يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

استخدام قسطرة هيكمان للوصول إلى الأوعية الدموية على المدى الطويل في نموذج الخنازير قبل السريرية

6K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/65221

⸱

مارس 31, 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Laboratory, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Molecular and Comparative Pathobiology, Research Animal Resources, Johns Hopkins University School of Medicine

في هذه المقالة

ملخص

تم وصف نهج موثوق وقابل للتكرار لإدخال وصيانة قسطرة هيكمان النفقية للوصول إلى الأوعية الدموية على المدى الطويل في الخنازير. يسمح وضع قسطرة وريدية مركزية بأخذ عينات يومية مريحة من الدم الكامل من المستيقظة وإعطاء الأدوية والسوائل عن طريق الوريد.

الملخص

القسطرة الوريدية المركزية (CVCs) هي أجهزة لا تقدر بثمن في الأبحاث الحيوانية الكبيرة لأنها تسهل مجموعة واسعة من التطبيقات الطبية ، بما في ذلك مراقبة الدم وإدارة السوائل الوريدية والأدوية عن طريق الوريد بشكل موثوق. على وجه التحديد ، تستخدم قسطرة هيكمان النفقية متعددة التجويف (HC) بشكل شائع في نماذج الخنازير نظرا لانخفاض معدلات الإخراج والمضاعفات. على الرغم من انخفاض المضاعفات مقارنة بالأوعية الدموية الوعائية الأخرى ، فإن المراضة المرتبطة ب HC تمثل تحديا كبيرا ، لأنها يمكن أن تؤخر بشكل كبير أو تؤثر سلبا على الدراسات الجارية. يعد إدخال HCs وصيانتها بشكل صحيح أمرا بالغ الأهمية في منع هذه المضاعفات ، ولكن لا يوجد توافق في الآراء حول أفضل الممارسات. الغرض من هذا البروتوكول هو وصف شامل لنهج لإدخال وصيانة HC النفقي في الخنازير التي تخفف من المضاعفات والمراضة المرتبطة ب HC. أدى استخدام هذه التقنيات في >100 خنزير إلى خطوط براءات اختراع خالية من المضاعفات تصل إلى 8 أشهر ولا توجد وفيات مرتبطة بالقسطرة أو عدوى في موقع الجراحة البطنية. يقدم هذا البروتوكول طريقة لتحسين عمر HC وإرشادات للتعامل مع المشكلات أثناء الاستخدام.

المقدمة

يرجع الدور الذي لا غنى عنه للقسطرة الوريدية المركزية (CVCs) في رعاية المرضى إلى ملاءمتها وملف تعريف السلامة المناسب وتعدد الاستخدامات1. تشمل وظائف CVC الوصول الموثوق به للتغذية الوريدية الكاملة ، وزرع الخلايا الجذعية المكونة للدم ، وفصادة البلازما / الفصادة ، والإدارة الفعالة للسوائل أو الدم أو الأدوية المشتركة2. في الطب البيطري ، تقلل CVCs أيضا من إزعاج عن طريق التخفيف السريع للأدوية المهيجة وأخذ عينات الدم دون بزل الوريد المتكرر3. على الرغم من تطبيقاتها الواسعة ، لا يزال استخدام CVCs في الأبحاث الحيوانية الكبيرة يمثل العديد من التحديات الكبيرة4.

قد يكون وضع القسطرة الوريدية المركزية عن طريق الجلد عبر سلك توجيه أو قسطرة مقدمة أمرا صعبا بالنسبة للباحثين غير البيطريين ، خاصة في ذات الهياكل الوريدية العميقة5. قد تؤدي تقنية تركيب CVC غير الصحيحة إلى وضع غير مقصود في الهياكل القريبة ، مما يستلزم وضعا موجها بالموجات فوق الصوتية أو تصويرا شعاعيا بعد الإجراء لتحديد المواقع6. ومع ذلك ، بالمقارنة مع غرف العمليات البشرية ، لا تتوفر الموجات فوق الصوتية بسهولة في العديد من مختبرات الأبحاث الحيوانية الكبيرة. علاوة على ذلك ، يمكن أن يؤدي الاستخدام طويل الأمد للقسطرة الساكنة إلى التواء الخط أو ثقبه أو العدوى أو إخراجه من قبل ، مع احتمال تعطيل العلاج في الوقت المناسب والمراقبة السريرية ونتائج البحث 4,7. يتطلب استبدال CVC موارد إضافية ، بما في ذلك شراء المواد ، والجدولة الجراحية ، ووقت الصيام ، والوصول إلى التصوير الشعاعي. وبالتالي ، يمكن للمضاعفات المتعلقة ب CVC أن تخلق حواجز تقنية ومالية كبيرة أو تعطيلا للبحوث الانتقالية المنتجة ، خاصة في الخنازير. قد يؤدي التلوث بالطعام أو البراز ، والخدش على جدران القفص ، وركل مواقع التهيج إلى تعريض القسطرة الوريدية المركزية للخطر ، ويتم تضخيم خطر المضاعفات المرتبطة بالقسطرة الوريدية المركزية من خلال الاستخدام طويل الأمد. وبالتالي ، فإن الصيانة الآمنة وغير المعقدة ل CVC في الخنازير تتطلب دراسة متأنية لاختيار CVC ، والتنسيب ، والتأمين ، والحماية ، والصرف الصحي ، والمراقبة.

قسطرة هيكمان (HC) المستخدمة في هذا البروتوكول عبارة عن CVC نفقي مع سوار بوليستر وواحد إلى ثلاثة لومن ، والذي يستخدم عادة للوصول إلى الوريد على المدى الطويل في البشر1،4،8،9. ارتبط نهج القسطرة النفقية بانخفاض معدلات المضاعفات وتكاليف الصيانة مقارنة بالاختلافات غير النفقية10،11،12. تقلل الكفة من إخراج HC عن طريق الاندماج في الأنسجة تحت الجلد المحيطة بموقع خروج الجلد. يتيح التصميم متعدد التجويف أيضا فصل إعطاء الدواء وسحب الدم ، وبالتالي تقليل تلوث عينات الدم وعدم دقتها. على الرغم من ذلك ، فإن استخدام HC لا يخلو من التحديات ، وأكثرها شيوعا تشمل الكسور والهجرة والانسداد والعدوى13،14،15،16. لذلك فإن التركيب والصيانة المناسبين ل HC هي مهارات لا غنى عنها عند استخدامها في البحوث الانتقالية. ومع ذلك ، فإن الأدبيات الحالية تقدم القليل من الإرشادات لأفضل الممارسات لاستخدام HC في الخنازير أثناء التجارب طويلة الأجل5،6،17.

الغرض من هذه الدراسة هو تحديد نهج محسن لإدخال HC في الوريد الوداجي الداخلي (IJV) ، وتأمين الجلد ، والحماية الدائمة التي تقلل من المضاعفات المرتبطة بالقسطرة على المدى الطويل وعدم الراحة في الخنازير. ويتضمن التقرير مناقشة للاعتبارات الهامة لاستخدام الموارد البشرية، والتحديات المحتملة التي قد تواجهها، والتعديلات التي قد تحسن جودة هذا النهج.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم إجراء جميع الإجراءات الحيوانية وفقا لبروتوكول المعتمد من قبل لجنة رعاية واستخدام المؤسسية بجامعة جونز هوبكنز (IACUC). تشمل سلالات الخنازير الذكور والإناث التي تخضع لوضع HC الخنازير المصغرة من مستعمرة الخنازير في مستشفى ماساتشوستس العام (MGH) ، وخنازير يوكاتان ، والخنازير المتقاطعة في يوركشاير من بائع زراعي (20-40 كجم). تراوحت الخنازير من 3-10 أشهر من العمر عندما تم وضع HC. يمكن وضع HC في أي وقت بالنسبة للإجراء التجريبي للحيوان. ومع ذلك ، يوصى بوضعه مسبقا للسماح بجمع قيم الدم الأساسية. ومن المستحسن أيضا لإعطاء الخنازير على الأقل 1 أسبوع فترة التأقلم قبل الخضوع لأي تلاعب تجريبي.

1. التخطيط قبل الجراحة

  1. قبل الجراحة ، اطلب من طبيب بيطري إجراء تقييم سريري شامل لجميع.
  2. صوم (بدون طعام صلب) قبل 12 ساعة على الأقل من الإجراء. توفير المياه الإعلانية في جميع الأوقات. وزن لإدارة المخدرات الخاضعة للرقابة.
  3. في يوم الجراحة ، قم بتخدير بالكيتامين (20-30 مجم / كجم) والزيلازين (2-3 مجم / كجم في العضل [IM]) ممزوجا في حقنة واحدة. إذا لزم الأمر، يتم تطبيق العوامل المهدئة (الكيتامين والزيلازين) ببطء عن طريق الوريد [IV]. استخدم مرهما معقما للعيون على العينين لمنع الجفاف أثناء التخدير.
  4. ضع قسطرة وريدية في وريد الأذن الهامشي وقم بتطبيق سائل الصيانة عند 5-10 مل / (كجم ∙h) من محلول ملحي أو محلول رنين ملحي (LRS) بنسبة 0.9٪ طوال الإجراء.
  5. عندما يكون في حالة استلقاء ظهري ، ضع أنبوبا داخل القصبة الهوائية بحجم مناسب ، وقم بتوصيله بجهاز التخدير ، وضعه على تهوية يدوية (يتم الاحتفاظ بها على الأيزوفلوران بنسبة 0.5-3٪ مع 1-2 لتر O2 / دقيقة).
  6. تطبيق التسكين الوقائي (0.02 ملغ/كغ من البوبرينورفين الوريدي). تطبيق جرعات إضافية من البوبرينورفين أثناء الجراحة حسب الحاجة. يجب تطبيق المضادات الحيوية الوقائية (20-22 ملغ/ كغ سيفازولين الوريدي) قبل 10 دقائق من بدء الجراحة ومرة أخرى كل 90 دقيقة أثناء الجراحة. يجب تطبيق البروتونيكس (0.5-1.0 ملغ/كغ عن طريق الوريد) والسترات الماروبيتانت (1 ملغ/كغ عن طريق الوريد) مرة واحدة قبل بدء الجراحة.
  7. حلق الرقبة البطنية والظهرية ، والتي ستكون بمثابة موقع لوضع القسطرة الوريدية المركزية. إجراء التحضير الأولي للمنطقة الجراحية باستخدام فرك الكلورهيكسيدين.
  8. تأكد من أن الخنزير ضمن مستوى مناسب من التخدير الجراحي. تقييم عمق التخدير عن طريق اختبار الجفن ونغمة الفك. إذا لزم الأمر، يجب زيادة المخدر المستنشق أو تطبيق عوامل مهدئة إضافية (مثل الكيتامين) بالحقن الوريدي ببطء لإحداث ذلك.
  9. نقل الخنازير إلى طاولة العمليات.

2. المراقبة أثناء العملية

  1. أثناء التخدير تحت الصيانة ، راقب باستمرار معدل ضربات القلب وتخطيط القلب الكهربائي ، وضغط الدم غير الباضع ، وقياس التأكسج النبضي ، والتصوير الكابنوغرافي ، ودرجة حرارة المريء أو المستقيم ، وتسجيل كل 15 دقيقة على الأقل.
    1. مراقبة ضغط الدم بشكل غير جراحي عن طريق سوار ضغط الدم على أحد الأطراف أو الذيل.
    2. استخدم جهاز التنفس الصناعي لتنظيم التنفس والتخدير المستنشق بشكل أكثر دقة. بالنسبة لمعلمات جهاز التنفس الصناعي ، تأكد من أن حجم المد والجزر في حدود 5-10 مل / كجم. ضبط معدل التنفس طوال العملية استجابة لعمق مخدر ؛ اضبط الحد الأقصى للضغط على 20 مم زئبق.
  2. استخدم بطانية أو وسادة هواء دافئ منظمة لدرجة الحرارة طوال العملية لمنع انخفاض حرارة الجسم.

3. التحضير الجراحي

  1. تعيين شخصين على الأقل ليكونوا معقمين (جراح ومساعد) وشخصين على الأقل ليكونوا غير معقمين (مروج وطبيب تخدير).
  2. تحت التخدير العام ، ضع الخنازير في الاستلقاء البطني على طاولة العمليات مع تأمين أرجلها لتحقيق الاستقرار (الشكل 1).
  3. قم بإعداد المجال الجراحي بشكل معقم بثلاثة دعك متناوبة من الكلورهيكسيدين و 70٪ إيثانول ، متبوعا بالأيونوفور على سطح الجلد لمدة لا تقل عن 10 دقائق. قم بإجراء إعداد معقم للمنطقتين التاليتين:
    1. على الجانب البطني ، تمتد من زاوية الفك السفلي إلى منتصف القص وتمتد ثنائيا إلى الحدود الجانبية للعظم الترقوي. ضع مناشف معقمة على طول حدود المنطقة المعدة بشكل معقم.
    2. على الجانب الظهري ، قم بإعداد الرقبة الظهرية الجانبية المماثلة ل IJV المستهدف. ضع مناشف معقمة تحت الرقبة الظهرية وفوق الحقل الظهري للحفاظ على العقم أثناء العمل في الحقل البطني.
  4. ضع ثنى معقم فوق الخنازير. قطع منطقة مستطيلة في الستارة لفضح المجال البطني.
  5. على طاولة منفصلة ملفوفة معقمة ، قم بتوصيل HC مزدوج التجويف بقطعة مقدمة طويلة.
    1. قم بتثبيت المشابك اللولبية على محولات قفل luer في نهاية كل خط لومن (عريض: أحمر ؛ ضيق: أبيض). اغسل الخطوط الحمراء والبيضاء ب 10 مل من محلول ملحي 0.9٪. ثم ، المشبك كلا الخطين.

4. تحديد الوريد الوداجي الداخلي وإعداده

  1. في المجال البطني ، قم بعمل شق 4 سم بين القصبة الهوائية والحدود الإنسية للخشائية القصية الترقوية (الشكل 2). قسم platysma وتشريح النسيج الضام للكشف عن IJV على الحدود الجانبية للعضلة القصية الترقوية الخشائية.
  2. اعزل 3-4 سم من IJV عن طريق تقسيم فروعها برباط خياطة غير قابل للامتصاص مطلي ومضفر 4-0. تشريح محيطي بعيدا عن النسيج الضام المحيط. قم بإنشاء رباط خياطة مطلي ومضفر غير قابل للامتصاص لتعليق وتثبيت IJV أثناء إدخال القسطرة (الشكل 3).
    1. في نهاية الجمجمة من IJV ، قم بتمرير ربطة خياطة مغلفة ومضفرة غير قابلة للامتصاص مرتين أسفل الوعاء لإنشاء حلقة حوله.
    2. في الطرف الذيلي من IJV ، قم بتمرير ربطة عنق مغلفة ومضفرة غير قابلة للامتصاص مرة واحدة أسفل الوعاء لإنشاء حبال.
  3. حرر الجر من روابط الخياطة. ضع شاشا معقما منقوعا بالمحلول الملحي في موقع الجراحة لحماية الوعاء والحفاظ على موقع ربطة الربط.

5. إعداد موقع خروج القسطرة

  1. إعادة وضع الخنازير عن طريق الميل الجانبي نحو الجانب غير الجراحي لكشف المجال الجراحي الظهري المماثل. إعادة تأمين الأطراف (الشكل 4).
  2. باستخدام مشرط شفرة # 10 ، قم بعمل ثقب 0.5 سم في الجلد عند موقع خروج القسطرة المطلوب - 3 سم جانبي للعمود الفقري و 5 سم ذيلية للرأس (الشكل 5).

6. مقدمة ونفق القسطرة

  1. في المجال البطني ، قم بإزالة الشاش الرطب وأعد تحديد جزء IJV المعزول. اختر موقع دخول مستهدف لإدخال القسطرة تحت الجلد. تأكد من أن هذا في نفس عمق IJV ، أعمق من القصية الترقوية ، وبين رباط خياطة غير قابل للامتصاص مطلي ومضفر (الشكل 6).
    ملاحظة: يجب أن تحتوي الأنماط تحت الجلد على عقدة خياطة مدفونة تحت الجلد. نظرا لأن الغرز الجلدية العميقة معقودة عدة مرات لضمان الاستقرار والصيانة ، فإنها تشغل أحيانا مساحة أكبر من المطلوب وقد تتعرض للجلد. هذه المنطقة الصغيرة من التعرض ليست مصدر قلق كبير ، ويجب أن يشفى الجلد بشكل مناسب على الرغم من هذه المنطقة الصغيرة من التعرض.
  2. ضع اليد المهيمنة في المجال الجراحي الظهري واليد غير المهيمنة في المجال الجراحي البطني. عقد مقدم HC في المجال الجراحي الظهري. تعليق الطول المتبقي من القسطرة في الهواء فوق الحقل المعقم.
  3. أدخل المعرف في موقع ثقب الخروج باليد المهيمنة ، مشيرا إلى طرف الجهاز نحو اليد غير المهيمنة في المجال البطني.
  4. ادفع طرف المدخل بشكل سطحي ووسطي لنفق القسطرة عبر الأنسجة الدهنية ، مع الشعور بظهور الطرف باليد غير المهيمنة. بمجرد ظهور الطرف في موقع الدخول المستهدف ، اسحب المعرف والقسطرة عبر النفق تحت الجلد حتى تصبح صفعة الخط الرئيسي أسفل سطح الجلد مباشرة في الحقل الظهري.
  5. قطع المعرف من الخط. استبدل الشاش الرطب في موقع الجراحة البطنية.

7. إدخال القسطرة

  1. إعادة وضع الخنازير في موقف ضعيف. أعد تأمين الأطراف ، واستبدل القفازات المعقمة ، وأزل الشاش من موقع الجراحة البطنية.
  2. قم بتثبيت نهايات روابط خياطة الجمجمة والذيلية المغلفة والمضفرة غير القابلة للامتصاص. ضع المشابك على الستائر بحيث يكون جزء IJV مرتفعا قليلا.
  3. قطع نهاية القسطرة إلى الطول الذي ستصل فيه إلى 1/3 من طول عظم الخنازير.
    ملاحظة: قلل من التلاعب بطرف القسطرة عن طريق عبور الطرف بقطع واحد عمودي على الخط لتجنب تجزئة الخط أو انسداده. بمجرد إدخاله ، يجب أن يقع HC داخل الوريد الأجوف العلوي ، على الفور الجمجمة إلى الأذين الأيمن (الشكل 7).
  4. باستخدام ملقط Adson-Brown ، أمسك منتصف مقطع IJV المعزول. في نفس النقطة ، قم بعمل قطع في منتصف الطريق عبر الوعاء بمقص Metzenbaum المنحني.
  5. أثناء إمساك مقطع IJV باستخدام ملقط Adson-Brown ، أدخل معول الوريد في الجزء الذيلي من الوعاء (الشكل 6). مع الحفاظ على التوتر على ربطة خياطة الجمجمة ، أدخل طرف القسطرة وخيطه في الوعاء الذيلي. بمجرد إدخال القسطرة بالكامل ، اعقد ربطة الخيط الذيلية مرة واحدة لتأمين HC مؤقتا.
  6. اختبر سالكية كلا الخطين خارج الحقل المعقم عن طريق سحب الدم وتدفقه باستخدام 3-5 مل من محلول ملحي طبيعي 0.9٪ متبوعا ب 5 مل من 100 وحدة USP / مل محلول ملحي هيبارين.
  7. بمجرد تأكيد المباح ، اعقد ربطة الخيط الذيلية مرة أو مرتين أكثر لتأمين جزء IJV البعيد حول القسطرة الوريدية. عقدة ربط خياطة الجمجمة مرة واحدة لعرقلة تدفق الدم في جزء IJV.
  8. أغلق موقع الجراحة البطنية في طبقات: خيوط platysma البسيطة المتقطعة مع خياطة مضفرة قابلة للامتصاص 3-0 ، وخيوط تشغيل تحت الجلد مع خياطة قابلة للامتصاص 3-0 حيدة قابلة للامتصاص.

8. تأمين القسطرة

  1. Undrape الخنازير وإعادة وضعها في راقد الظهرية. إعادة تأمين الأطراف.
  2. قم بتثبيت HC على جلد في أكثر من ثلاث نقاط لتجنب انفصال القسطرة (الشكل 8).
    1. قم بتوجيه HC بحيث يشكل شكل "U".
    2. تحديد النقاط: تأكد من أن النقطة الأولى على بعد 2 سم من موقع الخروج ، والنقطة الثانية فوق الجزء المتشعب من القسطرة ، حيث تتباعد الخطوط الحمراء والبيضاء ، والنقطة الثالثة في الجزء العلوي من "U" بين النقطتين الأوليين.
    3. في كل نقطة ، ضع قطعة ~ 3 سم من شريط طبي 1 بوصة (بوصة) فوق القسطرة لإنشاء جناح على كل جانب. مع 0 خيوط اصطناعية ، أحادية الشعيرات ، غير قابلة للامتصاص من مادة البولي بروبيلين ، قم بتثبيت كل جناح على الجلد عبر خياطة واحدة بسيطة متقطعة. عند النقطة الثانية فوق الجزء المتشعب ، أضف خيطا واحدا متقطعا عبر الفجوة بين الخطين وتأكد من أن العقدة تقع أعلى الشريط لمنع التهيج.
      ملاحظة: اعتمادا على حجم موقع ثقب الرقبة الظهرية ، يمكن وضع خياطة بسيطة متقطعة لتقليل الحجم وتقليل خطر إزاحة القسطرة غير المقصودة من الجلد. تأكد من أن الكفة حول القسطرة تبقى تحت الجلد.
    4. اختبر سالكية كل من الخطوط البيضاء والحمراء خارج الحقل المعقم عن طريق سحب الدم وتدفقه باستخدام 10 مل من محلول ملحي طبيعي 0.9٪ و 10 مل من محلول ملحي هيبارين.
  3. إنشاء طوق واقية.
    1. لف 4 في حشوة قطنية حول الرقبة ثلاث من أربع مرات بالطريقة التالية:
      1. بدءا من الرقبة الظهرية في الزاوية اليسرى من الجمجمة ، لف قطريا نحو الزاوية الذيلية اليمنى ، متجهين أعلى أو أسفل الخطوط الحمراء والبيضاء. لف أسفل الرقبة باتجاه الزاوية الذيلية اليسرى. التفاف قطريا نحو الزاوية اليمنى من الجمجمة ، أعلى أو أسفل الخطوط الحمراء والبيضاء ، ثم لف إلى نقطة البداية في الزاوية اليسرى من الجمجمة. قم بالتناوب فوق وأسفل الخطوط الحمراء والبيضاء مع كل التفاف لاحق.
        ملاحظة: يجب أن يغطي الطوق بالكامل مواقع ربط الجلد والخط الرئيسي ل HC. يجب ترك الخطوط الحمراء والبيضاء فقط ويمكن الوصول إليها.
    2. لف 3 أو 4 بشريط لاصق مرن حول الرقبة ثلاث أو أربع مرات بنفس طريقة حشوة القطن (الخطوة 8.4.1). إذا كانت الضمادة تغطي الخطوط ، فقم بإنشاء شق في الضمادة لاستيعابها.
      ملاحظة: احرص على عدم لف هذه الطبقة بإحكام شديد - يجب أن يكون الإصبع قادرا على الانزلاق بسهولة تحت الطوق الواقي بشكل محيطي.
    3. باستخدام 0 خيوط اصطناعية ، أحادية الشعيرات ، غير قابلة للامتصاص من مادة البولي بروبيلين ، قم بخياطة كل زاوية في نهاية الضمادة إلى الطبقات الأساسية للحفاظ على موضعها.
    4. مع 0 خيوط اصطناعية ، أحادية الشعيرات ، غير قابلة للامتصاص ، قم بتثبيت الطوق على الجلد عن طريق ربط خياطة مرتبة أفقية جانبية بالعمود الفقري على كل من نهاية الجمجمة والذيلية. تأكد من أن العقد تقع فوق الضمادة.
    5. قم بإنشاء كيس قسطرة لحماية وتخزين الخطوط الحمراء والبيضاء (الشكل 9).
      1. قطع قطعة من شريط لاصق مرن قياس ~ 100 سم في الطول و ~ 7.5 سم في العرض.
      2. قياس قطعة ~ 16 سم من الشريط. قم بطي الشريط على نفسه بحيث تواجه الجوانب اللاصقة بعضها البعض لإنشاء رفرف 16 سم بطبقتين من الشريط. مع الشريط المتبقي ، كرر هذه العملية مرتين أخريين لإنشاء ثلاث لوحات متساوية الطول في شكل "W" (الشكل 10).
      3. قم بطي الذيل المتبقي من الشريط على حافة اللوحات الثلاثة. مع توجيه الذيل في الأعلى ، قم بترقيم اللوحات 1-3 من أعلى إلى أسفل. قم بترقيم الجوانب من 1 إلى 4 ، بدءا من حافة الذيل والتحرك في اتجاه عقارب الساعة.
      4. على الجانب 4 ، قم بإزالة قطعة شظية بالطول من رفرف 2 ، باستثناء 1 سم على كلا الطرفين. تأكد من أن عرض الشظية ~ 1 سم.
      5. استخدام خياطة غير قابلة للامتصاص مطلية ومضفرة 0 لأداء خيوط الجري: غرزة اللوحات 1 و 3 معا على الجانب 4 ، اللوحات 1 و 2 و 3 معا على الجانب 3 ، واللوحات 1 و 2 معا على الجانب 2. قطع حفرة 2 سم من خلال مركز رفرف 1.
    6. مع توجيه رفرف 1 لأسفل ، قم بمحاذاة الفتحة مع النقطة التي تخرج منها الخطوط من ذوي الياقات البيضاء ، وقم بتوجيه الحقيبة بحيث تكون الفتحة ذيلية. تأكد من أن الجيب على خط الوسط أو جانبي قليلا للرقبة الظهرية.
    7. اسحب الخطوط الحمراء والبيضاء من خلال الفتحة الموجودة في Flap 1. تأكد من أن الخطوط مسطحة بين اللوحات 1 و 2 ، مع توجيه رفرف 3 لأعلى (الشكل 8).
    8. باستخدام 0 خيط اصطناعي ، حيدة ، غير قابل للامتصاص من مادة البولي بروبيلين ، قم بتثبيت الحقيبة على الياقة بخياطة بسيطة متقطعة في كل زاوية وفي منتصف الطريق على طول كل حافة. لا تخيط الجلد.

9. رعاية ما بعد الجراحة

  1. بعد الشفاء من التخدير ، أعد الخنزير إلى قفصه المنزلي. نظرا لطبيعة مضغ الخنازير ، تأكد من أن الخنزير يتم إيواؤه منفردا لمنع إزالة القسطرة بواسطة خنزير محدد. إذا كان موجودا بجانب الخنازير الأخرى ، ضع حاجزا لمنع مضغ القسطرة بين القفص.
  2. خلال فترة ما بعد الجراحة مباشرة ، راقب يوميا على الأقل بحثا عن علامات الألم والعدوى والشفاء. يعد معدل التنفس ومعدل ضربات القلب ودرجة الحرارة والطاقة والشهية واستهلاك المياه مؤشرات صحية جيدة خلال هذا الوقت. يجب تطبيق جرعات إضافية من مسكن (مثال: 0.12 ملغ/كغ من المعمل المعملي الذي يستمر بالبوبرينورفين كل 48 ساعة) في حال ظهور علامات الألم. إجراء صيانة القسطرة (الخطوة 10) والفحص البصري لموقع الجراحة يوميا ، بدءا من يوم ما بعد الجراحة (POD) 1.
    ملاحظة: يمكن للباحثين الذين يختارون اعتماد تقنية إدخال قسطرة هيكمان تعديل هذا الإجراء بتسكين متعدد الوسائط. ومع ذلك ، قد تغير مضادات الالتهاب غير الستيروئيدية نتائج الدراسة اعتمادا على عناصر أخرى من التصميم التجريبي. يجب مراعاة ذلك قبل التخطيط لنظام التسكين.
  3. بمجرد التئام موقع جراحة القسطرة ، قم بإجراء فحوصات مراقبة الصيانة على: قم بإجراء قياسات أسبوعية لوزن الجسم وإجراء فحوصات بصرية أثناء صيانة القسطرة اليومية. استشر الطبيب البيطري إذا ظهرت علامات العدوى ، مثل انخفاض الشهية أو انخفاض الطاقة. إذا كانت هناك حاجة إلى تعداد دم كامل ، فقم بجمع الدم من الخط الأحمر.
    ملاحظة: غالبا ما يتم ملاحظة زيادة عدد الكريات البيضاء التي تتميز بالعدلات في الحيوانات المصابة بالعدوى.

10. صيانة القسطرة

  1. حدد الخط الأحمر الأوسع حصريا لسحب الدم والخط الأبيض الأضيق حصريا لإدارة الدواء. تعامل دائما مع القسطرة بأيدي قفاز.
    ملاحظة: قد تختلف هذه الأدوار اعتمادا على تصميم الدراسة.
  2. اغسل الخط الأحمر (سحب الدم المعين) يوميا لتقييم المباح ومنع التجلط على النحو التالي:
    1. استخدم تقنية التعقيم: امسح المشبك وطرف المحقنة بضمادة كحولية بين كل خطوة. إذا أصبحت المشبك أو المحقنة غير معقمة ، فاستبدل المادة الملوثة قبل المتابعة.
    2. اغسل 1 مل من محلول ملحي 0.9٪ في الخط. تأكد من أن السائل قادر على التدفق دون قوة مفرطة لمنع دفع الجلطات من الخط إلى.
    3. اسحب 2 مل من السوائل. تأكد من سالكية الخط من خلال ملاحظة أن السائل المسحوب للخلف هو دم أحمر غامق.
    4. إذا كان سحب الدم ضروريا ، فقم بتوصيل حقنة فارغة لسحب الكمية المناسبة من الدم.
      ملاحظة: إذا تم أخذ الدم الزائد ، يمكن إرجاع الدم إلى عن طريق دفعه مرة أخرى عبر الخط لتقليل فقد الدم. يجب أن يتم ذلك فقط إذا استمر التعامل مع المحقنة التي تحتوي على الدم باستخدام تقنية التعقيم. لا تضع الدم الملوث مرة أخرى في الخط المركزي.
    5. اغسل الخط ب 5 مل من 100 USP / mL من محلول ملحي هيبارين ، أو كمية ضرورية لشطف الخط بأكمله. المشبك الخط. أعد الخط إلى الحقيبة الواقية ، مع الحرص على عدم التواء الخط أو عقده.
  3. اغسل الخط الأبيض (إدارة الدواء المصمم) يوميا لتقييم المباح ومنع التجلط على النحو التالي:
    1. استخدم تقنية التعقيم: امسح المشبك وطرف المحقنة بضمادة كحولية بين كل خطوة. إذا أصبحت المشبك أو المحقنة غير معقمة ، فاستبدل المادة الملوثة قبل المتابعة.
    2. اغسل 1 مل من محلول ملحي 0.9٪ في الخط. تأكد من أن السائل قادر على التدفق دون قوة مفرطة لمنع دفع الجلطات من الخط إلى.
    3. إدارة الأدوية باستخدام هذا الخط بسرعة وتخفيف خاصة بالأدوية. اغسل الخط ب 1-3 مل من محلول ملحي 0.9٪ بين الأدوية.
    4. اغسل الخط ب 5 مل من 100 USP / mL من محلول ملحي هيبارين ، أو كمية ضرورية لشطف الخط بأكمله. المشبك الخط. أعد الخط إلى الحقيبة الواقية ، مع الحرص على عدم التواء الخط أو عقده.
  4. افحص المشابك يوميا بحثا عن علامات الخلل الوظيفي أو الكسر أو التلوث العلني بالدم أو الطعام أو البراز. إذا كان الأمر كذلك ، فاستبدل القفل على الفور. افحص بصريا حقيبة هيكمان والياقة الواقية يوميا للتأكد من أن الغرز الموضوعة في الخطوتين 8.2 و 8.3 تظل سليمة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

خضع أكثر من 100 خنزير لإدخال HC بنجاح في مختبرنا. يمكن وضع HC بأمان وبشكل صحيح وتأمينه في أقل من 1 ساعة مع جراح ومساعد وجهاز تدوير وطبيب تخدير. يستغرق صنع كيس القسطرة حوالي 15-20 دقيقة. هذه التقنية مباشرة وسهلة التدريس وقد تم تنفيذها من قبل الأطباء البيطريين والمقيمين الجراحيين وطلاب الطب باتباع التعليمات الخاضعة للإشراف.

ظلت HCs في مكانها دون مضاعفات أو مراجعة لمدة تصل إلى 8 أشهر. في مجموعة تمثيلية حديثة من 32 خنزيرا مع نقاط نهاية تتراوح من 8 إلى 132 يوما ، ظل 78.13٪ من HCs براءة اختراع حتى ن...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

في حين أن CVCs تخدم مجموعة من الوظائف في البحوث الحيوانية الكبيرة ، فإن الأدبيات الحالية تفتقر إلى نهج توافقي للاستخدام الآمن والمستدام في التجارب طويلة الأجل على مدى 30 يوما. خضع الإجراء التدريجي لهذا البروتوكول لإدخال HC وتأمين الجلد والتخزين في كيس مصنوع يدويا لتعديلات كبيرة لتحسين الجودة. على هذا النحو ، يقدم هذا البروتوكول تقنية لاستخدام HC تسمح بالوصول الفعال والفعال عن طريق الوريد مع ضمان رعاية وتقليل المضاعفات.

التطبيقات السريرية والبحثية لهذا البروتوكول
تستخدم الخن...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لأي من المؤلفين مصلحة مالية في أي من المنتجات أو الأجهزة أو الأدوية المذكورة في هذه المخطوطة.

شكر وتقدير

نود أن نعرب عن تقديرنا لدعم الجيش والبحرية NIH والقوات الجوية و VA والشؤون الصحية فيما يتعلق بجهود AFIRM II بموجب الجائزة CTA05: W81XWH-13-2-0052 و CTA06: W81XWH-13-2-0053. نشاط اقتناء البحوث الطبية للجيش الأمريكي ، 820 شارع تشاندلر ، فورت ديتريك MD 21702-5014 ، هو مكتب منح وإدارة الاستحواذ. الآراء والتفسيرات والاستنتاجات والتوصيات هي آراء المؤلف ولا تقرها بالضرورة وزارة الدفاع. بالإضافة إلى ذلك ، نود أن نعرب عن تقديرنا للدعم المقدم من برامج البحوث الطبية الموجهة من الكونغرس (CDMRP) التابعة لوزارة الدفاع ، وبرنامج أبحاث زراعة الأعضاء الترميمية (RTRP) ، من خلال الجوائز W81XWH-17-1-0280 و W81XWH-17-1-0624 و W81XWH-17-1-0287 و W81XWH18-1-0795. نود أيضا أن نعرب عن تقديرنا لقسم الجراحة التجميلية والترميمية وكلية الطب بجامعة جونز هوبكنز. بالإضافة إلى ذلك ، نود أن نعرب عن تقديرنا لجميع الموظفين البيطريين ، بما في ذلك ميلاني آدامز وكارين جوس وهالي سموت وكايلا شونفيسكي وفيكتوريا ماناهان.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
# 10 شفرةMedlineMDS15110
0.9٪ كلوريد الصوديوم المعقمباكستر   ؛2F7123
0-0 خياطة مطلية ومضفرة غير قابلة للامتصاصCovidienS-196
0-0 خيوط اصطناعية ، أحادية ، خيوط بولي بروبيلين غير قابلة للامتصاصEthicon8690H
1 بوصة شريط طبي3M1548S-1
10 وحدات USP / مل هيبارين دافقبيكتون ، ديكنسون وشركاه306424
3-0 خياطة مضفرة قابلة للامتصاصCovidienSL-636 (إبرة القطع) ، GL-122 (إبرة مستدقة)
3-0 خياطة أحادية قابلة للامتصاصCovidienSM-922 (إبرة قطع) ، CM-882 (إبرة مستدقة)
4-0 أربطة خياطة مطلية ومضفرة غير قابلة للامتصاصEthiconA303H
70٪ إيثانولVedcoVINV-IPA7
ملقط أنسجة AdsonMPM الإمدادات الطبية132-508
ملقط Adson-BrownMPM الإمداد الطبي106-2572
بطانية ووسادة تسخين الهواء3M Bair HuggerUPC 00608223595770
مشبك منشفة BackhausMPM الإمدادات الطبية117-5508
حامل إبرة بنيMPM مستلزمات طبية110-1513
بوبرينورفينPAR الصيدلانية3003408B
سيفازولينحكمة فارماكويتيكا (البرتغال) PLB133-WES / 1
الكلورهيكسيدينالبيطري 501027
ClaveBaxter7N8399
حشوة القطنMedlineNON6027
ملقط DebakeyMPM الإمدادات الطبية106-5015
شريط ضمادة لاصق3MXH002016489
ملقط البعوض هالستيدMPM الإمدادات الطبية115-4612
Hickman CatheterBard Access Systems603710
Hickman Catheter Repair Kit ، 7Fr ، موصلات حمراء وبيضاءBard AccessSystems 0601690 (أحمر) ، 0601680 (أبيض) ، 502017
ملقط مرقئ كيليMPM الإمدادات الطبية115-7014
كيتامينبيطري واحد383010-03
جرعات ليكاتباكستر2B2324X
ماروبيتانت ستراتزويتيس106
مقص مايوMPM مستلزمات طبية103-5014
مقص ميتزينباومMPM مستلزمات طبية132-711
صيدلية بانتوبرازولجيه إتشNDC 0143-9284-10
مقبض شفرة مشرطMedlineMDS10801
Vein Pickتقنيات التسريب SAIVP-10
مرهم العيون البيطريDechraIS4398
XylazineVet One510004
مرن

المراجع

  1. Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
  2. Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M. Central Venous Catheter. StatPearls. , StatPearls Publishing. (2022).
  3. Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
  4. Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
  5. Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
  6. Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
  7. Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224(2020).
  8. Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
  9. Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
  10. Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
  11. Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
  12. Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
  13. da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385(2021).
  14. Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
  15. Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
  16. Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
  17. Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886(2021).
  18. Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of swine for the laboratory. ILAR Journal. 47 (4), 358-363 (2006).
  19. Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
  20. Hughes, H. C. Swine in cardiovascular research. Laboratory Animal Science. 36 (4), 348-350 (1986).
  21. Svendsen, O. The minipig in toxicology. Experimental and Toxicologic Pathology. 57 (5-6), 335-339 (2006).
  22. Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
  23. Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
  24. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475(2013).
  25. Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
  26. Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
  27. Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
  28. Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238(2017).
  29. Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

القسطرة الوريدية المركزيةإدخال القسطرةصيانة القسطرةالوصول إلى الوريد الوداجيمضاعفات القسطرةأبحاث الحيوانات الكبيرةنفاذية القسطرة
استخدام قسطرة هيكمان للوصول إلى الأوعية الدموية على المدى الطويل في نموذج الخنازير قبل السريرية
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.