مقالة منهجية

تطوير نموذج إصابة الكفة المدورة الشبيهة بالأرانب المزمنة لدراسة التليف والتنكس الدهني العضلي

DOI:

10.3791/64828

⸱

مارس 31, 2023

 ,  ,  , 
1School of Biomedical Sciences, Faculty of Medicine, The Chinese University of Hong Kong, 2Institute for Tissue Engineering and Regenerative Medicine, The Chinese University of Hong Kong, 3Center for Neuromusculoskeletal Restorative Medicine, The Chinese University of Hong Kong, 4Key Laboratory for Regenerative Medicine, Ministry of Education, School of Biomedical Sciences, The Chinese University of Hong Kong, 5Department of Orthopaedics and Traumatology, Faculty of Medicine, The Chinese University of Hong Kong

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تفصل هذه الدراسة إجراءات إنشاء إصابة الكفة المدورة للأرانب (RC) الشبيهة بالمزمنة. على وجه التحديد ، يتم إنشاء الإصابة في وحدة الأوتار العضلية / الأوتار العضلية تحت الكتف (SSC) لتقليد تشريح RC البشري والفيزيولوجيا المرضية ، بما في ذلك التنكس الدهني العضلي الحاد (FD). يمكن تطبيق هذا البروتوكول لدراسة إصابات RC وتقييم العلاجات التجديدية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يمكن أن تؤدي الفيزيولوجيا المرضية للسوار المدورة للأرنب (RC) إلى تغييرات تدريجية وتنكسية للغاية في العضلات والأوتار المرتبطة بها ، مما يؤثر سلبا على المعلمات ذات الصلة سريريا ، مثل قوة وتراجع وحدة وتر العضلات / الوتر العضلي ، مما يؤدي في النهاية إلى فقدان وظيفة الكتف والتأثير سلبا على نتائج إصلاح RC. تعد النماذج الحيوانية التي تحاكي جوانب تشريح RC البشري والفيزيولوجيا المرضية ضرورية لتعزيز الفهم المفاهيمي لتطور الإصابة وتطوير هندسة الأنسجة الفعالة والعلاجات القائمة على الطب التجديدي.

في هذا السياق ، يعد نموذج الأرنب تحت الكتف (SSC) مناسبا بسبب (i) تشابهه التشريحي مع وحدة العضلات والأوتار والعضلات البشرية فوق الشوكة (SSP) ، وهو موقع RC الأكثر إصابة. (ii) تشابهه الفيزيولوجي المرضي مع البشر من حيث التليف والتنكس الدهني العضلي (FD) ؛ و (ج) قابليتها للإجراءات الجراحية. لذلك ، فإن الهدف من هذه الدراسة هو وصف التقنيات الجراحية لإحداث إصابة SSC RC. باختصار ، يتضمن الإجراء عزل SSC عن طريق تحديد عضلة coracobrachialis متبوعة بقطع كامل السماكة عند تقاطع وتر العضلات ولف الطرف الحر لتقاطع وتر العضلات بأنبوب بنروز قائم على السيليكون لمنع إعادة الارتباط التلقائي. يتم إجراء التقييمات النسيجية لمراقبة تطور العضلات FD في 4 أسابيع بعد الجراحة باستخدام الهيماتوكسيلين ويوزين (H&E) بالإضافة إلى تلطيخ ماسون ثلاثي الألوان.

كان فقدان العضلات و FD واضحا بعد 4 أسابيع من قطع تقاطع وتر العضلات SSC ، على غرار الظروف الفيزيولوجية المرضية RC البشرية. يوضح هذا البروتوكول خطوات النجاح في إنشاء نموذج إصابة SSC RC شبيه بالأرانب المزمنة ، والذي يمكن أن يكون بمثابة أداة قوية لدراسة تغيرات العضلات الهيكلية المرتبطة بالفيزيولوجيا المرضية RC والمساعدة في تطوير استراتيجيات علاجية جديدة لتمزقات RC الشبيهة بالمزمنة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تتميز تمزق الكفة المدورة المزمنة (RC) بتغيرات تنكسية في العضلات والأوتار ، بما في ذلك ضمور العضلات ، وتراكم الأنسجة الدهنية ، والتليف ، مما قد يضر بنتائج إصلاح RC ويسبب في النهاية ألما في الكتف واختلالا وظيفيا1،2،3،4،5. لفهم التسبب في تمزق RC بشكل أفضل وتحسين النتائج الجراحية ، من الأهمية بمكان تطوير نماذج حيوانية مناسبة يمكنها محاكاة جوانب تشريح RC البشري والفيزيولوجيا المرضية. على وجه التحديد ، يجب أن تفي نماذج إصابة RC بالمعايير التالية: (i) تفتقر إلى الشفاء التلقائي بعد الإصابة. (ii) تحتوي على وجود كبير من التليف وضمور العضلات وتراكم الأنسجة الدهنية ؛ و (iii) أن تكون ذات حجم مناسب للسماح بتقريب التقنيات الجراحية المستخدمة في البشر6.

في هذا السياق ، يمكن استخدام عضلة الأرانب تحت الكتف (SSC) كنموذج حيواني دقيق وموثوق لدراسة الفيزيولوجيا المرضية RC ، نظرا لتشريحها الفريد واستجابتها الفيزيولوجية المرضية وخصائصها الميكانيكية الحيوية7. في الواقع ، يشبه تشريح الأرنب SSC RC فوق الشوكة البشرية (SSP) RC ، وهي وحدة وتر العضلات التي غالبا ما ترتبط بالإصابة الناجمة عن الإفراط في الاستخدام 8,9. على وجه التحديد ، يمر مجمع وتر الأرنب SSC عبر نفق عظمي وتحت عضلة coracobrachialis ، وهو مشابه للوضع في البشر حيث يمر مجمع وتر SSP عبر النفق العظمي تحت الأخرم وتحت الرباط الأخرم7. ينتج عن هذا التشابه التشريحي أن يخضع SSC للأرانب لحركات عضلية هيكلية مماثلة ل SSP البشري ، حيث ينتقل الوتر تحت الأخرم أثناء ارتفاع واختطاف عظم العضد 7,10.

علاوة على ذلك ، لوحظت تغيرات مرضية ، على غرار دموع RC البشرية11 ، في الأرنب بعد تمزق SSC. على وجه التحديد ، يخضع بطن العضلات ل FD شديد ، مع فقدان كبير في كتلة العضلات ، وانخفاض مساحة المقطع العرضي للألياف العضلية ، وزيادة السمنة. بالإضافة إلى ذلك ، قام Otarodifard et al. بتقييم الخصائص الميكانيكية الحيوية للأرنب SSC بعد (1) صف واحد ، (2) صف مزدوج ، و (3) تقنيات إصلاح RC المكافئة عبر العظام ، ووجدوا أن الخصائص الميكانيكية الحيوية الأولية لهذه الإصلاحات كانت مشابهة لإصلاحات SSP RC البشرية التي أجريت في عينات جثة12. على هذا النحو ، فإن التشابه التشريحي والفسيولوجي والميكانيكي الحيوي للأرانب SSC مع SSP البشري يجعله مفيدا لنمذجة إصابات RC.

على الرغم من استخدام العديد من أنواع الحيوانات بما في ذلك الجرذان والفئران والكلاب والأغنام في دراسة مرض RC وإصلاح6،13،14،15 ، فإن درجة الإصابة المزمنة هي أحد الاعتبارات الرئيسية. وذلك لأن تمزقات RC يمكن أن تكون بدون أعراض وقد يتم تشخيصها في كثير من الأحيان في وقت لاحق عندما يتضخم التمزق ويصبح مزمنا بطبيعته ، حيث يظهر كل من الوتر والعضلات تنكسا شديدا16،17،18. ومع ذلك ، فإن معظم نماذج إصلاح RC تستخدم نماذج الإصابات الحادة ، حيث يتم نقل الوتر السليم ثم إصلاحه على الفور19،20،21،22. يحدث هذا إلى حد كبير لأسباب تتعلق بالنفعية اللوجستية والسهولة التقنية ، مما أدى إلى عدد قليل من الدراسات التي تدرس الفيزيولوجيا المرضية RC في بيئة تشبه المزمنة. علاوة على ذلك ، قد تمتلك العديد من النماذج الحيوانية سمات تعيق استخدامها لدراسات RC المزمنة.

على سبيل المثال ، على الرغم من أن الجرذ قد استخدم على نطاق واسع لنمذجة تمزق RC والتدخل ، فإن عدم وجود تراكم دهني كبير بعد الإصابة يتناقض مع الحالة البشرية ، وصغر حجمه يجعل الإجراءات الجراحية المتكررة صعبة23. علاوة على ذلك ، على الرغم من أن Gerber et al. استخدم البنية التحتية للأغنام لدراسة ضمور العضلات و FD بعد تمزق RCالمزمن 24 ، إلا أن هناك بعض الاختلاف التشريحي بين الأغنام تحت الشوكة و SSP البشري ، بالإضافة إلى العديد من التحديات اللوجستية لدراسة وإسكان مثل هذا النموذج الحيواني الكبير. بالإضافة إلى ذلك ، طور Gerber et al. نموذجا لإصابة RC متأخرة في الأغنام عن طريق إطلاق الرأس السطحي للعضلة والوتر تحت الشوكة لتقليد ميزات تمزق RC المزمن ، ثم تقييم فعالية تقنيات الإصلاح المختلفة على الوتر في 4 إلى 6 أسابيع. لسوء الحظ ، كان لنموذج الأغنام الشبيه بالمزمن هذا قيود ، حيث أصبح من غير الممكن تمييز نهاية الوتر المفرج عنه عن النسيج الندبي أثناء العملية الجراحية الثانية25.

طور كولمان وآخرون أيضا نموذجا مزمنا لتمزق RC في الأغنام من خلال تغطية نهاية الوتر المتقاطع بغشاء اصطناعي في وقت الجراحة الأولية ، مما سمح بنشر المغذيات وتقليل تكوين النسيج الندبي بكفاءة حول الأنسجة المصابة ، مع تحسين التمييز بين الوتر والنسيج الندبي26. وفي الوقت نفسه ، اقترح تيرنر وآخرون أنه يجب إجراء إصلاح متأخر في غضون 4 أسابيع ، لأن إعادة الارتباط المباشر نادرا ما تحدث في تراجع الأوتار الهائل27. ساهمت هذه الدراسات معا في وضع بروتوكولات قابلة للتكرار وموثوقة للنجاح في إنشاء نموذج إصابة SSC RC يشبه الأرانب المزمنة.

في هذا البروتوكول ، يتم إنشاء نموذج إصابة RC الأرنب المزمن في 4 أسابيع ، حيث يمكن دراسة التغيرات المرضية المتعلقة بالتليف وضمور العضلات بوساطة FD من خلال التقييمات النسيجية. على وجه الخصوص ، يتيح لف الطرف الحر لتقاطع وتر العضلات باستخدام أنبوب بنروز قائم على السيليكون في وقت الجراحة الأولية التعرف بوضوح على أنسجة RC أثناء الإجراء الجراحي الثاني ، وبالتالي يسهل الإصلاح الآمن لدراسة شفاء RC مع وبدون تكبير السقالة. إجمالا ، قد يحاكي نموذج SSC الشبيه بالأرانب المزمن بشكل أفضل الفيزيولوجيا المرضية RC ويفرض الحد الأدنى من المتطلبات الفنية واللوجستية.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يجب إجراء جميع الإجراءات باستخدام تقنية جراحية معقمة في غرفة مجهزة بشكل مناسب مخصصة لجراحات الحيوانات وفقا لبروتوكول معتمد من لجنة أخلاقيات التجارب على الحيوانات بالمعهد. في هذه الدراسة ، تم إجراء جراحات الأرانب وفقا لبروتوكول معتمد من قبل لجنة أخلاقيات التجارب على الحيوانات بالجامعة الصينية في هونغ كونغ.

1. الإجراء الجراحي

  1. لتحضير المنطقة الجراحية ، قم بتسخين وسادة التدفئة وتغطيتها بستائر جراحية معقمة للحفاظ على درجة حرارة جسم الأرنب. بعد ذلك ، ضع الأدوات واللوازم الجراحية المعقمة (كما هو محدد في جدول المواد) ونظمها وفقا لتفضيل الجراح.
  2. الحث على التخدير عن طريق إعطاء 35 مغ/كغ من الكيتامين و5 ملغ/كغ من الزيلازين إلى الأرانب البيضاء النيوزيلندية (التي يتراوح وزنها بين 3.5 و4.5 كغ، حوالي 5-6.5 أشهر من العمر؛ استخدمت في هذه الدراسة ذكران وأرنب أنثى واحدة). بعد ذلك ، قم بتأكيد التخدير باستخدام اختبار قرصة المخلب و / أو الذيل.
  3. إذا كانت هناك حاجة إلى تخدير إضافي للحفاظ على المستوى الجراحي ، يتم تطبيق 10 ملغ / كغ من الكيتامين و 3 ملغ / كغ من الزيلازين عن طريق الوريد الوريدي الهامشي28 ومراقبة معدل تنفس الحيوان على فترات منتظمة من 5-10 دقائق.
  4. لتحضير النافذة الجراحية ، احلق موقع الشق المقصود (منطقة الجلد السطحية لوحدة وتر العضلات SSC) ونظفها بثلاثة تطبيقات متناوبة من البيتادين و 70٪ كحول. استخدم قطعة قطن لتطبيق البيتادين و 70٪ كحول بحركات دائرية (من الداخل إلى الخارج). استخدم مرهم العين للحفاظ على عيون الأرنب رطبة ومشحمة. تطبيق 20 ملغ/ كغ سيفاليكسين في العضل كعامل مضاد للعدوى.
  5. قم بعمل شق جلدي بطول 3-4 سم أسفل الترقوة ، وقم بتقسيم الفاصل الدالية الصدرية باستخدام مشرط جراحي رقم 11 ، وتراجع للوصول إلى الكتف (الشكل 1 أ ، ب).
  6. لتحديد موقع وحدة وتر العضلات SSC ، أولا ، حدد عضلة coracobrachialis (كنسيج يغطي ملحق وتر SSC) وتقسيمها. بعد ذلك ، حدد وتر SSC ، وأدخل مشبكا قائم الزاوية لكشف وتر SSC بالكامل عند إدخاله على الحدبة الأقل لعظم العضد (الشكل 1C).
  7. قبل إدخال الإصابة، يجب عزل وتر عضلة SSC (الشكل 1D) وتطبيق مخدر أثناء العملية (0.2 ملغ/كغ من 0.5٪ بوبيفاكايين) موضعيا بالقرب من موقع النقل. لف وحدة وتر العضلات SSC في أنبوب بنروز قائم على السيليكون (الشكل 1E) لمنع الارتباط غير المرغوب فيه بالأنسجة المحيطة والمساعدة في استرجاع الأنسجة لاحقا.
  8. للحث على الإصابة ، قم بإنشاء مقطع كامل السماكة عند تقاطع وتر العضلات باستخدام مشرط جراحي رقم 11 (الشكل 1F). عند الضرورة ، توقف عن النزيف عن طريق الضغط بقطعة من الشاش واستخدم محلول ملحي لري الجرح حسب الحاجة.
  9. لإغلاق الجرح ، استخدم خياطة حمض بولي جليكوليك 4-0 (PGA) لإعادة تقريب الأنسجة العضلية الدالية (الشكل 1G) وخياطة 4-0 نايلون لإغلاق جرح الجلد (الشكل 1H).
  10. تقديم رعاية ما بعد الجراحة من خلال إعطاء 0.03 ملغ/كغ من البوبرينورفين تحت الجلد كمسكن (مرة واحدة مباشرة بعد الجراحة ومرتين يوميا لمدة 48 ساعة29 ساعة التالية).
  11. اسمح للأرانب بالتعافي على وسادة تدفئة مغطاة وتطبيق طوق ناعم لمنع السلوك غير المرغوب فيه ، بما في ذلك تشويه الذات ، ولعق المواقع الجراحية ، وإزالة الغرز (الشكل 1I).
  12. مراقبة الحيوانات للوزن والتغيرات السلوكية. أبلغ عن أي انخفاض يزيد عن 10٪ من وزن الجسم وألم شديد لا يمكن السيطرة عليه (يتم تقييمه بناء على خمسة إجراءات سلوكية: شد الحجاج ، وتسطيح الخد ، وتغيرات شكل الأنف ، وتغيرات موضع الشارب ، وشكل الأذن وتغيرات الموضع) إلى الطبيب البيطري لتحديد ما إذا كان التدخل مثل القتل الرحيم المبكر مطلوبا.

2. حصاد العينة

  1. القتل الرحيم للأرانب في 4 أسابيع من وقت الإصابة. تخدير الأرانب وإعطاء جرعة قاتلة من بنتوباربيتال الصوديوم (أكثر من 60 ملغم / كغم). تأكيد الموت عن طريق بضع الصدر.
  2. تحديد رأس العضد واستئصاله جراحيا ، مع الحفاظ على الدرنات الأكبر والأصغر وجميع ملحقات الأنسجة الرخوة. ثبت مع 4٪ بارافورمالدهايد (PFA) لمدة 72 ساعة عند 4 درجات مئوية قبل نقله إلى محلول 10٪ حمض إيثيلين ديامينيترايتيك (EDTA) لمدة شهر واحد في درجة حرارة الغرفة (مع تغيير الوسائط كل 72 ساعة) لإزالة الكلس من العظام.
  3. بعد إزالة الكلس ، قم بإخضاع العينات للمعالجة النسيجية القياسية باستخدام تجفيف الإيثانول المتدرج ، وتضمين البارافين ، والتقسيم النسيجي (أقسام 8 ميكرومتر) ، والتلوين بالهيماتوكسيلين ويوزين (H&E) وحلول ماسون ثلاثية الألوان30،31،32.
  4. التقط الصور باستخدام المجهر العمودي بتكبير 10x.
  5. قم بإجراء شبه قياس كمي لصور H&E و Masson ثلاثية الألوان عن طريق قياس مساحة ونسبة العضلات والأنسجة الليفية والدهون داخل العضلات ، كما هو موضح سابقا33,34 باستخدام برنامج تصميم جرافيك من اختيارك. في هذا المثال، يتم استخدام برنامج Adobe Photoshop (https://www.adobe.com).
    1. حدد منطقة من لون معين تمثل نوعا معينا من الأنسجة باستخدام أداة العصا السحرية (الأحمر هو الأنسجة العضلية ، والأزرق هو التليف ، والأبيض يمثل الدهون).
    2. انقر على عناصر القائمة تحديد | معكوس | حفظ التحديد | قم بتسمية القسم.
    3. احسب عدد وحدات البكسل داخل المنطقة المحددة بالنقر فوق عناصر القائمة نافذة | سجل القياس | تسجيل القياس لتسجيل قيم البكسل هذه، وحساب النسبة المئوية لأنواع الأنسجة المحددة يدويا.

3. التحليل الإحصائي

  1. بالنسبة للبيانات النسيجية ، قم بإجراء التحليل الإحصائي باستخدام البرنامج التحليلي الذي تختاره. إجراء اختبار t للطالب لمقارنة عينتين مستقلتين بين المجموعة الضابطة والمصابة.
  2. عبر عن البيانات كمتوسط ± الخطأ المعياري للمتوسط. ضع في اعتبارك قيمة p <0.05 ذات دلالة إحصائية.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لتقييم مزمنة أمراض RC بعد نقل وحدات الأوتار العضلية SSC ، تم تمييز مورفولوجيا الأنسجة الشاملة والتغيرات الخلوية من خلال التقييم الإجمالي والتحليل النسيجي (تلطيخ H& E و Masson ثلاثي الألوان ، على التوالي) ، في 4 أسابيع بعد الإصابة (الشكل 2 ، الشكل 3 ، والشكل 4). أظهرت الصور التمثيلية لمورفولوجيا الأنسجة الإجمالية ظهور أنسجة بيضاء تشبه الدهون في عضلات SSC المصابة ، والتي كانت غائبة في المجموعة الضابطة (الشكل 2). أكد تلطيخ H&E فقدان خلوية العضلات وتنظيمها ، والذي تم استبداله بأعداد كبيرة من الخلايا الشحمية (مساحات فارغة محاطة بحواف رقيقة من السيتوبلازم تحتوي على نوى مضغوطة) في عضلات SSC المصابة بالنسبة للمجموعة الضابطة (الشكل 3 أ).

أظهر التقييم شبه الكمي لصور H&E درجة عالية من الخلايا الشحمية العضلية الموجودة في عضلات SSC المصابة (36.5٪ ± 8.5٪) بالنسبة للمجموعة الضابطة (0.69٪ ± 0.18٪) (الشكل 3 ب). أكد تلطيخ ثلاثي الألوان لماسون أيضا ضمور العضلات وترتيبات ألياف الكولاجين غير المنظمة في عضلات SSC المصابة بالنسبة للمجموعة الضابطة (الشكل 4 أ). أظهر التقييم شبه الكمي لصور ماسون ثلاثية الألوان انخفاضا في خلوية العضلات لعضلات SSC المصابة (41.3٪ ± 2.6٪) بالنسبة للمجموعة الضابطة (99.2٪ ± 0.16٪) (الشكل 4 ب). على الرغم من أن التقييم شبه الكمي الإضافي لم يظهر أي فرق كبير في تكوين الأنسجة الليفية بين عضلات SSC المصابة (22.3٪ ± 13.1٪) والمجموعة الضابطة (0.07٪ ± 0.05٪) ، فقد لوحظت درجة عالية من التليف في عضلات SSC المصابة (الشكل 4C). معا ، أظهر مورفولوجيا الأنسجة الإجمالية والتحليل النسيجي أن وتر عضلات الأرنب SSC المصاب أظهر ضمور عضلي شديد ، وتراكم دهني ، وتليف ، وهي سمات مميزة معروفة للفيزيولوجيا المرضية المزمنة RC.

figure-results-1
الشكل 1: الإجراء الجراحي لنموذج إصابة وتر العضلات SSC الشبيهة بالمزمنة. (أ) تم إنشاء نافذة جراحية وتم تحديد المعالم التشريحية مثل عظم العضد ورأس العضد والترقوة عن طريق الجس. (ب) شق جلدي طوله 3.0 سم كان أدنى من الترقوة. (ج) انقسمت العضلة العضدية لكشف عضلة العضلة الجذعية العضدية. (د) تم عزل وحدة الوتر العضلي SSC. (ه) تم استخدام مصرف بنروز قائم على السيليكون لتغليف أنسجة وتر العضلات و SSC. (و) تم نقل وتر عضلة SSC. (ز) تم إعادة تقريب عضلة كوراكوبراشياليس باستخدام خيوط PGA. (ح) تم إغلاق شق الجلد باستخدام خيوط من النايلون. (I) بعد الجراحة ، أعطيت الأرانب طوقا ناعما لارتدائه. الاختصارات: SSC = تحت الكتف. PGA = حمض بولي جليكوليك. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-2
الشكل 2: التشكل الإجمالي لعضلات SSC التمثيلية. تمثل الأسهم السوداء الأنسجة الدهنية البيضاء. اختصار: SSC = تحت الكتف. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-3
الشكل 3: التحليل النسيجي لنموذج إصابة RC الشبيهة بالمزمن في 4 أسابيع. (أ) أظهرت صور الأنسجة التمثيلية الملطخة ب H&E ألياف عضلية ضامرة وتراكم الخلايا الشحمية. (ب) القياس الكمي لنسبة تراكم الدهون العضلية المصابة. ن = 3 أرانب. تشير أشرطة الخطأ إلى SEM. * ، ذات دلالة إحصائية (ص ≤ 0.05). أشرطة المقياس = 5000 ميكرومتر (A ، العمود الأيسر) ، 600 ميكرومتر (A ، العمود الأيمن). الاختصارات: SSC = تحت الكتف. RC = الكفة المدورة. H&E = الهيماتوكسيلين ويوزين. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-4
الشكل 4: التحليل النسيجي لنموذج إصابة RC الشبيهة بالمزمنة في 4 أسابيع. (أ) أظهرت صور ماسون الملطخة بثلاثية الألوان تليف كبير. النسيج الضام الليفي ملطخ باللون الأزرق. ب: تحديد نسبة العضلات ج: النسيج الليفي. ن = 3 أرانب. تشير أشرطة الخطأ إلى SEM. * ، ذات دلالة إحصائية (p≤ 0.05). أشرطة المقياس = 5000 ميكرومتر (A ، العمود الأيسر) ، 200 ميكرومتر (A ، العمود الأيمن). الاختصارات: SSC = تحت الكتف. RC = الكفة المدورة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يوفر النموذج الحيواني القابل للتكرار وذو الصلة الفسيولوجية القدرة على تعزيز فهم التسبب في المرض ، وتقييم نتائج العلاجات السريرية ، وتحسين العلاجات الجراحية وتطويرها35. في هذه الدراسة ، تم إنشاء نموذج SSC أرنب موثوق ودقيق يحاكي جوانب تشريح RC البشري والفيزيولوجيا المرضية. ترتبط تمزقات RC بالتغيرات التنكسية العضلية التقدمية والتي لا رجعة فيها ، مما يؤدي إلى انخفاض إمكانية الشفاء. على سبيل المثال ، أظهر Ko et al. أن إعادة ربط الأرنب SSP في 6 أسابيع لم يعكس ضمور العضلات أو FD في الأسابيع الستة التالية. يؤثر ضمور العضلات بوساطة FD على العديد من المعلمات السريرية المهمة ، بما في ذلك قوة الأوتار والعضلات ونطاق حركة المفاصل ، مما قد يؤثر على النتائج الجراحية36,37.

أظهر البروتوكول الذي تم إنشاؤه هنا سمات شبيهة بالسمات المزمنة الهامة بعد قطع وحدات أوتار العضلات SSC. على وجه التحديد ، تشمل هذه التغييرات انخفاض كتلة العضلات بشكل واضح وزيادة المحتوى الدهني والأنسجة الليفية (الشكل 2 والشكل 3 والشكل 4). تتوافق هذه النتائج مع التغيرات التنكسية التي تم الإبلاغ عنها في دموع RC البشرية38. في السنوات الأخيرة ، برز الجرذ كواحد من أكثر النماذج الحيوانية التي تمت دراستها بشكل مكثف لمرض وإصابة RC بسبب أوجه التشابه التشريحية العالية مع كل من SSPs البشرية والفئران التي تسافر تحت الأخرم38،39،40. ومع ذلك ، تجدر الإشارة إلى أن جزء الفئران SSP الذي يمر تحت القوس الأخرمي هو عضلي بدلا من الوتر ، وهو الحال في البشر41. الأهم من ذلك ، اعترف بارتون وآخرون بعدم وجود تراكم كبير للدهون بعد انفصال وتر SSP في الفئران23 ، والذي يتناقض مع الحالة البشرية42. على هذا النحو ، يعتقد أن مجمع SSC للأرانب قد يوفر نموذجا مناسبا لتقليد تمزق RC المزمن للبشر.

لضمان استنساخ هذا النموذج ، تجدر الإشارة إلى نقطتين عند تنفيذ هذا البروتوكول. أولا ، بعد قطع وحدات الأوتار العضلية ، قد يكون الطرف الحر للوتر العابر معرضا لخطر تكوين الالتصاقات ، مما قد يجعل استرجاع الأوتار صعبا للتلاعبات اللاحقة. لتجنب هذه المشكلة ، تم استخدام أنبوب سيليكون غير قابل للامتصاص للف الطرف الحر لتقاطع وتر العضلات بعد القطع لتجنب الالتصاق التلقائي بالأنسجة المحيطة وكذلك الشفاء التلقائي (الشكل 1E). علاوة على ذلك ، يمكن تحديد وحدة وتر العضلات المنقولة أثناء إجراء ثان للتدخل (أي لإجراء إصلاح آمن ؛ البيانات غير معروضة) بوضوح عن طريق لف نهاية الأنسجة المصابة في وقت الجراحة الأولية. هذه التقنية اقتصادية وفعالة ويمكن تنفيذها بسهولة في الجراحة43. ثانيا ، الأرانب من الأنواع الحساسة للغاية التي قد تظهر سلوكا ضارا بعد الجراحة. لتجنب مثل هذه المشكلات ، يوصى بشدة باستخدام طوق ناعم أيضا لمنع السلوك غير المرغوب فيه ، بما في ذلك تشويه الذات ، ولعق المواقع الجراحية ، وإزالة الغرز (الشكل 1I). بالمقارنة مع الياقات الإلكترونية التقليدية تجاريا المصنوعة من البلاستيك الصلب ، لم يتسبب الطوق الناعم المصنوع ذاتيا في أي إصابة جلدية أو آثار جانبية أخرى أثرت على رفاهية الحيوان أو جودة البحث العلمي. معا ، تعد هذه الخطوات ضرورية لإنشاء نموذج إصابة أرنب RC قابل للتكرار بدقة وتوفير إمكانية دراسة استراتيجيات الإصلاح التجديدي.

لدراسة الفيزيولوجيا المرضية للأوتار والشفاء في نموذج حيواني ، يجب إنشاء إصابة مميزة وقابلة للتكرار ، ويجب اختيار النقاط الزمنية للدراسة بعناية. تم إجراء الغالبية العظمى من الدراسات حول إصابة الأوتار والشفاء على أوتار الحيوانات المتحولةبالكامل 44 ، حيث أن النقل هو إجراء بسيط قابل للتكرار بدرجة كبيرة ويمكن أن يحاكي بشكل كاف السيناريو السريري45,46. أظهر Huegel et al. أن إصابة وتر متقاطع جزئيا كانت أقل حدة من إصابة وتر متقاطع بالكامل ، وكان للشلل تأثير ضار على ميكانيكا الأوتار ، بما في ذلك زيادة تصلبالمفاصل 47. لتقييم الضمور و FD الذي يظهر في إعداد تمزق RC الهائل ، من الضروري تحديد النقاط الزمنية المميزة التي تمت ملاحظتها تجريبيا. قام Gupta et al. بالتحقق من صحة نموذج إصابة RC في الأرنب الذكر ولاحظ ضمور العضلات في نقاط زمنية مدتها 2 و 6 أسابيع ، مع زيادة محتوى الدهون في نقاط زمنية لاحقة (أقل من 5٪ محتوى الدهون في أسبوعين مقابل أكثر من 10٪ محتوى الدهون في 6 أسابيع) ، بما يتفق مع العملية المرضية التي لوحظت في دموع RC البشرية11. في هذه الدراسة ، تم إنشاء تمزق RC ضخم عن طريق قطع وحدة وتر العضلات SSC في الأرانب الذكور والإناث لمدة 4 أسابيع ، مما أدى إلى SSC العضلات FD (36.5 ٪ محتوى الدهون). وبالتالي ، فإن نقطة زمنية مدتها 4 أسابيع مناسبة لتوليد عضلات SSC FD في ذكور وإناث الأرانب البيضاء النيوزيلندية.

توجد العديد من القيود على هذه الدراسة. وتشمل هذه: (ط) الخطوات المرتبطة بتوليد نموذج حيواني ، مثل نقطة زمنية قصيرة نسبيا والمواد الالتهابية المحتملة (أنابيب بنروز القائمة على السيليكون) لتوليد إصابات شبيهة بالأمراض المزمنة ؛ (ii) توصيف وتحليل النماذج الحيوانية ، مثل عدم وجود تحليل للمشي وتخطيط كهربية العضل لتقييم حركية المفاصل وتوليد قوة انقباض العضلات ؛ و (ج) مقارنة النماذج الحيوانية ، مثل عدم المقارنة مع مواقع إصابة RC الأخرى.

من حيث توليد النموذج ، عادة ما تنطوي إصابات RC البشرية على ضمور تدريجي و FD قد يحدث على مدى عدة سنوات ، وهو أطول نسبيا من النقطة الزمنية البالغة 4 أسابيع المذكورة هنا. يعتبر هذا مقبولا ، لأن النموذج الحيواني الذي يولد حوالي 36.5٪ من الدهون العضلية في فترة زمنية قصيرة نسبيا سيكون مناسبا من الناحية اللوجستية ويمكن تمديده إذا لزم الأمر. علاوة على ذلك ، كان التوافق الحيوي للغرسات القائمة على السيليكون ، مثل أنابيب بنروز ، مصدرا للجدل طويل الأمد بسبب تقارير الاستجابة المناعية الخلوية والالتهاب47 ؛ لذلك ، يمكن استبدال مادة خاملة بديلة ، مثل البولي إيثيلين جلايكول (PEG) ، بلف الوتر المقطوع في حالة متابعة دراسات RC المرتبطة بالالتهاب.

من حيث توصيف وتحليل النماذج الحيوانية ، فإن عدم وجود تحليل المشي49 ودراسات تخطيط كهربية العضل50 قد يحد من نتائج الدراسة إلى البيانات النسيجية النوعية. يمكن معالجة هذه الجوانب في الدراسات المستقبلية باستخدام تحليل حركة الفيديو51 وتخطيط كهربية العضلالسطحي 50 لتوليد بيانات كمية عن حركية الكتف وأداء عضلات RC.

من حيث مقارنة النماذج ، نظرا لأن SSP وأوتار تحت الشوكة في الأرانب قد استخدمت أيضا على نطاق واسع في دراسات RC ، فإن مقارنة شدة الإصابة ، بما في ذلك FD بين مواقع الإصابة المختلفة هذه في المستقبل ، ستحدد مواقع إضافية لتحسين النموذج.

باختصار ، طورت هذه الدراسة بروتوكولا لنمذجة إصابات RC المزمنة الشبيهة بالأرانب في ذكور وإناث. هذا النموذج مناسب للمحققين بسبب بساطته (القطع) وفترة قصيرة نسبيا للحث على المزمنة (4 أسابيع) مع توليد درجة كبيرة (36.5٪) من FD العضلي. على هذا النحو ، من المتوقع أن يساعد هذا البروتوكول الباحثين في دراسة الفيزيولوجيا المرضية RC ، بالإضافة إلى تسهيل تطوير علاجات جديدة لإصلاح وتر العضلات وتجديدها.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين مصالح متنافسة يعلنونها.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتم دعم أبحاث داي فاي إلمر كير بتمويل من مكتب الغذاء والصحة ، ومنطقة هونغ كونغ الإدارية الخاصة (صندوق الصحة والطب والبحوث: 08190466) ، ولجنة الابتكار والتكنولوجيا ، ومنطقة هونغ كونغ الإدارية الخاصة (جائزة المستوى 3: ITS / 090/18 ؛ Health@InnoHK البرنامج)، ومجلس المنح البحثية في هونغ كونغ، ومنطقة هونغ كونغ الإدارية الخاصة (جائزة برنامج الحياة المهنية المبكرة: صندوق البحوث 24201720 والعامة: 14213922)، والجامعة الصينية في هونغ كونغ (جائزة الابتكار لأعضاء هيئة التدريس: FIA2018/A/01). يتم دعم أبحاث دان وانغ بتمويل من مكتب الغذاء والصحة ، ومنطقة هونغ كونغ الإدارية الخاصة (صندوق الصحة والطب والبحوث ، 07180686) ، ولجنة الابتكار والتكنولوجيا ، ومنطقة هونغ كونغ الإدارية الخاصة (جائزة المستوى 3: ITS / 333/18 ؛ Health@InnoHK البرنامج)، ومجلس المنح البحثية في هونغ كونغ، منطقة هونغ كونغ الإدارية الخاصة (صندوق البحوث العامة: 14118620 و 14121121).

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
<أدوات جراحية قوية> < / قوي>4-0
حمض بولي جليكوليك (PGA)خيوطGBK884
ملقط Adson مسننةTaobao ، مقص الصين
الجيد   ؛Taobao ، الصين
ملقط مرقئTaobao ، حاملي
Taobao ، الصين
مشرط جراحي بمقبضTaobao ، خياطة شفرة الصينرقم 11
(4-0 نايلون)Taobao ، الصين19054إما خيوط النايلون أو الحرير مقبولة لإغلاق الجلد. كل خياطة لها مزاياها وعيوبها وينصح المستخدمون باختيار واحدة حسب تفضيلاتهم.
<قوي > الملحقات الجراحية < / قوي >
كرات القطنTaobao ، الصين
الشاشTaobao ، الصين
الحلاقةTaobao ، الصين
وسادة التدفئة الجراحيةTaobao ، الصين
حقنة مصباح
مع إبرتاوباو ، الصين1 مل ، 5 مل ، 10 مل
< قوي > المخدرات < / قوي >
بوبرينورفينLASEC ، CUHK0.12 مجم / كجم
بوبيفاكائينسيجما ألدريتشb5274-5 جم1-2 مجم / كجم
سيفاليكسينسانتا كروز التكنولوجيا الحيويةsc-48755620 مجم / كجم
الكيتامين   ؛LASEC ، CUHK35 مجم / كجم
الصوديوم بنتوباربيتالLASEC ، CUHKأكثر من 60 مجم / كجم
زيلازينلاسيك ، CUHK5 مجم / كجم
< قوي > المعدات < / قوي > نيكون
Ni-U Eclipse مستقيم المجهرنيكون إنسترومنتس إنك ، الولايات المتحدة الأمريكية
< قوي > البرمجيات < / قوي>
أدوبي فوتوشوب 20.01أدوبي إنك ، الولايات المتحدة الأمريكية
< قوية > كواشف أخرى   ؛ < / قوي>
بيتادينتاوباو ، الصين5٪
إيثانولتاوباو ، الصين70٪
حمض رباعي أسيتيك ثنائي الإيثيلين (EDTA)سيجما ألدريتشEDS-1KG10٪
بارافورمالدهايد (PFA) علومالمجهر الإلكتروني157134٪
أنابيب سيليكونسهلة من خلال ، الصينISO13485
محلولملحي تاوباو ، الصين
<قوي > كواشف تلطيخ نسيجية < / قوي >
محلول بقع إيوسينسيجما ألدريتشR030405 ٪
محلول هيماتوكسيلينسيجما ألدريتشHHS32
صبغة ثلاثية اللون   ؛ ( Masson)  طقمسيجما ألدريتشHT15
الإبرة الصينية جراحية مائي

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Goutallier, D., Postel, J. -M., Bernageau, J., Lavau, L., Voisin, M. -C. Fatty muscle degeneration in cuff ruptures. Pre-and postoperative evaluation by CT scan. Clinical Orthopaedics and Related Research. 304 (304), 78-83 (1994).
  2. Itoigawa, Y., Kishimoto, K. N., Sano, H., Kaneko, K., Itoi, E. Molecular mechanism of fatty degeneration in rotator cuff muscle with tendon rupture. Journal of Orthopaedic Research. 29 (6), 861-866 (2011).
  3. Mal Kim, H., et al. Relationship of tear size and location to fatty degeneration of the rotator cuff. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 92 (4), 829-839 (2010).
  4. Melis, B., DeFranco, M. J., Chuinard, C., Walch, G. Natural history of fatty infiltration and atrophy of the supraspinatus muscle in rotator cuff tears. Clinical Orthopaedics and Related Research. 468 (6), 1498-1505 (2010).
  5. Li, K., Zhang, X., Wang, D., Tuan, R. S., Ker, D. F. E. Synergistic effects of growth factor-based serum-free medium and tendon-like substrate topography on tenogenesis of mesenchymal stem cells. Biomaterials Advances. , 146(2023).
  6. Derwin, K. A., Baker, A. R., Codsi, M. J., Iannotti, J. P. Assessment of the canine model of rotator cuff injury and repair. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 16, S140-S148 (2007).
  7. Grumet, R. C., Hadley, S., Diltz, M. V., Lee, T. Q., Gupta, R. Development of a new model for rotator cuff pathology: The rabbit subscapularis muscle. Acta Orthopaedica. 80 (1), 97-103 (2009).
  8. Renström, P., Johnson, R. J. Overuse injuries in sports. Sports Medicine. 2 (5), 316-333 (1985).
  9. Hertel, R., Lambert, S. M. Supraspinatus rupture at the musculotendinous junction. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 7 (4), 432-435 (1998).
  10. Oh, J. H., Chung, S. W., Kim, S. H., Chung, J. Y., Kim, J. Y. Neer Award: Effect of the adipose-derived stem cell for the improvement of fatty degeneration and rotator cuff healing in rabbit model. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 23 (4), 445-455 (2013).
  11. Gupta, R., Lee, T. Q. Contributions of the different rabbit models to our understanding of rotator cuff pathology. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 16, S149-S157 (2007).
  12. Otarodifard, K., Wong, J., Preston, C. F., Tibone, J. E., Lee, T. Q. Relative fixation strength of rabbit subscapularis repair is comparable to human supraspinatus repair at time 0. Clinical Orthopaedics and Related Research. 472 (8), 2440-2447 (2014).
  13. Liu, X., Manzano, G., Kim, H. T., Feeley, B. T. A rat model of massive rotator cuff tears. Journal of Orthopaedic Research. 29 (4), 588-595 (2011).
  14. Liu, X., et al. A mouse model of massive rotator cuff tears. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 94 (7), 41(2012).
  15. Neer,, et al. Award 2007: Reversion of structural muscle changes caused by chronic rotator cuff tears using continuous musculotendinous traction. An experimental study in sheep. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 18 (2), 163-171 (2009).
  16. Warner, J. J., Parsons, I. M. Latissimus dorsi tendon transfer: A comparative analysis of primary and salvage reconstruction of massive, irreparable rotator cuff tears. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 10 (6), 514-521 (2001).
  17. Galatz, L. M., Ball, C. M., Teefey, S. A., Middleton, W. D., Yamaguchi, K. The outcome and repair integrity of completely arthroscopically repaired large and massive rotator cuff tears. The Journal of Bone and Joint Surgery. American. 86 (2), 219-224 (2004).
  18. Kim, H. M., Galatz, L. M., Lim, C., Havlioglu, N., Thomopoulos, S. The effect of tear size and nerve injury on rotator cuff muscle fatty degeneration in a rodent animal model. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 21 (7), 847-858 (2012).
  19. Carpenter, J. E., Thomopoulos, S., Flanagan, C. L., DeBano, C. M., Soslowsky, L. J. Rotator cuff defect healing: A biomechanical and histologic analysis in an animal model. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 7 (6), 599-605 (1998).
  20. Jal Soslowsky, L., et al. Rotator cuff tendinosis in an animal model: Role of extrinsic and overuse factors. Annals of Biomedical Engineering. 30 (8), 1057-1063 (2002).
  21. Thomopoulos, S., et al. The localized expression of extracellular matrix components in healing tendon insertion sites: An in situ hybridization study. Journal of Orthopaedic Research. 20 (3), 454-463 (2002).
  22. Su, W., et al. Effect of suture absorbability on rotator cuff healing in a rabbit rotator cuff repair model. The American Journal of Sports Medicine. 46 (11), 2743-2754 (2018).
  23. Barton, E. R., Gimbel, J. A., Williams, G. R., Soslowsky, L. J. Rat supraspinatus muscle atrophy after tendon detachment. Journal of Orthopaedic Research. 23 (2), 259-265 (2005).
  24. Gerber, C., Meyer, D. C., Schneeberger, A. G., Hoppeler, H., von Rechenberg, B. Effect of tendon release and delayed repair on the structure of the muscles of the rotator cuff: An experimental study in sheep. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 86 (9), 1973-1982 (2004).
  25. Gerber, C., Schneeberger, A. G., Perren, S. M., Nyffeler, R. W. Experimental rotator cuff repair. A preliminary study. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 81 (9), 1281-1290 (1999).
  26. Hal Coleman, S., et al. Chronic rotator cuff injury and repair model in sheep. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 85 (12), 2391-2402 (2003).
  27. Turner, A. S. Experiences with sheep as an animal model for shoulder surgery: strengths and shortcomings. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 16, S158-S163 (2007).
  28. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder MA, Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (5), 600-613 (2011).
  29. Cooper, C. S., Metcalf-Pate, K. A., Barat, C. E., Cook, J. A., Scorpio, D. G. Comparison of side effects between buprenorphine and meloxicam used postoperatively in Dutch belted rabbits (Oryctolagus cuniculus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 48 (3), 279-285 (2009).
  30. Eal Ker, D. F., et al. Functionally graded, bone-and tendon-like polyurethane for rotator cuff repair. Advanced Functional Materials. 28 (20), 1707107(2018).
  31. Toumi, H., et al. Regional variations in human patellar trabecular architecture and the structure of the proximal patellar tendon enthesis. Journal of Anatomy. 208 (1), 47-57 (2006).
  32. Noor, R. A. M., Shah, N. S. M., Zin, A. A. M., Sulaiman, W. A. W., Halim, A. S. Disoriented collagen fibers and disorganized, fibrotic orbicularis oris muscle fiber with mitochondrial myopathy in non-syndromic cleft lip. Archives of Oral Biology. 140, 105448(2022).
  33. Wang, D., et al. Growth and differentiation factor-7 immobilized, mechanically strong quadrol-hexamethylene diisocyanate-methacrylic anhydride polyurethane polymer for tendon repair and regeneration. Acta Biomaterialia. 154, 108-122 (2022).
  34. Wang, D., et al. Combinatorial mechanical gradation and growth factor biopatterning strategy for spatially controlled bone-tendon-like cell differentiation and tissue formation. NPG Asia Materials. 13 (1), (2021).
  35. Kuyinu, E. L., Narayanan, G., Nair, L. S., Laurencin, C. T. Animal models of osteoarthritis: Classification, update, and measurement of outcomes. Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 11, (2016).
  36. Safran, O., Derwin, K. A., Powell, K., Iannotti, J. P. Changes in rotator cuff muscle volume, fat content, and passive mechanics after chronic detachment in a canine model. The Journal of Bone and Joint Surgery. American. 87 (12), 2662-2670 (2005).
  37. Gerber, C., Fuchs, B., Hodler, J. The results of repair of massive tears of the rotator cuff. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 82 (4), 505-515 (2000).
  38. Longo, U. G., Berton, A., Khan, W. S., Maffulli, N., Denaro, V. Histopathology of rotator cuff tears. Sports Medicine and Arthroscopy Review. 19 (3), 227-236 (2011).
  39. Schneeberger, A. G., Nyffeler, R. W., Gerber, C. Structural changes of the rotator cuff caused by experimental subacromial impingement in the rat. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 7 (4), 375-380 (1998).
  40. Soslowsky, L. J., Carpenter, J. E., DeBano, C. M., Banerji, I., Moalli, M. R. Development and use of an animal model for investigations on rotator cuff disease. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 5 (5), 383-392 (1996).
  41. Rowshan, K., et al. Development of fatty atrophy after neurologic and rotator cuff injuries in an animal model of rotator cuff pathology. The Journal of Bone and Joint Surgery. 92 (13), 2270-2778 (2010).
  42. Gladstone, J. N., Bishop, J. Y., Lo, I. K., Flatow, E. L. Fatty infiltration and atrophy of the rotator cuff do not improve after rotator cuff repair and correlate with poor functional outcome. The American Journal of Sports Medicine. 35 (5), 719-728 (2007).
  43. Chen, W. F., Kim, B. -S., Lin, Y. -T. Penrose drain interposition-A novel approach to preventing adhesion formation after tenolysis. The Journal of Hand Surgery. Asian-Pacific Volume. 27 (1), 174-177 (2022).
  44. Lui, P. P. Y. Stem cell technology for tendon regeneration: Current status, challenges, and future research directions. Stem Cells and Cloning: Advances and Applications. 8, 163-174 (2015).
  45. Howell, K., et al. Novel model of tendon regeneration reveals distinct cell mechanisms underlying regenerative and fibrotic tendon healing. Scientific Reports. 7, 45238(2017).
  46. Sharma, P., Maffulli, N. Tendinopathy and tendon injury: The future. Disability and Rehabilitation. 30 (20-22), 1733-1745 Forthcoming.
  47. Huegel, J., et al. Quantitative comparison of three rat models of Achilles tendon injury: A multidisciplinary approach. Journal of Biomechanics. 88, 194-200 (2019).
  48. Pal Heggers, J., et al. Biocompatibility of silicone implants. Annals of Plastic Surgery. 11 (1), 38-45 (1983).
  49. Liu, Y., et al. Evaluation of animal models and methods for assessing shoulder function after rotator cuff tear: A systematic review. Journal of Orthopaedic Translation. 26, 31-38 (2020).
  50. Disselhorst-Klug, C., Schmitz-Rode, T., Rau, G. Surface electromyography and muscle force: Limits in sEMG-force relationship and new approaches for applications. Clinical Biomechanics. 24 (3), 225-235 (2009).
  51. Kwon, D. R., Park, G. -Y., Moon, Y. S., Lee, S. C. Therapeutic effects of umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells combined with polydeoxyribonucleotides on full-thickness rotator cuff tendon tear in a rabbit model. Cell Transplantation. 27 (11), 1613-1622 (2018).

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة