Allodynia Software الأدوات الوطنية ، LabView 2015التقدير الكمي لمتوسط عتبات الانسحاب (بيانات فون فراي)
C57Bl6 / J الفئران  مختبر جاكسون ، بار هاربور ، ME000664https://www.jax.org/strain/000664
حامل إبرة Castroviejoأدوات العلوم الدقيقة12565-14اختبار
الصفيحة الساخنةhttps://www.finescience.com/en-US/Products/Wound-Closure/Needle-Holders/Castroviejo-Needle-Holder/12565-14 BiosebBIO-CHPhttps://www.bioseb.com/en/pain-thermal-allodynia-hyperalgesia/563-cold-hot-plate-test.html
حامل شبكي معدني مرتفع ل Von FreyBiosebBIO-STD2-EVFhttps://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1689-elevated-metal-mesh-stand-30-cm-height-to-fit-up-to-2-pvf-cages.html
ملقط Graefe ناعمللغاية أدوات العلوم الدقيقة11152-10https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-curved-medium-point-general-purpose-forceps/16100110
حامل إبرة فاين كاستروفيجوSimovision / Geuder17565https://simovision.com/assets/Uploads/Brochure-Geuder-Ophthalmic-Surgical-Instruments-EN2.pdf
مقص ناعم (11.5 سم)أدوات العلوم الدقيقة14558-11https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-11
مقص ناعم (9 سم)أدوات العلوم الدقيقة14558-09https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-09
ملقط القزحيةأدوات العلوم الدقيقة11064-07https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Fine-Forceps/Iris-Forceps/11064-07
Micro Adson ملقطأدوات العلوم الدقيقة392487https://www.fishersci.com/shop/products/micro-adson-tissue-forceps-1x2-teeth-german-steel/13820072#?keyword=adson%20forceps
أقفاص حامل معيارية للفئران والفئرانBiosebBIO-PVFhttps://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1206-modular-holder-cages-for-rats-and-mice.html
Moretti / Effetre # 240 قضبان زجاجية زرقاء كوبالت فاتحة 4 ممEbayN / Ahttps://www.ebay.com/itm/402389491328?hash=item5db0485e80:g:agYAAOS
w9CtfnIVJ & amdata=enc
٪3AAQAHAAAwCoqvgWRo
NTe5Vq8PWOgfE4ygWeW4tL
k81J1AFu٪2Fkcbsk6pxYtJi6
digE5TL9SzlgMzYUMNDr٪2B
dku2٪2B٪2FEvB1qXqFmebE
020SGs9LPDXLL5w21un7jrM0
9xfWYvT izBYQYh6FRWyUJngC
uuA9Bkjb9lxtZoYlg5y6PyFR2P
34xFk5xaNC5ib65M1٪2Fr٪2F
4w2Iw45QqsSyXH2cuUKRom0
AGBoBaIr٪2BbJw1VnlMjGuc9dtx
4fbPbqoBNSWjj3RbZPOPTYS8Q
٪3D٪3D٪7Ctkp٪ 3ABk9SR4q6-
6LfYA
اختبار أخمصي للتحفيز الحراري - جهاز هارجريفزأوجو باسيل37570https://ugobasile.com/products/categories/pain-and-inflammation/plantar-test-for-thermal-stimulation
مقيمين حسيين لاختبار اللمس ، مجموعة من 20 خيوط أحاديةالساحل الشمالي الطبيةNC12775-99https://www.ncmedical.com/products/touch-test-sensory-evaluators_1278.html
ملقط ربطDuckworth & كينت2-504ER8https://duckworth-and-kent.com/product/tying-forceps-9/
الباردة

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hassett, A. L., Gevirtz, R. N. Nonpharmacologic treatment for fibromyalgia: patient education, cognitive-behavioral therapy, relaxation techniques, and complementary and alternative medicine. Rheumatic Disease Clinics of North America. 35 (2), 393-407 (2009).
  2. Hylands-White, N., Duarte, R. V., Raphael, J. H. An overview of treatment approaches for chronic pain management. Rheumatology International. 37 (1), 29-42 (2017).
  3. Campbell, J. N., Meyer, R. A. Mechanisms of neuropathic pain. Neuron. 52 (1), 77-92 (2006).
  4. Colloca, L., et al. Neuropathic pain. Nature Review Disease Primers. 3, 17002(2017).
  5. Colleoni, M., Sacerdote, P. Murine models of human neuropathic pain. Biochimica et Biophysica Acta. 1802 (10), 924-933 (2010).
  6. Challa, S. R. Surgical animal models of neuropathic pain: Pros and cons. International Journal of Neuroscience. 125 (3), 170-174 (2015).
  7. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33 (1), 87-107 (1988).
  8. Seltzer, Z., Dubner, R., Shir, Y. A novel behavioral model of neuropathic pain disorders produced in rats by partial sciatic nerve injury. Pain. 43 (2), 205-218 (1990).
  9. Hasnie, F. S., Wallace, V. C., Hefner, K., Holmes, A., Rice, A. S. Mechanical and cold hypersensitivity in nerve-injured C57BL/6J mice is not associated with fear-avoidance-and depression-related behaviour. British Journal of Anaesthia. 98 (6), 816-822 (2007).
  10. Ito, H., et al. Suvorexant and mirtazapine improve chronic pain-related changes in parameters of sleep and voluntary physical performance in mice with sciatic nerve ligation. PLoS One. 17 (2), 0264386(2022).
  11. Martin, L., et al. Conotoxin contulakin-G engages a neurotensin receptor 2/R-type calcium channel (Cav2.3) pathway to mediate spinal antinociception. Pain. 163 (9), 1751-1762 (2021).
  12. Peiser-Oliver, J. M., et al. Glycinergic modulation of pain in behavioral animal models. Frontiers in Pharmacology. 13, 860903(2022).
  13. Ramiro, I. B. L., et al. Somatostatin venom analogs evolved by fish-hunting cone snails: From prey capture behavior to identifying drug leads. Science Advances. 8 (12), (2022).
  14. Chung, J. M. Encyclopedia of Pain. Schmidt, R. F., Willis, W. D. , Springer. Berlin Heidelberg. 1299-1300 (2007).
  15. Zahn, P. K., Brennan, T. J. Primary and secondary hyperalgesia in a rat model for human postoperative pain. Anesthesiology. 90 (3), 863-872 (1999).
  16. Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32 (1), 77-88 (1988).
  17. Yeomans, D. C., Proudfit, H. K. Characterization of the foot withdrawal response to noxious radiant heat in the rat. Pain. 59 (1), 85-94 (1994).
  18. Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. Assessment of thermal pain sensation in rats and mice using the Hargreaves test. Bio-Protocol. 7 (16), 2506(2017).
  19. Hook, M. A., et al. The impact of morphine after a spinal cord injury. Behavioural brain research. 179 (2), 281-293 (2007).
  20. Loram, L. C., et al. Prior exposure to repeated morphine potentiates mechanical allodynia induced by peripheral inflammation and neuropathy. Brain, behavior, and immunity. 26 (8), 1256-1264 (2007).
  21. Green-Fulgham, S. M., et al. Oxycodone, fentanyl, and morphine amplify established neuropathic pain in male rats. Pain. 160 (11), 2634-2640 (2019).
  22. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Frontiers in Molecular Neuroscience. 10, 284(2017).
  23. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. Journal of Neuroscience Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  24. Jensen, T. S., Finnerup, N. B. Allodynia and hyperalgesia in neuropathic pain: clinical manifestations and mechanisms. Lancet Neurology. 13 (9), 924-935 (2014).
  25. Malmberg, A. B., Gilbert, H., McCabe, R. T., Basbaum, A. I. Powerful antinociceptive effects of the cone snail venom-derived subtype-selective NMDA receptor antagonists conantokins G and T. Pain. 101 (1-2), 109-116 (2003).
  26. Nakamura, Y., et al. Neuropathic pain in rats with a partial sciatic nerve ligation is alleviated by intravenous injection of monoclonal antibody to high mobility group box-1. PLoS One. 8 (8), 73640(2013).
  27. Sherman, K., et al. Heterogeneity in patterns of pain development after nerve injury in rats and the influence of sex. Neurobiology of Pain. 10, 100069(2021).
  28. Ba, X., et al. Cinobufacini protects against paclitaxel-induced peripheral neuropathic pain and suppresses TRPV1 up-regulation and spinal astrocyte activation in rats. Biomedicine Pharmacotherapy. 108, 76-84 (2018).
  29. Hao, Y., et al. Huachansu suppresses TRPV1 up-regulation and spinal astrocyte activation to prevent oxaliplatin-induced peripheral neuropathic pain in rats. Gene. 680, 43-50 (2019).
  30. Guo, J., et al. Effects of resveratrol in the signaling of neuropathic pain involving P2X3 in the dorsal root ganglion of rats. Acta Neurologica Belgica. 121 (2), 365-372 (2021).
  31. Ni, W., Zheng, X., Hu, L., Kong, C., Xu, Q. Preventing oxaliplatin-induced neuropathic pain: Using berberine to inhibit the activation of NF-kappaB and release of pro-inflammatory cytokines in dorsal root ganglions in rats. Experimental and Therapeutic Medicine. 21 (2), 135(2021).
  32. Wang, J., et al. Selective activation of metabotropic glutamate receptor 7 blocks paclitaxel-induced acute neuropathic pain and suppresses spinal glial reactivity in rats. Psychopharmacology. 238 (1), 107-119 (2021).
  33. Sun, C., Wu, G., Zhang, Z., Cao, R., Cui, S. Protein tyrosine phosphatase receptor type D regulates neuropathic pain after nerve injury via the STING-IFN-I pathway. Frontiers in Molecular Neuroscience. 15, 859166(2022).
  34. Coyle, D. E., Sehlhorst, C. S., Mascari, C. Female rats are more susceptible to the development of neuropathic pain using the partial sciatic nerve ligation (PSNL) model. Neuroscience Letters. 186 (2-3), 135-138 (1995).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة