مقالة منهجية

تأثير مسكن التوينا على نماذج الفئران مع ضغط آلام العقدة الجذرية الظهرية

DOI:

10.3791/65535

⸱

يوليو 14, 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Tuina, Yueyang Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine Affiliated to Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 2Rehabilitation Medicine Department, Yueyang Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine Affiliated to Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 3Department of Tuina, Shuguang Hospital of Shanghai University of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تقدم هذه المقالة تلاعبا لعلاج الضغط المزمن لعقدة الجذر الظهرية في الفئران باستخدام علاج Tuina ، إلى جانب طريقة لتقييم فعاليتها بناء على سلوك الألم والنتائج النسيجية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ألم الأعصاب هو حالة سائدة تؤثر على 6.9٪ -10٪ من السكان وتنتج عن تلف الأعصاب بسبب مسببات مختلفة ، مثل فتق القرص القطني وتضيق القناة الشوكية وتضيق الثقبة الفقرية. على الرغم من أن Tuina ، وهو علاج يدوي صيني تقليدي ، أظهر تأثيرات مسكنة في الممارسة السريرية لعلاج آلام الأعصاب ، إلا أن آلياته البيولوجية العصبية الأساسية لا تزال غير واضحة. النماذج الحيوانية ضرورية لتوضيح المبادئ الأساسية لتوينا. في هذه الدراسة ، نقترح بروتوكول Tuina موحدا للفئران ذات ضغط العقدة الجذرية الظهرية (DRG) ، والذي يتضمن تحفيز ضغط DRG عن طريق إدخال قضيب من الفولاذ المقاوم للصدأ في الثقبة الفقرية ، وإجراء معالجة Tuina بمعلمات محددة للموقع والشدة والتردد في بيئة خاضعة للرقابة ، وتقييم النتائج السلوكية والنسيجية المرضية لعلاج Tuina. تناقش هذه المقالة أيضا الآثار السريرية المحتملة والقيود المفروضة على الدراسة وتقترح اتجاهات للبحث المستقبلي على Tuina.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في البيئات السريرية ، من الشائع ملاحظة الألم المرضي العصبي الناجم عن ضغط جذر العصب لأسباب مختلفة. الشكل الأكثر شيوعا لهذا الألم العصبي هو فتق القرص القطني (LDH) ، والذي غالبا ما يكون مستمرا ومتكررا ويصعب علاجه. يتأثر ما يقرب من 9٪ من سكان العالم ب LDH ، مما يؤدي إلى أعباء اجتماعية واقتصادية كبيرة1. يتزايد حدوث هذا النوع من آلام الأعصاب سنويا ، مع اتجاه نحو المرضى الأصغر سنا ، بسبب التغيرات في الإنتاج البشري ونمط الحياة2. على الرغم من استخدام مسكنات الألم غير الستيرويدية ، لا يمكن تخفيف أعراض المرضى تماما. نتيجة لذلك ، اكتسبت العلاجات البديلة ، مثل Tuina ، لعلاج الألم الناجم عن LDH اهتماما متزايدا.

يوصى على نطاق واسع بالعلاج Tuina ، وهو شكل من أشكال العلاج المحافظ ل LDH ، في العديد من إرشادات الممارسة السريرية في جميع أنحاء العالم لمنع وعلاج آلام أسفل الظهر 3,4. أظهرت الأبحاث أن Tuina يمكن أن يقلل بشكل كبير من العوامل الالتهابية مثل مصل IL-6 ومستويات عامل نخر الورم ألفا (TNF-α) في مرضى LDH مع تحسين آلام المرضى وضعف الوظيفة القطنية5. ومع ذلك ، فإن الآلية المحددة وراء تأثيرات علاج Tuina لتخفيف الألم لا تزال غير واضحة.

النماذج الحيوانية هي أداة قيمة لدراسة آلام الأعصاب الناجمة عن LDH6. أنها تسمح للقياسات السلوكية لتقييم فعالية العلاج Tuina وتقديم عينات من علم وظائف الأعضاء المرضية من LDH. على سبيل المثال ، يمكن أخذ عينات من العقد الجذرية الظهرية في الفخذ للتحقق من التغيرات في خلايا العقدة الجذرية الظهرية. يستخدم الضغط المزمن لنموذج عقدة الجذر الظهرية (CCD) بشكل شائع لتقييم الفسيولوجيا المرضية ل LDH ، لأنه يتسبب في تلف مورفولوجيا خلايا العقدة الجذرية الظهرية التي تتوافق مع التغيرات المرضية التي تظهر في الحالات السريرية لضغط الأعصاب الناجم عن فتق القرص7.

أجرى العديد من العلماء العديد من التجارب على على تسكين العلاج بالابر8،9،10. ومع ذلك ، عند تنفيذ عمليات العلاج بالابر على النماذج الحيوانية ، فإنها غالبا ما تقلد العلاج بالابر البشري. يتأثر التأثير العلاجي للعلاج بالابر بعوامل مثل الحجم والتردد واتجاه القوة المطبقة11،12،13. إذا كانت التجربة تفتقر إلى معيار موحد للعلاج بالابر ، مثل قوة العملية وتكرارها ومدتها ، فقد يتسبب ذلك في بعض الانحراف في النتائج التجريبية. تقدم هذه المقالة مجموعة من خطط العلاج بالابر بناء على خصائص فئران CCD ، وتشجع على تطوير عمليات العلاج بالابر الموحدة في النماذج الحيوانية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تنفيذ هذا العمل في مختبر الألم التابع لمعهد البيولوجيا العصبية في جامعة فودان. تمت الموافقة على التجارب والالتزام الصارم بالمبادئ التوجيهية لحماية المختبر التي وضعتها الجمعية الدولية لدراسة الألم (LASP) لجميع العمليات الجراحية والتعامل مع. تم استخدام فئران Sprague-Dawley (SD) من الدرجة النظيفة ، والتي تتكون من 32 ذكرا تتراوح أعمارهم بين 40-50 يوما ، بمتوسط وزن 220 ± 1.38 جم ، في الدراسة الحالية. تم الحصول على هذه الفئران من مركز التجارب التابع لأكاديمية شنغهاي لعلوم الحياة ، الأكاديمية الصينية للعلوم. تم الاعتناء بالحيوانات بشكل صحيح وإيوائها في غرفة مخصصة ذات تهوية مستقلة ودرجة حرارة منظمة (22 ± 1 درجة مئوية) ورطوبة (40٪ -50٪). كان لدى الفئران إمكانية الوصول إلى ما يكفي من الطعام والماء في أقفاصها. اتبعت غرفة المختبر دورة 12 ساعة من الضوء والظلام للحفاظ على انتظام إيقاعات الساعة البيولوجية للفئران ، واستبدل الموظفون المعينون الحشو بانتظام. تم إجراء الأشعة السينية في قسم الأشعة في مستشفى Yueyang للطب الصيني التقليدي والغربي المتكامل ، التابع لجامعة شنغهاي للطب الصيني التقليدي.

1. المشاركون في الدراسة والتجميع

  1. قم بتعيين 32 فأرا لأربع مجموعات: ساذجة (تحكم) ، وهمية (عملية وهمية) ، CCD (ضغط العقدة الجذرية الظهرية المزمنة) ، و CCD + Tuina (8 فئران / مجموعة). كان للفئران حرية الوصول إلى الطعام والماء في مرافق.
    ملاحظة: لم يكن لدى الفئران الساذجة أي تدخل ، بينما خضعت المجموعة الوهمية لنفس الإجراء الجراحي مثل فئران مجموعة CCD ، ولكن دون ترك قضيب من الفولاذ المقاوم للصدأ على شكل "L" في الثقبة الفقرية L4 و L5. خضعت الفئران في مجموعة CCD لجراحة نموذج ضغط العقدة الجذرية الظهرية المزمنة الكاملة. تلقت الفئران في مجموعة CCD + Tuina علاج tuina بدءا من اليوم الرابع بعد جراحة CCD.

2. إنشاء نموذج حيواني

  1. تطبيق الأيزوفلوران لتخدير الفئران. بمجرد أن تفقد الفئران وعيها (لا يوجد منعكس نفض الغبار عن الذيل أو منعكس ثني الساق) ، احلق الشعر في منطقة الجراحة باستخدام ماكينة حلاقة.
    ملاحظة: تم تطبيق الأدوية المسكنة قبل 15 دقيقة من الجراحة وتم حقن الفئران تحت الجلد بالترامادول 20 مجم / كجم.
  2. ثبت الجرذ على لوح رغوي (انظر جدول المواد) واستخدم الأربطة المطاطية لتأمين أطرافه وقواطعه. امسح المنطقة المحضرة بتحضير معقم من الكحول واليود بالتناوب لمدة لا تقل عن 3 دورات.
  3. أدخل المسبار على شكل حرف "L" (انظر جدول المواد).
    1. استخدم المقص لعمل شق 2-3 سم عبر الجلد واللفافة السطحية واللفافة العميقة طبقة تلو الأخرى. أولا ، حدد موقع العمود الفقري الحرقفي العلوي الأمامي ، والذي يتوافق مع العمود الفقري القطني الخامس. ثم ، حدد بالتتابع العمليات الشائكة الثالثة والرابعة.
    2. قم بتثبيت العملية الشائكة بالملقط المسنن وارفعه للسماح للمقص بأن يكون قريبا من الجانب الأيمن من العملية الشائكة وقطع العضلات المرتبطة بالجانب الأيمن من العملية الشائكة.
    3. ثم ، تشريح بصراحة العضلات المرتبطة بالسطح الخارجي للوحة الفقرية حتى تكون هناك مقاومة للجانب الأيمن. النتوء هو المفصل الزيجابوفيزي. وبالمثل ، تشريح العضلات واللفافة بصراحة على المفصل zygapophysial.
      ملاحظة: سيتم لمس العملية المستعرضة التي تشير إلى اتجاه رأس الجرذ أولا في الجزء الأمامي الخارجي السفلي من المفصل zygapophysial. أسفل العملية المستعرضة توجد الثقبة الفقرية ، المليئة بجذور الأعصاب والأنسجة الرخوة المحيطة بها وليس من السهل العثور عليها عادة.
    4. أولا ، استخدم مسبارا على شكل حرف "L" لتحديد موضع الثقبة الفقرية ، ثم استخدم قضيبا من الفولاذ المقاوم للصدأ على شكل "L" (يجب أن يكون قطره 0.4 مم وطوله 4 مم) لإدخاله في الثقبة الفقرية.
    5. إذا تم ضغط العقدة الجذرية الظهرية بنجاح ، فسيظهر الجرذ نقرة الذيل ومنعكس ثني الساق. أدخل قضيب الفولاذ المقاوم للصدأ في الثقبة الفقرية القطنية الرابعة والخامسة. ثم ، خياطة (3-0 ، انظر جدول المواد) العضلات واللفافة والجلد طبقة تلو الأخرى.
  4. ضع الجرذ في صندوق ثرموستاتي حتى يستيقظ. بعد الاستيقاظ ، لاحظ ما إذا كانت وظيفة الطرف الخلفي الأيمن للفأر طبيعية. إذا كان هناك سحب ، فهذا يعني أن العملية قد أصابت الأعصاب الحركية ، ويجب التخلص من الفئران. إذا كانت وظيفة الطرف الخلفي الأيمن طبيعية ، يمكن استخدام الفئران ووضعها في قفص للتغذية.

3. علاج توينا

  1. إنشاء بيئة مريحة: قبل البدء في علاج Tuina ، تأقلم الفئران في المقيد لمدة 30 دقيقة للسماح لها بالتكيف (الشكل 1). يمكن لهذا الجهاز كشف فخذ الجرذ بالكامل وشل حركته ، مما يسهل مناورات Tuina (انظر جدول المواد).
    ملاحظة: يجب الحفاظ على درجة الحرارة في غرفة العلاج بين 22-26 درجة مئوية ، ويجب أن تكون الرطوبة بين 40٪ -50٪.
  2. توحيد Tuina: تأكد من أن المعالجين يرتدون أكمام أصابع لاسلكية يمكنها مراقبة ضغط وتواتر Tuina وتوفير بيانات التغذية الراجعة في الوقت الفعلي. أولا ، تدرب على Tuina مع بيانات التغذية المرتدة لأكمام الأصابع ، واضبط القوة على 5 N والتردد إلى 2 هرتز. بعد ذلك ، قم بإجراء نفس المناورات على الفئران ، مع الحفاظ على قوة وتردد ثابتين طوال الإجراء (الشكل 2).
    ملاحظة: بناء على عملنا السابق ، فإن قوة الضغط المثلى المحسوبة هي 5 N (انظر قسم المناقشة للحصول على التفاصيل).
  3. تحديد نقطة الإبر: حدد عضلة الساق في الطرف الخلفي الأيمن كمنطقة توينا للفأر ، عند تقاطع رأسي عضلة الساق ، تقريبا في موقع BL5714.
  4. أداء Tuina: تأكد من أن المعالج يواجه الجانب الخلفي من فخذ الجرذ ويحمل الطرف الخلفي الأيمن للفأر مع طرفه العلوي الأيمن. ضع الإبهام عموديا على نقطة الوخز BL57 ، وتأكد من أن الساعد والأصابع يمارسان القوة لأداء حركة دورانية إيقاعية صغيرة المدى أثناء تطبيق ضغط 5 N (الشكل 3).
  5. أثناء العلاج ، تأكد من أن قوة ردود الفعل المعالجة وتكرارها تتوافق مع القيم المحددة مسبقا. ابدأ التدخل من اليوم الرابع بعد الجراحة ، مع إجراء Tuina مرة واحدة يوميا لمدة 15 دقيقة ، بشكل مستمر لمدة 18 يوما.

4. الاختبار السلوكي للألم

ملاحظة: تم إجراء الاختبارات السلوكية قبل النمذجة ، وبعد النمذجة ، في يوم التدخل 1 ، ويوم التدخل 3 ، ويوم التدخل 7 ، ويوم التدخل 14 ، ويوم التدخل 17 ، ويوم التدخل 21.

  1. قم بإجراء عتبة استجابة التحفيز الميكانيكي (عتبة سحب Paw ، PWT) باتباع الخطوات أدناه (الشكل 4).
    1. استخدم طريقة فون فراي لاختبار عتبة الاستجابة للتحفيز الميكانيكي في أقدام الفئران. ضع الفئران في حجرة زجاجية شفافة بقياس 20 سم × 10 سم × 20 سم ، والتي تم وضعها على حامل شبكة سلكية معدنية بفتحات 10 مم × 10 مم على ارتفاع 40 سم. حافظ على درجة حرارة الغرفة عند 23 ± 2 درجة مئوية ، والبيئة المحيطة هادئة.
    2. قم بقياس عتبة السحب الميكانيكية باستخدام ألياف Von Frey الإلكترونية (انظر جدول المواد). تحفيز مركز قدم الجرذ حتى يتحرك بشكل ملحوظ ، مثل رفع الساق أو تجنبها. تسجل الماكينة قيمة الضغط القصوى (N) تلقائيا.
    3. انتظر لمدة 15 ثانية أو أكثر قبل تحفيز نفس الجرذ مرة أخرى. حافظ على كل تحفيز أقل من 5 ثوان لمنع التحسس اللمسي في مخالب الفئران. كرر الاختبار خمس مرات حتى تختلف القياسات الثلاثة المتتالية بأقل من 10 نيوتن.
  2. أداء كمون سحب مخلب (PWL) استجابة للتحفيز الحراري (الشكل 5).
    1. قم بتقييم PWL باستخدام طريقة Hargreaves15,16. ضع الفئران في غرفة صغيرة مصنوعة من الزجاج المقسى الشفاف ، بقياس 20 سم × 10 سم × 20 سم ، مع غطاء زجاجي شفاف مع فتحة تهوية. سخني المنطقة المركزية للغطاء الزجاجي إلى 45 درجة مئوية باستخدام لوحة تسخين حتى تصل إلى درجة حرارة ثابتة.
    2. خلال مرحلة الاختبار السلوكي ، تأقلم الفئران مع المختبر السلوكي لمدة 2 ساعة على الأقل كل يوم لتقليل تأثير العوامل البيئية على نتائج الاختبار.
    3. قبل الاختبار الرسمي ، ضع الفئران في المختبر السلوكي لمدة 30 دقيقة للسماح لها بالتكيف مع البيئة وتقليل التداخل.
    4. سخني لوح التسخين إلى 45 درجة مئوية ، وضع الأطراف الخلفية للفأر على لوح التسخين.
    5. تم تعريف كمون سحب المخلب (PWL) على أنه الوقت من بداية التسخين إلى ظهور منعكس سحب المخلب استجابة للتحفيز الحراري. في كل اختبار ، اختبر نفس الطرف الخلفي ثلاث مرات متتالية ، ومتوسط القيمة للحصول على زمن استجابة هذا الطرف الخلفي. بعد الاختبار ، أعد الفئران إلى أقفاصها للتغذية.

5. التروية

  1. التحضير: تحضير محلول ملحي 0.9 ٪ ومحلول بارافورمالدهيد 4 ٪ مقدما. ضع المحلول الملحي في فرن مضبوط على درجة حرارة ثابتة تبلغ 37 درجة مئوية ، وقم بتخزين محلول بارافورمالدهيد في الثلاجة على حرارة 4 درجات مئوية لاستخدامه لاحقا.
  2. أداء التخدير وإنشاء الوصول.
    1. ابدأ بحقن 25٪ يوريتان (0.6 مل / 100 جم ، انظر جدول المواد) في تجويف بطن الفئران للحث على التخدير العميق. انتظر حتى لا يلاحظ أي إصبع قدم أو قرنية أو منعكس تحول. إصلاح الفئران على لوحة رغوة.
    2. قطع عظم الصدر بالمقص وفتح الجلد واللفافة طبقة تلو الأخرى. قطع الحجاب الحاجز وقطع الأضلاع على كلا الجانبين لفضح القلب بالكامل. افصل بعناية التامور. افصل الرئتين عن القلب.
    3. استخدم الملقط لسحب الشريان الأورطي وكشفه عن طريق سحب القلب نحو نفسه. قم بمحاذاة الإبرة والبطين الأيسر والشريان الأورطي في خط مستقيم وعلى نفس المستوى الأفقي. ثم أدخل الإبرة من البطين الأيسر في الشريان الأورطي حتى تصبح الإبرة مرئية داخل الشريان الأورطي.
    4. استخدم ملقط لتثبيت الشريان الأورطي والإبرة داخل الشريان الأورطي ، ثم اقطع الأذين الأيسر بالمقص. في هذا الوقت ، سوف تندفع كمية كبيرة من الدم من الأذين الأيسر. افتح صمام المحلول الملحي وقم بتوصيل الحقن الملحي بمحلول ملحي غزير 37 درجة مئوية ، ليصبح المجموع حوالي 150-200 مل.
  3. بعد اكتمال التروية الملحية ، قم بالتبديل إلى محلول بارافورمالدهيد 4٪ وقم بتعطيره بمحلول بارافورمالدهايد 4٪ ليصبح المجموع حوالي 400 مل عند 4 درجات مئوية. عند بدء نضح بارافورمالدهايد ، أمسك الأسنان الأمامية للفأر بزوج واحد من الملقط واسحبها للأمام ، مع إمساك الذيل بيد واحدة وسحبه للخلف ، وهو أمر مفيد لتمديد العمود الفقري بالكامل وزيادة الثقبة الفقرية لتسهيل أخذ عينات DRG.
  4. أثناء التروية ، يتحول كبد الفئران والمساريق والثرب الأكبر تدريجيا إلى لون باهت حتى يصبح الكبد متصلبا. بعد ذلك ، قم بإبطاء معدل التدفق وتعديله إلى حوالي 2 قطرات في الثانية حتى يتم ترشيح كل بارافورمالدهيد.

6. جمع العقدة الجذرية الظهرية

ملاحظة: بعد التروية ، قم بقطع الجزء القطني من العمود الفقري للفئران بسرعة. حدد موقع الثقبة الفقرية L5 و L4 عن طريق توصيل أعلى نقاط القمة الحرقفية على كلا الجانبين بعملية L5 القطنية الشوكية باستخدام طريقة تحديد المواقع هذه ، وإزالة العقدة الجذرية الظهرية من الثقبة الفقرية. طريقة التجميع المحددة هي كما يلي:

  1. من مدخل القناة الشوكية (القناة الشوكية الصدرية) ، أدخل المقص في القناة الشوكية وقطع الصفيحة على كلا الجانبين حتى يمكن إزالة جميع الصفيحات بالكامل ، مما يعرض القناة الشوكية بأكملها.
    ملاحظة: احرص على عدم إتلاف الحبل الشوكي وجذور الأعصاب خارج القناة الشوكية عند قطع الصفيحة.
  2. قم بإزالة الحبل الشوكي والرباط الطولي الخلفي بعناية. افصل الأم الجافية المتصلة بالثقب الداخلي للثقبة الفقرية.
  3. استخدم ملقط العيون لتثبيت وسحب عقدة الجذر الظهرية ، والتي تتشكل مثل اللؤلؤ وصفراء قليلا.
    ملاحظة: نظرا لهشاشة الأنسجة العصبية وضعف صلابتها ، من الضروري فهم القوة وسحب الاتجاه عند سحب عقدة الجذر الظهرية وعدم استخدام القوة الغاشمة.
  4. عند سحب عقدة الجذر الظهرية ، تأكد من تنظيف الأنسجة الرخوة المحيطة ، بما في ذلك الأم الجافية والعنكبوتية ، مقدما لتسهيل السحب السلس لعقدة الجذر الظهري.
  5. ضع عقدة الجذر الظهري على ورق ماص ، واقطع المحور بشفرة ، ونظف الأوعية الدموية على سطح عقدة الجذر الظهري.
  6. بعد التشذيب ، قم بوزن عقدة الجذر الظهري واغمرها في محلول بارافورمالدهايد 4٪ بتركيز 4٪ ودرجة حرارة 4 درجات مئوية لفترة كافية ، عادة حوالي 2-4 ساعات ، ثم انقل عقدة الجذر الظهري إلى 10٪ و 20٪ و 30٪ محلول سكروز PB (4 درجات مئوية) محضر مسبقا للجفاف التدريجي.

7. التقسيم بالتبريد

  1. ابدأ بوضع عقدة الجذر الظهرية في محلول 0.01 M PBS. رجيها لمدة 10 دقائق ثم اغسلي محلول السكروز. تقليم بعناية الألياف المحورية لكلا الجزأين من العقد الجذر الظهري. قم بتنظيف رأس التجميد لآلة القطع بالتبريد وأضف مركب درجة حرارة القطع المثلى (OCT) إليه (انظر جدول المواد).
  2. ضع رأس التجميد على سطح غلاف معدني يحتوي على نيتروجين سائل ، وانتظر حتى يتم تجميد الأنسجة ، وقم بإزالته ، وقم بقصه بشكل مسطح. بعد ذلك ، ضع رأس التجميد على قاعدة القطاعة. يجب أن يكون سمك شرائح العقد الجذرية الظهرية 15 مم. رتبي المقاطع الرفيعة المقطعة في صندوق خشبي بالترتيب واحفظيها في ثلاجة على حرارة -20 درجة مئوية، بعيدا عن الضوء.

8. تلطيخ الهيماتوكسيلين واليوسين

  1. ضع الأقسام لمدة 2 دقيقة في الزيلين ، وقم بتجفيفها في سلسلة من الكحوليات ، بما في ذلك 100٪ و 95٪ و 80٪ و 70٪ لمدة دقيقتين لكل منهما. ثم ضع الأقسام 2 دقيقة في الماء المقطر ، 1 دقيقة في الهيماتوكسيلين ، قم بإجراء 5 دقائق من شطف ماء الصنبور ، وقم بإجراء التمايز في محلول كحول ملحي 1٪ لمدة 30 ثانية ، تليها 30 ثانية في كربونات الليثيوم المشبعة.
  2. بعد ذلك ، ضع الشرائح لمدة 2 دقيقة في الماء المقطر وماء الصنبور ، و 5 دقائق في محلول eosin (0.5٪) ، وشطف سريع لمدة 1 دقيقة في الماء المقطر ، وجولتين مدة كل منهما 2 دقيقة في 95٪ و 100٪ كحول ، و 30 ثانية في 100٪ زيلين مع إضافة بيكربونات الصوديوم ، وثلاث جولات مدة كل منها 3 دقائق في الزيلين ، وأخيرا ، ختم مع بلسم محايد (انظر جدول المواد).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يمكن أن يساعد علاج Tuina في تقليل عتبات التحفيز الميكانيكي والحراري للفئران الناتجة عن نمذجة CCD
بعد 17 يوما من العلاج ب Tuina ، لوحظ اختلاف كبير في عتبات PWT بين فئران CCD التي تتلقى علاج Tuina ومجموعة CCD غير المعالجة (P = 0.021 ، <0.05) (الشكل 6 والجدول 1).

أظهرت الفئران في مجموعة CCD التي تتلقى علاج Tuina تحسنا في عتبة الألم من بداية العلاج ، وتم العثور على فرق كبير في عتبة الألم الحراري بين مجموعة CCD والمجموعة...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أجرت مجموعتنا البحثية دراسات ذات صلة حول معايير التلاعب Tuina في مرحلة مبكرة. أولا ، من المهم ضبط شدة القوة للتلاعب Tuina. في Tuina السريرية ، يقوم الممارسون بضبط شدة القوة وفقا لتجربتهم ومشاعر المرضى الذاتية ، وتحقيق أفضل تأثير Tuina من خلال التواصل. ومع ذلك ، هذا غير ممكن في التجارب على. في التجارب على ، يتم استخدام "عتبة الاستجابة" لتحديد شدة التلاعب Tuina. يحكم هؤلاء على ما إذا كانت قوة Tuina المطبقة مناسبة بناء على الاستجابة الغريزية للحيوان. استخدم راندال17 هذه الطريقة لدراسة سلوك الألم في ن...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل من قبل مشروع بناء التخصصات السريرية الحرجة في شنغهاي (رقم المنحة: Shslczdzk04001) ؛ برنامج الإبحار التابع للجنة شنغهاي للعلوم والتكنولوجيا (رقم المنحة: 22YF1444300) ؛ مشاريع ضمن ميزانيةجامعة شنغهاي للطب الصيني التقليدي (رقم المنحة: 2021LK091).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
قضيب من الفولاذ المقاوم للصدأ "L" (بطول 4 مم وقطره 0.4 مم)مصنوع يدويا/لنماذج CCD التي تصنع
جهاز قياس ALMEMOahlborn2450-1عتبة الانسحاب الميكانيكي
قطاعة درجة حرارة ثابتة CM-1900Leica1491950C1USلإنتاج العينات
مطهر (اليود) 100 مل / زجاجةLIRCON / Shandong Lilkang/للتطهير
حقنة معقمة يمكن التخلص منها 5 ملشنغهاي ميشا وا الصناعةالطبية/للحقن
المجهر الإلكتروني CX-31أوليمبوس ، اليابانBJ002318لمراقبة العينة
تسجيلات ضغط الإصبع SuzhouChangxian Optoelectronic TechnologyCX1003wلمعالجة Tuina
لوح رغوة (35 سم × 20 سم)مصنوع يدويا/إنه أجهزتنا محلية الصنع لتثبيت الفئران
MERSILK W2512Johnson & جونسون/لخياطة الأنسجة
كاشف كيميائي للبلسم المحايدسينوفارم10004160لإنتاج العينات
الكاشف الكيميائي الوطني الصيني بارافورمالديهايد/لإنتاج العينات
البنتوباربيتال الصوديومسيجما-ألدريتشP3761لتخدير جهاز اختبار الأخمص الفئران
(طريقة هارجريفز) للفئران والجرذانIITC Life العلوم/زمن انتقال الكمون
مقياس إلكتروني دقيق للتجربة JY3002شنغهاي أداة علمية دقيقة/
ماكينة قص شعر الفئرانPhilipsHP6341 / 00حلاقة فرو الفئران
مقبس للفئرانجامعة تونغجي (عصامي)/إنه جهاز محلي الصنع من صنع جامعة تونغجي ، والذي يمكنه شل حركة الفئران بشكل فعال وكشف أطرافها الخلفية بالكامل.
Tissue-Tek O.C.T. مركبساكورا4583لإنتاج العينات الكاشف
الكيميائي الوطنيالأوراتانيالصيني /لتخدير كاشف الأشعة السينية للفئران
XR-600Dongguan Kaso التكنولوجيا الإلكترونية/فحص نماذج CCD
زيلينشنغهاي Sinopharm Group100092لإنتاج العينات
اختبار بالمخلب وزن

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Vos, T., et al. national incidence, prevalence, and years lived with disability for 328 diseases and injuries for 195 countries, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. The Lancet. 390 (10100), 1211-1259 (2017).
  2. Amin, R. M., Andrade, N. S., Neuman, B. J. Lumbar Disc Herniation. Current Reviews in Musculoskeletal Medicine. 10 (4), 507-516 (2017).
  3. Stochkendahl, M. J., et al. National Clinical Guidelines for non-surgical treatment of patients with recent onset low back pain or lumbar radiculopathy. European Spine Journal. 27 (1), 60-75 (2018).
  4. Bostelmann, R., Steiger, H. J. Comment on "An evidence-based clinical guideline for the diagnosis and treatment of lumbar disc herniation with radiculopathy". The Spine Journal. 14 (9), 2273(2014).
  5. Tang, J., et al. Effect of bone-setting massage combined with acupuncture and moxibustion on simple lumbar disc herniation and its effect on pain and sensory disorder of lower limbs. Chinese Archives of Traditional Chinese Medicine. 38 (10), 244-247 (2020).
  6. Lin, X. -Y., Yang, J., Li, H. -M., Hu, S. -J., Xing, J. -L. Dorsal root ganglion compression as an animal model of sciatica and low back pain. Neuroscience Bulletin. 28 (5), 618-630 (2012).
  7. Shi, C., et al. Animal models for studying the etiology and treatment of low back pain. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 36 (5), 1305-1312 (2018).
  8. Zhao, X. -y, et al. Effect of Tuina on the expression of TNF-α,IL-6,TGF-β1 and CTGF in the degenerative tissue of rabbits′lumbar intervertebral disc. Journal of Chengdu Medical College. 14 (6), 741-745 (2019).
  9. Zhang, L., Li, Z. -y, Yu, Z. -y, Yue, X. -y, Fu, R. -y Effect of GABA and GABAAR in analgesic loop of CCI rats by pressing manipulation based on "Taking Tenderness as Acupoints" theory. Journal of Shanghai University of Traditional Chinese Medicine. 28 (3), 50-53 (2014).
  10. Long, B. -cal, et al. Analgesic effect of massage on rats with neuropathic pain and its mechanism. Guangxi Medical Journal. 44 (17), 2003-2009 (2022).
  11. Al-Bedah, A., Ali, G., Aboushanab, T., Qureshi, N. Tui Na (or Tuina) massage: A minireview of pertinent literature, 1970-2017. Journal of Complementary and Alternative Medical Research. 3, 1-14 (2017).
  12. Au, D. W. H., et al. Effects of acupressure on anxiety: a systematic review and meta-analysis. Acupuncture in Medicine: Journal of the British Medical Acupuncture Society. 33 (5), 353-359 (2015).
  13. Hsiung, W. -T., Chang, Y. -C., Yeh, M. -L., Chang, Y. -H. Acupressure improves the postoperative comfort of gastric cancer patients: A randomised controlled trial. Complementary Therapies in Medicine. 23 (3), 339-346 (2015).
  14. Wu, S., et al. Neural interconnection between acupoint "Chéngshān (BL57)" and sciatic nerve in the rat. World Journal of Acupuncture - Moxibustion. 31 (2), 129-135 (2021).
  15. Banik, R. K., Kabadi, R. A. A modified Hargreaves method for assessing threshold temperatures for heat nociception. Journal of neuroscience methods. 219 (1), 41-51 (2013).
  16. Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. Assessment of Thermal pain sensation in rats and mice using the hargreaves test. Bio-protocol. 7 (16), e2506(2017).
  17. Randall, L. O., Selitto, J. J. A method for measurement of analgesic activity on inflamed tissue. Archives Internationales De Pharmacodynamie Et De Therapie. 111 (4), 409-419 (1957).
  18. Yan, J. -t Science of Tuina. , Traditional Chinese Medicine Publishing House. (2003).
  19. Himes, B. T., Tessler, A. Death of some dorsal root ganglion neurons and plasticity of others following sciatic nerve section in adult and neonatal rats. The Journal of Comparative Neurology. 284 (2), 215-230 (1989).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة