يمكن استخدام نموذج الخنازير لتروية آلة الحرارة المعيارية للكبد (NMP) ، الموصوف هنا ، بنجاح لدراسة NMP كاستراتيجية حفظ ، وأداة لتقييم الجدوى ، ومنصة لإصلاح الأعضاء. إنه يحمل قيمة انتقالية عالية ، ولكنه يمثل تحديا تقنيا ويتطلب عمالة مكثفة.
يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
يتم استخدام نماذج الخنازير للكبد خارج الموقع التروية الآلية الحرارية المعيارية (NMP) بشكل متزايد في أبحاث الزرع. على عكس القوارض ، فإن كبد الخنازير قريب من البشر تشريحيا وفسيولوجيا ، مع نفس حجم العضو وتكوين الصفراء. يحافظ NMP على طعم الكبد في ظروف قريبة من الفسيولوجية عن طريق إعادة تدوير كريهة الدم الحمراء الدافئة والأكسجين والغنية بالمغذيات من خلال الأوعية الدموية في الكبد. يمكن استخدام NMP لدراسة إصابة نقص التروية وإعادة التروية ، والحفاظ على الكبد خارج الموقع قبل الزرع ، وتقييم وظيفة الكبد قبل الزرع ، وتوفير منصة لإصلاح الأعضاء وتجديدها. بدلا من ذلك ، يمكن استخدام NMP مع نفيوم الدم الكامل لتقليد الزرع. ومع ذلك ، فإن هذا النموذج يتطلب عمالة كثيفة ، ويصعب تقنيا ، ويحمل تكلفة مالية عالية.
في نموذج NMP الخنازير هذا ، نستخدم الكبد التالف الإقفاري الدافئ (المقابل للتبرع بعد موت الدورة الدموية). أولا ، يبدأ التخدير العام مع التهوية الميكانيكية ، يليه تحريض نقص التروية الدافئ عن طريق تثبيت الشريان الأورطي الصدري لمدة 60 دقيقة. تسمح القنولات التي يتم إدخالها في الشريان الأورطي البطني والوريد البابي بتدفق الكبد بمحلول الحفظ البارد. يتم غسل الدم المتدفق بحافظ الخلايا للحصول على خلايا الدم الحمراء المركزة. بعد استئصال الكبد ، يتم إدخال القنيات في الوريد البابي والشريان الكبدي والوريد الأجوف تحت الكبدي وتوصيلها بدائرة نضح مغلقة معدة بموسع البلازما وخلايا الدم الحمراء. يتم تضمين جهاز أكسجين ألياف مجوف في الدائرة ويقترن بمبادل حراري للحفاظ على pO2 من 70-100 مم زئبق عند 38 درجة مئوية. تتم مراقبة التدفقات والضغوط وقيم غازات الدم باستمرار. لتقييم إصابة الكبد ، يتم أخذ عينات من الانتشاب والأنسجة في نقاط زمنية محددة مسبقا. يتم جمع الصفراء عن طريق قنية في القناة الصفراوية المشتركة.
المقدمة
زراعة الكبد هي العلاج النهائي الوحيد لفشل الكبد في المرحلة النهائية. ومع ذلك ، فإن نجاحها محدود بسبب عدم التوازن المستمر بين المرضى المدرجين في قائمة الانتظار وتوافر الأعضاء المانحةالمحتملة 1. لزيادة مجموعة المتبرعين، تم توسيع معايير المتبرعين تدريجيا في العقد الماضي، بما في ذلك عمر المتبرع الأكبر سنا، والتنكس الدهني الدهني، والتبرع بعد الموت الدوري (DCD)2،3. أثناء إجراء DCD ، يعاني الكبد دائما من فترة من نقص التروية الدافئ بين انسحاب العلاج الحافظ على الحياة ، وإعلان الوفاة ، والتبريد والحفظ في الموقع ، مما يؤدي إلى تفاقم إصابة نقص التروية وإعادة التروية (IRI)4. نتيجة لذلك ، يرتبط كبد DCD بزيادة حدوث الخلل الوظيفي المبكر في الطعم الخيفي ومضاعفات القنوات الصفراوية5،6.
بالنسبة لهذه الأكبد المانحة عالية الخطورة ، لا يوفر الحفظ التقليدي مع التخزين البارد الثابت حماية كافية ضد الإير. حتى الآن ، اكتسبت استراتيجيات الحفظ البديلة مثل نضح الآلة الحرارية (NMP) زخما كبيرا. أثناء نضح الآلة القياسية للحرارة ، يتم توصيل الكبد خارج الموقع بدائرة معزولة ويتم تقويته بتعقيم مؤكسج وغني بالمغذيات في درجة حرارة الجسم. تشير التجارب السريرية إلى أن NMP يقلل من إصابة الخلايا الكبدية ، كما ينعكس من انخفاض ذروة إطلاق الترانساميناز والخلل الوظيفي المبكرفي الطعم الخيفي 7. ومع ذلك ، لا يعرف سوى القليل عن بيولوجيا خلايا الكبد خلال NMP8.
كانت النماذج الحيوانية محورية في تطور زراعة الكبد. على عكس نماذج القوارض ، يعتبر الخنزير ذا قيمة انتقالية أعلى لأن كبد الخنزير قريب من البشر تشريحيا وفسيولوجيا ، مع نفس حجم العضو وتكوين الصفراء. ومع ذلك ، فإن نماذج زراعة كبد الخنازير تتطلب عمالة مكثفة ويصعب توحيدها وتحمل تكلفة مالية أعلى بكثير.
يمكن استخدام NMP لكبد الخنزير لخدمة أغراض مختلفة. يمكن تطبيقه لتقليد الزرع خارج الموقع عند استخدام نفوسات الدم الكامل ، للحفاظ على كبد المتبرع في بيئة وقائية مع نفوذة قائمة على خلايا الدم الحمراء المستنفدة للكريات البيض ، لتقييم المؤشرات الحيوية المحتملة التي تتنبأ بوظيفة الكبد خارج الموقع قبل الزرع ، أو كمنصة للتحقيق في العلاج التجديدي9 ، 10 ، 11.
يعد اعتماد نماذج NMP لكبد الخنزير أمرا صعبا ، في حين أن الجوانب التقنية الجراحية والمتعلقة بالتروية نادرا ما يتم وصفها. في مختبر البحث الخاص بنا ، اعتمدنا إعداد NMP الموصوف في الأصل بواسطة Butler et al.12 لتطوير والتحقق من صحة نموذج نضح الكبد المعزول خارج الموقع لمدة 24 ساعة والذي يمكن استخدامه للحفاظ على طعم الكبد للزرع ولتقليد عملية الزرع. هنا ، نصف بروتوكولا خطوة بخطوة. يتم نشر إطار منهجي ومزالق محتملة في مكان آخر9.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
تم إجراء جميع التجارب بعد موافقة لجنة رعاية في KU Leuven وبما يتماشى مع الإرشادات الأوروبية.
1. معلومات
ملاحظة: يتم استخدام ذكور TOPIGS TN70 الخنازير ، الذين تتراوح أعمارهم بين 3 أشهر ، ويبلغ وزن الجسم حوالي 30 كجم ووزن الكبد 600-700 جم في بروتوكول الدراسة هذا.
- حافظ على تحت إيقاع 12 ساعة ليلا / نهارا في حظائر واحدة مع حرية الوصول إلى الطعام وماء الصنبور والاتصال البصري والشمي والسمعي بينهما.
- تأكد من وصول قبل يومين على الأقل من الجراحة لتعتاد على محيطها. قم بصيام الخنازير لمدة 12 ساعة قبل الجراحة مع الوصول المجاني إلى الماء.
ملاحظة: يتم الحفاظ على التخدير مع الأيزوفلوران والمسكن مع الفنتانيل. طوال فترة التخدير ، تتم مراقبة مخطط كهربية القلب وقياس التأكسج النبضي وتصوير الرأسمالية وضغط الدم باستمرار. التجارب نهائية. يتم القتل الرحيم للخنازير عن طريق القتل الرحيم أثناء شراء الكبد تحت التخدير العام المستمر والتسكين الألم.
2. إعداد إعداد التروية
- تركيب مجموعة التروية التي يمكن التخلص منها
- قم بتثبيت الخزان على ارتفاع ثابت أعلى بحوالي 15 سم من وعاء الكبد.
- قم بتوصيل رأس المضخة بالفتحة المخصصة لمضخة الطرد المركزي. قم بتوصيل أنبوب الأكسجين بالأكسجين. قم بتوصيل أنابيب الداخل والتدفق للسخان / المبرد بالفتحات المخصصة على جهاز الأكسجين.
- قم بتركيب صمام قرصة واحد على أنبوب التدفق الخارج أسفل الخزان. قم بتثبيت صمام القرص الثاني على أنبوب التدفق إلى الخزان بعد التوصيل Y ، حيث يقوم الأنبوب الآخر بتغذية الشريان الكبدي.
ملاحظة: سيتحكم صمام القرص الأول في التدفق إلى الوريد البوابي. سيؤدي إغلاق صمام القرص الثاني إلى زيادة التدفق ، وبالتالي الضغط في الشريان الكبدي. - قم بتثبيت مستشعر التدفق البعيد عن صمام القرص الأول على أنبوب تدفق الخزان. قم بتركيب مستشعر التدفق الثاني على أنبوب التدفق إلى رأس المضخة.
ملاحظة: سيقوم مستشعر التدفق الأول بقياس التدفق إلى الوريد البوابي. سيقيس مستشعر التدفق الثاني التدفق الخارج من الوريد الأجوف. - اقطع أنبوب التدفق الخارجي من الأكسجين وأدخل المرشح الشرياني في الاتجاه الصحيح.
ملاحظة: قطع الأنبوب إلى ما لا يزيد عن 2 سم بعد الأكسجين ؛ إذا تركت لفترة طويلة جدا ، فسوف تلتوي عندما يصبح الأنبوب أكثر نعومة عندما يتم تقويته ب 37 درجة مئوية. إذا كان لا يزال يتعطل ، فقم بدعم المرشح الشرياني عن طريق ربطه بدعامة الخزان.
- تركيب أنبوب إعادة تدوير التسرب
- تحتوي مجموعة التروية على أنبوبين بنهاية 3/16 وطرف 1/16. قم بتوصيل الأنبوبين ببعضهما البعض عن طريق إدخال الطرف 1/16 في نهاية 3/16. قم بتوصيل الطرف 3/16 بالخزان.
- قم بتثبيت الأنبوب في مضخة الأسطوانة ، مع مراعاة اتجاه الدوران. قم بإعداد قطر الأنبوب الصحيح واضبط السرعة على 15-18 دورة في الدقيقة (دورة في الدقيقة). ضع الطرف 1/16 في وعاء الكبد وقم بتثبيته إذا لزم الأمر.
- معايرة تحليل غازات الدم المستمرة في الخط
- قم بتشغيل محلل الغاز وحدد معايرة.
- تحقق من الرقم التسلسلي الصحيح على عبوة المستشعر واضغط على موافق.
- أخرج حامل المستشعر الشرياني من الكاسيت وقم بتوصيل المستشعر به بغطاء أزرق في الأعلى وفلتر أبيض في الأسفل.
- قم بفك وإزالة الغطاء الأبيض أسفل الفلتر ؛ لا تقم بفك الفلتر نفسه. قم بفك غطاء التهوية الأزرق في الأعلى ، ولا تقم بإزالته. أدخل المستشعر وحامل المستشعر بإحكام في علبة المعايرة.
- ابدأ المعايرة. عند الانتهاء من المعايرة، قم بإزالة المستشعر وحامل المستشعر من علبة المعايرة. قم بإزالة الفلتر الأبيض في الأسفل وشد غطاء التهوية الأزرق في الأعلى.
- أدخل المستشعر في خط أخذ العينات لمجموعة التروية. لا تبدأ تحليل الغاز حتى يتم تحضير دائرة التروية.
- فتيلة الدائرة
- أدخل خط التسريب في كيس سعة 500 مل من موسع البلازما وقم بتثبيته بالخزان. ضع مشبك أنبوبي على خط تدفق الخزان واملأ الخزان ب 300 مل من موسع البلازما.
- قم بإزالة مشبك الأنبوب واترك موسع البلازما يملأ الدائرة
- قم بإزالة الهواء من رأس المضخة وجهاز الأكسجين. الدائرة مهيأة الآن. قم بتشغيل السخان / المبرد واضبطه على 38 درجة مئوية
- تحضير خطوط التسريب
- اسحب 5 مل (25.000 وحدة واحدة) من محلول الهيبارين 5 U / مل في حقنة سعة 50 مل. ارسم 25 مل إضافيا من محلول كلوريد الصوديوم 0.9٪ للحصول على حجم إجمالي قدره 30 مل من محلول الهيبارين (معدل التسريب: 1 مل / ساعة).
- قم بإذابة 5 جم من توروكولات الصوديوم في 50 مل من 0.9٪ كلوريد الصوديوم واسحبه إلى 450 مل من 0.9٪ كلوريد الصوديوم للوصول إلى تركيز 1٪. هناك حاجة إلى حجم إجمالي قدره 168 مل (معدل التسريب: 7 مل / ساعة).
- اسحب 2 مل (200 وحدة واحدة) من محلول الأنسولين 100 وحدة / مل في حقنة سعة 50 مل. ارسم 28 مل إضافيا من محلول كلوريد الصوديوم 0.9٪ للحصول على حجم إجمالي قدره 30 مل من محلول الأنسولين (معدل التسريب: 1 مل / ساعة).
- ارسم 10 مل من محلول الجلايسين (المخفف) وأضفه إلى قارورة 0.5 مجم من الإيبوبروستينول. باستخدام المرشح الميكروبي الموجود في مجموعة الإيبوبروستينول ، اسحب 5 مل من القارورة التي تحتوي على الإيبوبروستينول المعاد تكوينه بمحلول جلايسين في حقنة سعة 50 مل. ارسم 25 مل إضافيا من محلول كلوريد الصوديوم 0.9٪ للحصول على حجم إجمالي قدره 30 مل من محلول الإيبوبروستينول (معدل التسريب: 1 مل / ساعة).
3. تحريض التخدير
- التخدير
- تحضير حقنة تحتوي على 2 ملغ/كغ زيلازين و8 ملغ/كغ زوليتيل (4 ملغ/كغ تيليتامين و4 ملغ/كغ زولازيبام)، وحقنة تحتوي على 10 مل من 0.9٪ كلوريد الصوديوم، وصمام ثلاثي الاتجاهات، وخط تمديد، وإبرة عضلية 21 جرام.
- ضع الإبرة في عضلة الألوية ، وحقن خليط الزيلازين والتيلامينات ، واغسل خط التمديد بنسبة 0.9٪ كلوريد الصوديوم. بعد 15 دقيقة ، يتم تخدير الخنزير.
- قم بوزن الخنزير ونقله إلى غرفة العمليات.
- تخدير
- قم بتشغيل جهاز التنفس الصناعي
- ضع الخنزير في وضع ضعيف على طاولة العمليات وقم بتثبيت الأطراف.
- قبل الأكسجين باستخدام قناع تهوية يحتوي على 1.5 لتر من O2 و 1.5 لتر من الهواء و 1٪ إيزوفلوران.
- قم بإرفاق مسبار التشبع بالذيل أو الأذن. قم بتوصيل أسلاك مخطط كهربية القلب الثلاثة للمراقبة المستمرة.
- أدخل قسطرة 22 جم في وريد الأذن ، وتوصيلها بصمام ثلاثي الاتجاهات ، وابدأ بالتنقيط من السوائل الوريدية (IV) (البلازميت) بمعدل 400 مل / ساعة.
- ضع حقنة سعة 60 مل مع 50 ميكروغرام / مل من الفنتانيل في مشغل الحقنة الأوتوماتيكي. أعط بلعة 1 مل وابدأ التسريب المستمر بمعدل 0.16 مل / كجم / ساعة.
- قم بإزالة قناع التهوية وإدخال منظار الحنجرة ، ورفع لسان المزمار. أدخل أنبوبا قصغاما في القصبة الهوائية وقم بنفخ البالون لمنع تسرب الهواء. ثبت الأنبوب بشريط لاصق على خطم الخنزير.
ملاحظة: أغلق الأيزوفلوران عند إزالة قناع التهوية. - قم بتوصيل أنبوب القصبة الهوائية بجهاز التنفس الصناعي.
ملاحظة: إعدادات جهاز التنفس الصناعي: حجم المد والجزر 0.4 لتر. 0.5 كيلو باسكال يعني ضغط مجرى الهواء ؛ 2.5 كيلو باسكال ضغط مجرى الهواء ؛ 0.5 كيلو باسكال ضغط الزفير الإيجابي ؛ تردد 15 / دقيقة ؛ 4.7-5.3 كيلو باسكال نهاية المد والجزر ثاني أكسيد الكربون2. - قم بتوصيل الكابنوغراف بالأنبوب الرغامي.
4. الجراحة
- القسطرة الوريدية العميقة والخط الشرياني
- تطهير المجال الجراحي بالبيتادين ووضع الستائر على جانبي خط الوسط.
- قم بعمل شق بطول 7 سم من الجانب الأيسر من الجزء العلوي من القص بشكل جانبي إلى العضلة القصية الترقوية الخشائية ووضع ضام انتصابي.
- تشريح الأنسجة تحت الجلد من العضلات في الاتجاه الجانبي وتحديد الوريد الوداجي الخارجي. تشريح الوريد الحر ، وربط الفروع الجانبية إن وجدت.
- ضع أربطتين 2/0 حول الوريد الوداجي الخارجي واربط الرباط القحفي.
- اقطع الذيلية الوريدية من الرباط المربوط وأدخل 12 قسطرة وريدية فرنسية.
ملاحظة: تأكد من شطف القسطرة الوريدية بمحلول ملحي هيباريني قبل الإدخال. - قم بتثبيت القسطرة بالرباط الثاني. إذا كانت القسطرة الوريدية في وريد الأذن هشة أو صغيرة جدا، فقم بتبديل السائل الوريدي وخطوط الفنتانيل إلى القسطرة الوريدية العميقة. خلاف ذلك ، لا تستخدمه حتى يتم جمع الدم إلى موفر الخلية.
- قم بتشريح الحافة الإنسية للعضلة القصية الترقوية الخشائية واستبدال الضام الانتصابي الذي يفتح المستوى بين العضلة القصية الترقوية الخشائية على الجانب الجانبي والقصبة الهوائية على الجانب الإنسي.
- قم بإزالة الغدة الصعترية لكشف الشريان السباتي. كرر الخطوة 4.1.4 للشريان.
- أدخل الخط الشرياني في الشريان السباتي في اتجاه ذيلية وقم بتثبيته. قم بتوصيل الخط الشرياني بالخط من جهاز مراقبة الضغط.
- تشريح الشريان الأورطي والوريد الأجوف
- إجراء شق البطن في خط الوسط من الخنجري إلى عظم العانة.
ملاحظة: في ذكور الخنازير ، الذيلية من القضيب ، شق 1 سم جانبيا من خط الوسط لتجنب إتلاف مجرى البول تحت الجلد. - تقاطع الرباط السري. ضع ضام البطن. اسحب الأمعاء إلى اليسار بشكل جانبي ورأسي لتصور الشريان الأورطي والوريد الأجوف.
ملاحظة: أمعاء الخنازير غير مستديرة. لذلك ، لا يلزم تعبئة القولون للوصول إلى خلف الصفاق. - قم بتشريح ما يقرب من 3 سم من الشريان الأورطي في جمجمة التشعب الحرقفي وضع رباطين حول الشريان الأورطي.
ملاحظة: يوجد وعاء لمفاوي كبير بالقرب من الشريان الأورطي. احرص على عدم إتلافه لأن ذلك سيؤدي إلى طمس المجال الجراحي وتعقيد التشريح. - قم بتشريح الوريد الأجوف على نفس مستوى الشريان الأورطي وضع رباطين.
- إجراء شق البطن في خط الوسط من الخنجري إلى عظم العانة.
- تسلخ الرباط المعدي والاثني عشر
- ابدأ التشريح في الجانب الجانبي من الرباط المعدي والاثني عشر ، وقم بتشريح القناة الصفراوية المشتركة ، وقم بتطويقها بحلقة وعائية.
- اسحب القناة الصفراوية إلى الجانب الإنسي ، مما يؤدي إلى تعريض الوريد البابي. قم بإزالة عقدة ليمفاوية كبيرة على الجانب الجانبي من الوريد البابي
- تحرير الوريد بوابة نحو البنكرياس; غالبا ما يكون هناك فرع من المعدة والبنكرياس يحتاج إلى ربطه ونقله. تطويق الوريد البابي بحلقة وعاء على جانب الكبد ورباط على جانب البنكرياس. اسحب الوريد البابي بشكل جانبي ، مع التأكد من عدم إغلاقه.
- تحديد الشريان الكبدي المشترك ومحاصرته بحلقة الوعاء.
- تسلخ الشريان الأورطي الصدري
- اسحب الذيلية الكبدية وافتح الجزء الوتري المركزي من الحجاب الحاجز بطنيا من الوريد الأجوف فوق الرحمي. اسحب المريء إلى الجانب الأيمن ، مما يؤدي إلى تعريض الشريان الأورطي الصدري.
- قم بتشريح خالية من الأنسجة المحيطة واحرص على عدم إتلاف الوريد الأزيغوس.
ملاحظة: ليس من الضروري تطويق الشريان الأورطي الصدري. يجب تمديد التشريح بما يكفي لوضع مشبك الأوعية الدموية.
- تحضير موفر الخلية
- قم بتعليق الخزان في الحلقة السوداء ، وقم بإزالة الغطاء من الساق المفردة للمحول ، وقم بتوصيل الأنبوب بمنفذ مخرج 3/8 بوصة في الجزء السفلي من خزان جمع الدم.
- قم بفك غطاء أنبوب الشفط / المضاد للتخثر وقم بتوصيله بأحد منافذ مدخل الدم مقاس 1/4 بوصة على الحافة العلوية لخزان جمع الدم.
- أدخل وعاء مجموعة الغسيل عن طريق التقليب ؛ تأكد من سماع نقرة.
- ضع الأنبوب في مضخة الأسطوانة ومقسم الأنبوب.
- قم بتعليق كيس جمع الدم من سكر العنب من فوسفات السترات (CPDA) -1 على العمود ، وتأكد من إحكام الاتصال.
ملاحظة: تكوين كيس الدم CPDA-1 (63 مل): 2.99 جم / لتر حامض الستريك اللامائي ؛ 26.3 جم / لتر سترات الصوديوم غير الحمضة ؛ 2.22 جم / لتر فوسفات الصوديوم أحادي التهيسرات ؛ 31.9 جم / لتر سكر العنب أحادي الهيدرات ؛ 0.275 جم / لتر الأدينين. - قم بتعليق كيس النفايات على جانب الغسالة (تأكد من إغلاقه بشكل صحيح) وقم بتوصيله بمجموعة الغسيل (الغطاء الأصفر).
- قم بتوصيل كلا الأنبوبين على شكل حرف Y (أغطية بيضاء) بكيس سعة 3 لتر من 0.9٪ كلوريد الصوديوم.
- قم بتوصيل الأنبوب ذو الغطاء الأزرق بأنبوب المحول الموجود أسفل خزان جمع الدم. قم بتشغيل نظام نقل الدم التلقائي.
- قنية الشريان الأورطي والوريد الأجوف
- قم بإدارة 500 وحدة دولية / كجم من الهيبارين واتركها تنتشر لمدة دقيقتين. اربط الرباط الذيلي حول الشريان الأورطي وأدخل 20 قنية فرنسية في الشريان الأورطي وقم بتثبيتها. يتم تكرار نفس الإجراء للوريد الأجوف.
- لتقليد إجراء DCD ، يتم إحداث نقص التروية الدافئ عن طريق تثبيت الشريان الأورطي الصدري لفترة من الوقت ، في هذه الحالة 60 دقيقة.
ملاحظة: أثناء نقص التروية الدافئ ، يتم فتح التصريف الوداجي والوداجي ، ويبدأ جمع الدم إلى موفر الخلية. ينتج عن هذا إفراز الخنزير. - احمرار الكبد
- في نهاية نقص التروية الدافئ ، ابدأ في التدفق البارد بمحلول 2 لتر من محلول الحفاظ على الجليد البارد (4-6 درجات مئوية) من خلال قنية الأبهر ، وقم بتبريد البطن بتطبيق موضعي للثلج الطين.
ملاحظة: أثناء التدفق البارد ، يتم التخلص من كل الدم المتبقي وجمعه إلى موفر الخلية. - عندما يتم مسح أول 2 لتر ، قم بإزالة القنية من الشريان الأورطي ، واربط الرباط على الوريد البابي ، وقم بتقشير الوريد البابي. ثم قم بتثبيته بحلقة الوعاء.
- اغسل الكبد عبر الوريد البابي ب 2 لتر أخرى من محلول الحفظ المثلج البارد (4-6 درجات مئوية).
- في نهاية نقص التروية الدافئ ، ابدأ في التدفق البارد بمحلول 2 لتر من محلول الحفاظ على الجليد البارد (4-6 درجات مئوية) من خلال قنية الأبهر ، وقم بتبريد البطن بتطبيق موضعي للثلج الطين.
- استئصال الكبد
- إزالة الجليد من البطن. تقاطع القناة الصفراوية بالقرب من البنكرياس.
- قم بإزالة قنية البوابة وقسم وريد البوابة. اسحب الأمعاء إلى اليسار لكشف الوريد الأجوف تحت الكبدي.
- تشريح الوريد الأجوف الخالية من خلف الصفاق وتقسيم الجمجمة فقط من الأوردة الكلوية. تشريح الشريان الكبدي المشترك حتى الشريان البطني وأصله من الشريان الأورطي.
ملاحظة: يمكن أن يؤدي قطع الحجاب الحاجز الصحيح إلى تحسين التعرض. - قسم الشريان المعدي والاثني عشر واقطع الشريان البطني بقطعة من الشريان الأورطي. قم بتمرير الثرب الأصغر بالقرب من المعدة في الجمجمة حتى المريء
- قم بتعبئة الكبد الأيسر عن طريق قطع الرباط الثلاثي الأيسر. قطع الحجاب الحاجز على الجانب الأيسر من الوريد الأجوف.
- قم بتعبئة الكبد الأيمن عن طريق قطع الحجاب الحاجز الأيمن من البطن إلى الظهري ، وينتهي بالذيلية فقط من قطع الوريد الأجوف تحت الكبدي.
- قطع الوريد الأجوف فوق الرحميد وقطع أي مرفقات متبقية. الكبد الآن حر. أخرجه وضعه في وعاء به ماء مثلج.
- إجراء الطاولة الخلفية
- وزن الكبد. قم بتدوير الوريد البابي بقنية فرنسية 25 وثبته بالأربطة. قم بتشنيفة الشريان الكبدي باستخدام 14 قنية فرنسية مقواة وتثبيتها بالأربطة.
- قم بتقشير الوريد الأجوف تحت الكبد وضع طرف القنية على المستوى الذي تستنزف فيه الأوردة الكبدية في الوريد الأجوف. تثبيت مع الأربطة.
- ضع خيطا محفظة حول حافة الحجاب الحاجز لمنع النزيف من أي أوردة حجاب الحاجز وربط الوريد الأجوف فوق الحجاب الحاجز.
- قم بإزالة الهواء من قنية البوابة وقم بإجراء تدفق الوريد البابي على الطاولة الخلفية باستخدام 250 مل من موسع البلازما الباردة. تحقق من وجود أي تسريبات.
ملاحظة: تحقق من وجود تدفق كاف للخارج عبر قنية الترنية. - بعد تدفق البوابة ، ضع مشبك أنبوبي على قنية البوابة ، مع ضمان عدم دخول الهواء إلى القنية والوريد البوابي.
- قم بإزالة الهواء من قنية الشريانية وقم بغسل 250 مل من موسع البلازما الباردة عبر الشريان الكبدي. تحقق من وجود أي تسريبات وقم بقص أي فروع جانبية. ضع مشبك أنبوبي على قنية الشرايين والقنية.
5. نضح آلة Normothermic
- الانحيم
- أثناء تحضير الطاولة الخلفية ، أضف خلايا الدم الحمراء المغسولة التي ينتجها موفر الخلية إلى الدائرة للحصول على الهيماتوكريت المطلوب بنسبة 30٪. ابدأ المضخة لخلط خلايا الدم الحمراء مع موسع البلازما. ابدأ محلل الغاز المستمر.
ملاحظة: تركيبة حجم خلايا الدم الحمراء للحصول على الهيماتوكريت المطلوب: (وزن الكبد + حجم التحضير) × الهيماتوكريت / الهيماتوكريت المطلوب بعد الغسيل. يوفر محلل الغاز المستمر أيضا ملاحظات حول درجة حرارة التروية ، والتي تتطابق عادة مع إعداد السخان عند 38 درجة مئوية. - أضف 10 مل من غلوكونات الكالسيوم 10٪ ، و 2 مل من الهيبارين (10.000 وحدة دولية) ، و 750 مجم من السيفوروكسيم في 10 مل من 0.9٪ كلوريد الصوديوم إلى الإنفوز. اضبط خلاط الغاز اليدوي على 0.5 لتر / دقيقة FiO2 من 21٪.
- أثناء تحضير الطاولة الخلفية ، أضف خلايا الدم الحمراء المغسولة التي ينتجها موفر الخلية إلى الدائرة للحصول على الهيماتوكريت المطلوب بنسبة 30٪. ابدأ المضخة لخلط خلايا الدم الحمراء مع موسع البلازما. ابدأ محلل الغاز المستمر.
- بدء التروية
- قم بتشغيل مستشعرات الضغط وأجهزة استشعار التدفق والمضخة الدوارة لإعادة تدوير التسرب.
- ضع الكبد في الوعاء. ضع مشابك الأنبوب على البوابة وأنبوب التدفق الشرياني وأنبوب التدفق الخارج للدائرة ، واقطع الموصل Y.
- قم بتوصيل القنيات بأنابيب التدفق والتدفق الخاصة بها بقطعة اتصال T بينهما. منع الهواء من دخول الدائرة.
- قم بتثبيت صنابير ثلاثية الاتجاهات على قطع التوصيل T وقم بتوصيل خطوط الضغط بها. صفر ضغط على الخطوط وبدء مراقبة الضغط المستمرة.
- اضبط صمامات القرص ، وأغلقها تماما تقريبا ، لمنع التدفقات فوق الفيزيولوجية والإجهاد البطاني.
- ابدأ التروية عن طريق إزالة المشابك الأنبوبية من تدفق البوابة. مباشرة بعد بدء تدفق البوابة ، قم بإزالة المشابك من التدفق الخارج وابدأ تشغيل المضخة. يتم التحكم في سرعة المضخة بالضغط ، لذا استهدف ضغطا في التدفق الصغير بين -5 مم زئبق و -2 مم زئبق. تهدف إلى تدفق بوابة 0.75 مل / دقيقة / غرام من الكبد.
- عندما يكون نضح البوابة مستقرا وتكون ضغوط السوابق كافية ، قم بإزالة المشابك من الأنبوب الشرياني. استهدف الضغط حوالي 55-60 مم زئبق ويتدفق حوالي 0.25 مل / دقيقة / جم الكبد.
- الحفاظ على ديناميكا الدم المستقرة للتروية
- قم بتغطية الكبد بقبة زجاجية أو غلاف بلاستيكي لمنع فقدان الحرارة من السطح.
- إذا كان تدفق البوابة مرتفعا جدا ، فأغلق صمام القرص الموجود على أنبوب تدفق البوابة.
- إذا أصبح ضغط السواف سلبيا للغاية ، يزداد خطر حدوث فراغ داخل الوريد الأجوف. يمكن مواجهة الضغوط السلبية المفرطة عن طريق إبطاء سرعة المضخة. بدلا من ذلك ، تؤدي زيادة التدفق عبر الوريد البابي إلى تقليل ضغط التدفق السلبي عن طريق توفير حجم أكبر للوريد الأجوف.
- إذا كان الضغط الشرياني منخفضا جدا ، فيمكن زيادته عن طريق زيادة سرعة المضخة أو عن طريق إغلاق صمام القرص باتجاه خزان البوابة لدفع المزيد من التدفق عبر أنبوب التدفق الشرياني.
- أخذ العينات
- احصل على عينات الانحيم من الصمام ثلاثي الاتجاهات للتدفق الخارج أو خط أخذ العينات المعين بين الأكسجين وخزان البوابة.
- الحصول على خزعات الإبرة طوال فترة التروية. يجب خياطة ثقوب الإبرة حيث لا يوجد تخثر بسبب الهيبردين في الدائرة.
- اجمع الصفراء عن طريق تثبيت 8 قنية فرنسية في القناة الصفراوية. تأكد من ربط القناة الكيسية.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
يستخدم بروتوكول التروية المقدم التنظيم الذاتي لتدفق الدم في الكبد لتحقيق ظروف ديناميكية الدم المستقرة لمدة تصل إلى 24 ساعة ومحاكاة التوزيع الفسيولوجي لتدفق الدم في الوريد البابي والشريان الكبدي. يمثل الشكل 1 نظرة عامة تخطيطية لدائرة التروية. يوضح الشكل 2 أ توزيعا ثابتا لتدفق الدم ، حيث يساهم الوريد البابي والشريان الكبدي بحوالي 75٪ و 25٪ من إجمالي التدفق الكبدي (يقاس عند مستوى الوريد الأجوف السفلي) ، على التوالي. يوضح الشكل 2 ب مقاو...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
هنا ، قمنا بتفصيل تجربتنا مع NMP لكبد الخنازير. تشمل مزايا هذه التقنية القيمة الانتقالية العالية والتنوع. يمكن تطبيق NMP لكبد الخنازير إما للتحقيق في تقنية الحفظ المحسنة هذه وزيادة فهمها ، أو بدلا من ذلك ، لتقليد الزرع. يسمح هذا الإعداد بالتحكم اليدوي في كل جانب من جوانب التروية ، مما يتيح ضبط كل من ضغط البوابة الشرياني والتدفق بطرق مختلفة.
لمحاكاة الممارسة السريرية في أقرب وقت ممكن ، يتم إجراء استئصال الكبد في الخنزير بشكل مشابه لما يتم إجراؤه في المتبرعين ال...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.
شكر وتقدير
يود المؤلفون أن يشكروا جميع طلاب البحث من كلية الطب في جامعة لوفين المشاركين في هذه التجارب.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| مضخة حقنة Alaris GH Plus | بي دي كير فيوجن | 80023 الأمم المتحدة 01-G | |
| جهاز التخدير | دكتور &أومل. المانيا | تيتوس | |
| قسطرة شريانية كافافيكس سيرتو | براون ، ميلسونجن ، ألمانيا | BRAU4152557 | |
| محلل غازات الدم | مقياس الإشعاع | ABL815 | |
| غلوكونات الكالسيوم 10٪ | براون ، ميلسونجن ، ألمانيا | 570/13596667/1214 | |
| كابنوغراف | دكتور &أومل. المانيا | سيو | |
| موفر الخلية | ميدترونيك | السجل التلقائي | |
| مضخة الطرد المركزي Biomedicus | ميدترونيك | 85315 مراجعة 3.0 | |
| جهاز طرد مركزي روتينا 420R Hettich | VWR | 521-1156 | |
| دائرة التروية المصنوعة حسب الطلب | ميدترونيك | M323901C | |
| مجموعة التخلص من الخلايا التوقف | ميدترونيك | ATLS24 | |
| DLP قنية وريدية أحادية المرحلة ، مستقيمة 20F | ميدترونيك | 66120 | |
| إيبوبروستنول | جلاكسو سميث كلاين بلجيكا, وافر, بلجيكا | فلولان | |
| الفنتانيل يانسن 0.05 مجم / مل | يانسن | هونج كونج -08700 | |
| مستشعر التدفق BioPro TT | إم تك | 12271 | |
| الفورمالديهايد 4٪ | VWR | VWRK4078.9005 | |
| الفريزر -80 درجة ؛ C | نيو برونزويك العلمية | تحت 570-86 | |
| الثلاجه | ليبهر | كأس 3513 | |
| جيلوبلاسما | Fresenius-Kabi ، باد هومبورغ ، ألمانيا | فريفليكس | |
| مبرد سخان | Stö كيرت شيلي ، مجموعة سورين | 16-02-1950 | |
| الهيبارين 5000 IE / مل | ليو فارما ، باليروب ، الدنمارك | هيبارين ليو | |
| قنية الشريان الكبدي | ميدترونيك | بيو ميديكوس 12F | |
| محلول الحفاظ على الأعضاء IGL-1 | معهد جورج لوبيز | IGL-1 / 1000 / D | |
| محلل غازات الدم المدمج | تيرومو | المعايرة 3MCDI 540/CDI 500 | |
| الأنسولين 200 وحدة دولية أكترابيد | نوفو نورديسك ، داغسفيرد ، الدنمارك | ميدي-00018 | |
| إيزوفلوران 1000 مجم / جم بخار استنشاق | شانيل فارما | ايزو فيت | |
| قسطرة وربية إنسيت-دبليو 20 جم | دينار بحريني | 381334 | |
| خزان النيتروجين السائل | متساوي الحرارة KGW | س 22 | |
| Mersilene 250CM M3 USP2 / 0 ليجاباك غير إبرة | جي إن جي الطبية | إف 4503 | |
| ميرسيلين 250 سم M3.5 USP0 ليجاباك غير إبرة | جي إن جي الطبية | إف 4504 | |
| Mersilene 5X70CM M3.5 USP0 غير إبرة | جي إن جي الطبية | EH6935H | |
| Mersilene 6X45CM M3 USP2 / 0 غير إبرة | جي إن جي الطبية | EH6734H | |
| الماصات الصغيرة 1000 µ L | سوكوركس | 82,51,000 | |
| رصد | سيمنز | SC 8000 | |
| بلازماليت فيافلو | باكستر | بلازماليت فيافلو | |
| الوريد البابي الكانولا | مختبرات هادئة | 18F RV-40018 | |
| مستشعر الضغط | Stö كيرت شيلي ، مجموعة سورين | 22-06-2000 | |
| منظم مؤازر الضغط | ميدترونيك | بي إم 9505-2 | |
| برولين 4-0 | جي إن جي الطبية | EH7151H | |
| مضخة الأسطوانة | كوبي سنشري الولايات المتحدة الأمريكية | 468048-000 مراجعة ج | |
| بيكربونات الصوديوم 8.4٪ | براون ، ميلسونجن ، ألمانيا | 362 2339 | |
| توروكولات الصوديوم | سيجما ألدريتش ، برلنغتون ، الولايات المتحدة الأمريكية | 86339 | |
| مشرط جراحي رقم 24 | سوان مورتون | 0211 | |
| قسطرة وريدية ، 3 تجويف. 12 فرن | سهم | AK-12123-F | |
| Vicryl Vio 250CM M2 USP3 / 0 غير إبرة gigapak | جي إن جي الطبية | V1205G | |
| زيلازين 2٪ | VMD الثروة الحيوانية فارما | XYL-M 2٪ | |
| زيناسيف سيفوروكسيم 750 مجم | جلاكسو سميث كلاين بلجيكا, وافر, بلجيكا | مؤتمر الحوار الوطني 0173-0353-32 | |
| زوليتيل 100 | فيرباك | زوليتيل 100 |
المراجع
- Dunson, J. R., Bakhtiyar, S. S., Joshi, M., Goss, J. A., Rana, A. Intent-to-treat survival in liver transplantation has not improved in 3 decades due to donor shortage relative to waitlist growth. Clinical Transplantation. 35 (10), e14433(2021).
- Monbaliu, D., Pirenne, J., Talbot, D. Liver transplantation using donation after cardiac death donors. Journal of Hepatology. 56 (2), 474-485 (2012).
- Croome, K. P., Taner, C. B. The changing landscapes in DCD liver transplantation. Current Transplantation Reports. 7 (3), 194-204 (2020).
- Coffey, J. C., et al. The influence of functional warm ischemia time on DCD liver transplant recipients' outcomes. Clinical Transplantation. 31 (10), (2017).
- Meurisse, N., et al. Outcomes of liver transplantations using donations after circulatory death: A single-center experience. Transplantation Proceedings. 44 (9), 2868-2873 (2012).
- Ruck, J. M., et al. Temporal trends in utilization and outcomes of DCD livers in the United States. Transplantation. 106 (3), 543-551 (2022).
- Nasralla, D., et al. A randomized trial of normothermic preservation in liver transplantation. Nature. 557 (7703), 50-56 (2018).
- Blondeel, J., Monbaliu, D., Gilbo, N. Dynamic liver preservation: Are we still missing pieces of the puzzle. Artificial Organs. 47 (2), 248-259 (2022).
- Gilbo, N., et al. Porcine liver normothermic machine perfusion: Methodological framework and potential pitfalls. Transplantation Direct. 8 (1), e1276(2021).
- Maione, F., et al. Porcine isolated liver perfusion for the study of ischemia reperfusion injury: A systematic review. Transplantation. 102 (7), 1039-1049 (2018).
- Gilbo, N., et al. Coagulation factors accumulate during normothermic liver machine perfusion regardless of donor type and severity of ischemic injury. Transplantation. 106 (3), 510-518 (2021).
- Butler, A. J., et al. Successful extracorporeal porcine liver perfusion for 72 hr. Transplantation. 73 (8), 1212-1218 (2002).
- Eshmuminov, D., et al. An integrated perfusion machine preserves injured human livers for 1 week. Nature Biotechnology. 38 (2), 189-198 (2020).
- Xu, J., Buchwald, J. E., Martins, P. N. Review of current machine perfusion therapeutics for organ preservation. Transplantation. 104 (9), 1792-1803 (2020).
- Martins, P. N., Turco, S. D., Gilbo, N. Organ therapeutics during ex-situ dynamic preservation. a look into the future. European Journal of Transplantation. 1, 63-78 (2023).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
الوسوم
